李姗姗，张俊娟，杨雪娟，韩俊华，Moneta Jadwiga，张柏林,2，裴家伟

(1.河北农业大学食品科技学院，河北保定 071001；2.北京林业大学食品科学系,北京 100083；3.河北科技大学生物科学与工程学院,石家庄 050018；4.罗兹技术大学发酵工程与工业微生物系,波兰罗兹)

益生乳杆菌的筛选研究

李姗姗1，张俊娟1，杨雪娟1，韩俊华3，Moneta Jadwiga4，张柏林1,2，裴家伟1

(1.河北农业大学食品科技学院，河北保定 071001；2.北京林业大学食品科学系,北京 100083；3.河北科技大学生物科学与工程学院,石家庄 050018；4.罗兹技术大学发酵工程与工业微生物系,波兰罗兹)

以分离保存的15株乳杆菌为研究对象，从中筛选益生乳杆菌两株。通过检测乳杆菌的疏水性和自聚性，得到表面疏水性和自聚性均较高的菌株为Ind-3、CH10和M8。其中，乳杆菌CH10和M8在模拟胃肠环境下活菌数均达到106mL-1以上。通过灌胃乳杆菌CH10和M8，表明小鼠体重增加明显高与对照组，且实验组小鼠粪便中的β-半乳糖苷酶活性明显高于对照组。灌胃两株乳杆菌后，小鼠肠道内双歧杆菌与乳杆菌活菌数提高了，且肠杆菌、肠球菌和产气荚膜梭菌的生长繁殖受到不同程度的抑制，而对照组无明显变化。结果表明筛选出的两株乳杆菌可以促进小鼠对营养物质的吸收，提高肠道内有益菌的数量，抑制有害菌的生长繁殖，或许能够改善寄主肠道的微生态环境。

乳杆菌，筛选，肠道菌群

0 引言

益生菌是指能够以一定数量存活并定植于宿主肠道内，通过调节肠道菌群平衡，对宿主健康发挥有益作用[1-3]，黏附定植于宿主肠道的能力是筛选优良益生菌菌株的重要指标之一[4]。通过评价菌株的表面疏水性和自聚集性，可以初步推断菌株黏附能力的高低[5-6]。菌株在肠胃环境下的耐受能力也是反映其益生能力的重要指标之一[7-8]。益生菌活菌数只有达到106mL-1以上才能发挥其作用[9-10]，此外，通过宿主粪便微生物优势种类的变化可以反映外源服用益生菌对菌群的调节效果[11-12]。

综上，本文选择了15株来源于不同食品中的乳杆菌菌株，评价了这些菌株的体外粘附效果，胃肠道环境的耐受性，以及口服这些菌株后宿主肠道粪便微生物中优势种类的变化，以期为益生菌菌株的筛选和应用提供依据。

1 实验

1.1 材料

供试菌株：供试乳杆菌菌株共15株（见表1），主要来源于面肥、泡菜、干酪等发酵性食品。

表1 实验菌株

试剂：过氧化氢，分析纯，二甲苯，分析纯，胃蛋白酶，胰蛋白酶，牛胆酸盐，脱脂乳。

纯种昆系小白鼠。

培养基：乳杆菌采用MRS培养基培养；亚硫酸盐-多粘菌素-磺胺嘧啶琼脂培养基（SPS），用于产气荚膜梭菌的选择性培养和计数；VRBDA肠杆菌选择性培养基，用于肠杆菌的选择性培养和计数；Pfizer肠球菌选择性琼脂(PSE琼脂)，用于肠球菌的计数培养；BBL琼脂培养基，用于双歧杆菌的选择性培养和计数。

1.2 方法

1.2.1 菌体的活化培养

将冷冻干燥的供试菌株（参见表1）转接于MRS液体培养基中，37℃培养24 h，以2%的接种量传代两次，37℃培养18 h,供实验使用。

1.2.2 菌株疏水率测定

取培养18 h的菌液10 mL,6 000 r/min离心10 min，收集菌体，用PBS缓冲液洗涤两次，调整受试菌体数至108mL-1（以PBS缓冲液为空白对照，600 nm下细胞悬浮液吸光值A0约为1.0）。取2 mL菌体悬液，加入400 μL二甲苯，振荡，静置5 min，分层，取水相，以PBS缓冲液为空白对照，600 nm下测量吸光值A，记录，每个样品做3个重复取平均值记录结果。

菌株表面疏水率计算公式：疏水率H=[（A0-A）/ A0]×100%)。

1.2.3 菌株自聚集性测定

取培养18 h的菌液10 mL，6 000 r/min离心10 min，收集菌体，用PBS缓冲液洗涤两次，调整受试菌体数至108mL-1（以PBS缓冲液为空白对照，600 nm下细胞悬浮液吸光值A0为1.0左右）。取调整浓度后的菌悬液4 mL，振荡10 s，室温静置。每隔一小时取0.1 mL上清移至有3.9 mL的PBS缓冲液的试管中，振荡10 s，并以PBS缓冲液为空白对照，测定该菌悬液在600 nm处的吸光值（At）,记录，每个样品做3个重复取平均值记录结果。

自聚集性计算公式：自聚集性%=[（A0-At）/A0]× 100%。

1.2.4 菌株胃肠环境耐受性测定

（1）耐酸性实验。按2%接种量接种至20 mL MRS液体培养基中，37℃培养18 h，6 000 r/min离心10 min，收集菌体，用灭菌后盐酸溶液（以20 mL，质量分数为0.85%的生理盐水为基础,用体积分数37%的盐酸将其调至pH值为2.5）调整菌体数至108mL-1，37℃分别培养0，1，2，3，4，5，6 h后取样，以将菌体加入20 mL灭菌生理盐水作为对照，活菌计数方法参见文献[13]。

按2%接种量接种至20 mL的MRS液体培养基中，37℃培养18 h，6 000 r/min离心10 min，收集菌体，用灭菌后的牛胆酸钠溶液（以20 mL，0.85%的生理盐水为基础加入牛胆酸钠，将牛胆酸钠溶液浓度调整至0.3%，pH值为6.8）调整菌体数至108mL-1，37℃培养0，1，2，3，4，5，6 h后取样，以将菌体加入20 mL灭菌生理盐水作为对照，活菌计数方法参见文献[13]。

（2）胃蛋白酶耐受性测定。按2%接种量接种至20 mL的MRS液体培养基中，37℃培养18 h，6 000 r/min离心10 min，收集菌体，将灭菌后的模拟胃液（以20 mL，质量分数为0.85%的生理盐水为基础，用体积分数37%的盐酸将其调至pH值为2.5，灭菌后加入质量浓度为5 g/L的无菌胃蛋白酶溶液）调整菌体数至108mL-1，37℃分别培养0、1，2，3，4，5，6 h后取样，以将菌体加入20 mL灭菌生理盐水作为对照，活菌计数方法参见文献[13]。

（3）胰蛋白酶耐受性测定。按2%接种量接种至20 mL的MRS液体培养基中，37℃培养18 h，转速为6 000 r/min下离心10 min，收集菌体，将灭菌后的模拟肠液（以20 mL，质量分数为0.85%的生理盐水为基础加入质量浓度为10 g/L的无菌胰蛋白酶溶液）调整菌体数至108mL-1，37℃培养0，1，2，3，4，5，6 h后取样，以将菌体加入20 mL灭菌生理盐水作为对照，活菌计数方法参见文献[13]。

1.2.5 菌株对小鼠生长及其肠道菌群的影响

（1）菌悬液制备。按照2%的接种量接入1 000 mL MRS液体培养基中，37℃厌氧培养18 h，离心收集菌体，无菌生理盐水离心洗涤2次，将菌体沉淀悬浮于灭菌的12%脱脂乳中，调整菌体数至1×109mL-1。

（2）实验动物分组。将小鼠随机分笼，自由采食饮水，控制一定的温度（23±2）℃，湿度（47±2）%，预饲养6 d。之后每隔一天称重一次，随机平均分成3组，分别为对照组、M8灌胃组、CH10灌胃组，每组8只小鼠。

（3）灌胃。每日上午10时，对各组小鼠进行灌胃，每日一次，每次每只灌胃0.5 mL，连续灌胃10 d。对照组小鼠灌胃无菌脱脂乳（12%），M8灌胃组小鼠灌胃含菌株M8的脱脂乳菌悬液（1×109mL-1），CH10灌胃组小鼠灌胃含菌株CH10的脱脂乳菌悬液（1×109mL-1)。

（4）菌株对小鼠体重的影响。自灌胃开始，每日定时对各组小鼠进行称重，连续称重10 d，记录结果。

（5）小鼠粪便中β-半乳糖苷酶活性分析。建立ONP标准曲线，方法参见文献[14]。取灌胃0，2，4，6，8，10 d的小鼠粪便各1 g置于10.0 mL生理盐水中，混匀，静置，取上清，过滤，37℃水浴10 min，取1.0 mL加入4.0 mLONPG溶液（浓度为0.02 mol/L），静置30 min，加入5.0 mL冷Na2CO3（浓度为0.5 mol/L），终止反应，以不加样品的空白试剂为对照，在420 nm波长下测定吸光值。在本实验中规定：以单位质量（g）样品在单位时间（min）催化生成的ONP的量（μmol）作为β-半乳糖苷酶的一个活力单位U。

（6）粪便采集及活菌计数。分别取灌胃0，2，4，6，8，10 d无菌采集新鲜粪便，装于事先灭菌的EP管中，每组实验小鼠收集3个粪便标本。

称取0.1 g粪便标本，放入含有9.9 mL无菌生理盐水的试管中，震荡混匀，制得1∶100的样品匀液。依次做10倍梯度稀释，根据预实验的结果，选择2～3个合适的稀释度分别置于MRS，BBL，VRBDA，PSE和SPS选择性培养基上。进行菌落特征观察、革兰氏染色、镜检以及菌落计数（见表2）。

表2 小鼠粪便微生物检测指标[15-16]

（7）肠道菌群调节标准[17]

标准1：双歧杆菌或乳杆菌增加，产气荚膜梭菌减少或不增加，拟杆菌、肠杆菌或肠球菌增加但增加的幅度小于双歧杆菌或乳杆菌。

标准2：双歧杆菌或乳杆菌增加，产气荚膜梭菌减少或不增加，拟杆菌、肠杆菌或肠球菌减少或无明显变化。

1.2.6 数据分析

采用SPSS17.0统计软件对实验数据进行统计分析，做t检验，所有实验均重复3次，实验数据采用平均值±标准差表示。

2 结果

2.1 供试菌株的疏水性

来源不同的15株乳杆菌（参见表1）表面疏水性测定结果如图1所示。由图1可以看出，不同菌株之间表面疏水性存在显著差异，其中菌株Ind-3（31.75± 1.46）%，CH10（29.81±1.27）%和M8（22.45±1.74）%的表面疏水性较高，这3株乳杆菌可能具有较强的黏附性。

2.2 供试菌株的自聚集性

15株乳杆菌（参见表1）的自聚集性测定结果如图2所示。由图2可以看出，菌株的自聚集性与其表面疏水性具有高度的一致性，即表面疏水性高的乳杆菌菌株也具有较强的自聚集性，其中，自聚集性大于80%的菌株[18]分别为Ind-3（98.23±1.64）%、CH10（93.79± 5.56）%和M8（81.67±3.24）%。故选定乳杆菌菌株Ind-3、CH10和M8进行下一步的研究工作。

2.3 菌株胃肠环境耐受性

2.3.1 低pH 值耐受性

通常，菌株进入肠胃后，遇到的主要逆境是胃肠中的低pH值环境，因饮食不同，胃部的pH值变化在1.5到5.0之间，若供试菌株能在pH值为2.5的环境中具有高的存活率，则有机会在后续的逆境中生存下来。因此，本研究观察了初筛获得的3株乳杆菌在pH值为2.5下37℃厌氧培养6 h的活菌数，以评价菌株对胃酸环境的耐受能力（见图3）。由图3可以看出，在模拟的胃酸环境中经6 h处理后，菌株CH10活菌数为（1.88±0.18）×106mL-1，菌株M8的活菌数为1×108mL-1，均超过106mL-1，具有较强的胃酸环境耐受性[19]。在酸性环境下，菌株Ind-3经3 h处理后，活菌数已降至（1.82±0.25）×106mL-1，6 h处理后活菌数仅为（3.95±0.38）×103mL-1，远远小于106mL-1。显然，菌株Ind-3耐受胃酸环境较差，无法满足在胃酸条件处理6 h后活菌数对数值下降应小于2的益生菌筛选标准[9]。故后续的实验将以CH10和M8作为受试菌株进一步研究。

2.3.2 胆汁酸盐耐受性

人体小肠中胆汁质量浓度为0.3～3 g/L，具有较强抑菌能力。因此，胆汁盐耐受力是益生菌筛选的重要指标之一[7]。将牛胆酸钠溶液质量浓度调至3 g/L，培养乳酸菌0～6 h，其活菌数变化情况如图4所示。由图4可以看出，菌株CH10和M8对胆盐均有一定的耐受能力。其中，菌株M8在0～4 h培养过程中活菌数几乎没有太大变化，4 h时其活菌数仍保持在108mL-1以上；但在4～5 h其活菌数下降较快，6 h时活菌数为106mL-1。菌株CH10在培养0～6 h内活菌数变化不大，仍能保持在108mL-1以上。两株菌在培养至6 h时活菌数对数值下降均小于2，即活菌数均在106mL-1以上，其中菌株CH10的胆盐耐受性强于菌株M8。

2.3.3 胃蛋白酶耐受性测定

在pH值为2.5，质量浓度为5 g/L的胃蛋白酶液中作用0～6 h后，两株乳杆菌活菌数变化情况如图5所示。由图5可以看出，菌株CH10和M8均对胃蛋白酶具有较强的耐受力，两株菌培养6 h后，其活菌数均在106mL-1以上，对数值下降均小于2，即活菌数均在106mL-1以上。若排除pH值对活菌数的影响（见图5），显然胃蛋白酶对菌株CH10和M8活菌数的影响有限。

2.3.4 胰蛋白酶耐受性测定

菌株CH10和M8在质量浓度为10 g/L的胰蛋白酶液中作用0～6 h，活菌数变化情况如图6所示。由图6可以看出，菌株CH10和M8均对胰蛋白酶具有较强的耐受力，菌株M8的耐受性相对菌株CH10来说稍弱。两株菌的活菌数在0～6 h的作用过程中对数值下降均小于2，即活菌数均在108mL-1以上。

2.4 菌株对肠道菌群的调节作用

2.4.1 对小鼠体重的影响

连续灌胃10 d期间，小鼠体重变化如图7所示。由图7可以看出，灌胃后，与对照组小鼠体质量相比，灌胃菌株CH10和M8的实验组小鼠体重都呈增加趋势，饲喂乳杆菌6 d后，小鼠体质量增加量均高于对照组，且差异显著，表明两株乳杆菌或许有促进小鼠吸收营养物质，改善体质量的效果。

2.4.2 小鼠粪便中β-半乳糖苷酶活性的变化

有研究表明，β-半乳糖苷酶的活性与肠道菌群组成紧密相关，当肠道中的益生菌占优势时，β-半乳糖苷酶的活性高，反之则低，因此酶活力的变化可以为肠道微生态环境的改善提供指示作用[20]。

图8为灌胃菌株CH10和M8对小鼠粪便中β-半乳糖苷酶活性的影响。由图8可以看出，灌胃乳杆菌组的小鼠粪便中β-半乳糖苷酶活性明显高于对照组，显示外源服用两株乳杆菌能够改善肠道的微生态环境。因此，服用菌株CH10和M8或许能够起到调节肠道菌群的作用。

2.4.3 对小鼠肠道乳杆菌的影响

灌胃后，对照组乳杆菌数量与灌胃前相比无显著差异；而灌胃菌株CH10和M8的小鼠粪便中的乳杆菌数量较灌胃前明显增加，灌胃10 d后，两实验组均比对照组高出一个数量级。进一步，灌胃菌株CH10和M8两个实验组小鼠粪便中的乳杆菌数量无显著差异。这表明，外源服用这2株乳杆菌，可以促进小鼠肠道菌群中乳杆菌数量的增殖，但增殖效果并无明显的菌株差异。

2.4.4 对小鼠肠道中双歧杆菌的影响

灌胃后，对照组双歧杆菌数量与灌胃前相比无显著差异；而CH10组和M8组双歧杆菌数量与灌胃前相比，显著高于对照组；菌株CH10组和菌株M8组双歧杆菌数量无显著差异。这表明，外源服用这2株乳杆菌，可以促进小鼠肠道菌群中双歧杆菌数量的增殖，但增殖效果并无明显的菌株差异。孟祥晨等运用动物试验方法研究了双歧杆菌对正常小白鼠肠道菌群的影响，得出结论与本研究一致[21]。

2.4.5 对小鼠肠道肠杆菌的影响

灌胃后，对照组肠杆菌数量与灌胃前（0 d）相比呈上升趋势，菌株CH10组和菌株M8组肠杆菌数量与灌胃前相比有所减少，但无显著差异，且这两实验组间的肠杆菌数量无显著差异。这表明，外源服用这2株乳杆菌对小鼠肠道肠杆菌的繁殖具有一定的抑制性，但抑制效果并无明显的菌株差异。张和平等通过灌胃法研究乳杆菌对攻毒小鼠肠内菌群的影响，得出结论与本研究一致[22]。

2.4.6 对小鼠肠道肠球菌的影响

与灌胃前（0 d）相比，对照组小鼠粪便中肠球菌数量呈上升趋势，而灌胃两株乳杆菌实验组小鼠肠道肠球菌数量均呈下降趋势。灌胃10 d后，在乳杆菌实验组，小鼠肠道内的肠球菌数明显低于对照组。与菌株M8组相比，灌胃菌株CH10组的小鼠肠道内肠球菌数与对照组相比差异极显著。这表明，外源服用唾液乳杆菌CH10和小鼠乳杆菌M8可以有效抑制小鼠肠道肠球菌的增殖，且菌株CH10的抑制效果优于菌株M8。

2.4.7 对小鼠肠道产气荚膜梭菌的影响

与灌胃前（0 d）相比，对照组灌胃后小鼠粪便中产气荚膜梭菌数量呈上升趋势，而两株乳杆菌灌胃10 d后，小鼠肠道中的产气荚膜梭菌数均低于对照组三个数量级以上。灌胃菌株CH10组小鼠粪便中的产气荚膜梭菌数量与灌胃菌株M8组无明显区别。这表明，唾液乳杆菌CH10和小鼠乳杆菌M8都可以抑制小鼠肠道中产气荚膜梭菌的增殖，且菌株CH10和菌株M8的抑制效果无显著差异。

综上所述，给小鼠饲喂活菌数1×109mL-1的唾液乳杆菌CH10或小鼠乳杆菌M8，能够有效的改善肠道内乳杆菌和双歧杆菌等有益菌的数量，抑制有害菌（肠杆菌、肠球菌、产气荚膜梭菌）的生长繁殖。根据肠道菌群调节标准可知，唾液乳杆菌CH10和小鼠乳杆菌M8具有调节宿主肠道菌群平衡的效果。

3 结论

（1）基于疏水性和自聚性测定初步筛选出黏附较强的菌株，通过进一步检测菌株肠道环境的耐受性，筛选出肠道内可能发挥作用的菌株，在确定候选菌株分类地位的基础上，再利用小鼠模型评价了候选菌株维持肠道菌群平衡的效果，形成了一种筛选益生乳杆菌菌株的技术流程。

（2）利用该方法，初步筛选到2株潜在的益生乳杆菌，即唾液乳杆菌CH10和小鼠乳杆菌M8作为进一步的候选菌株。

[1]LARA-VILLOSLADA F,OLIVARES M,SIERRA S,et al.Beneficial Effects of Probiotic Bacteria Isolated from Breast Milk[J].British Journal of Nutrition，2007(98):96-100.

[2]顾瑞霞,伊萌.乳酸菌抗肿瘤特性的研究进展[J].中国微生态学杂志.1999,11(4):253-255.

[3]RIJKERSG T,BENGMARK S,ENCK P,et al.Guidance for Substantiating the Evidence for Beneficial Effects of Probiotics:Current Status and Recommendations for Future Research[J].The Journal of Nutrition.2010,140(3):671-676.

[4]BERNET M F,BRASSART D,NEESER J R,et al.Adhesion of Human Bifidobacterial Strains to Cultured Human Intestinal Epithelial Cells and Inhibition of Enteropathogen-cell Interactions[J].Applied and Environmental Microbiology.1993,59(12):4121-4128.

[5]JONES D S,GORMAN S P,MCCAFFERTY D F,et al.The Effect of Three Non-antibiotic,Antimicrobial Agents on the Surface Hydrophobicity of Certain Micro-organisms Evaluated by Different Methods[J].The Journal of applied Bacteriology.1991,71(3):218-227.

[6]DEL R B,SGORBATI B,MIGLIOLI M,et al.Adhesion,Auto-aggregation and Hydrophobicity of 13 Strains of Bifidobacterium longum [J].Letters in Applied Microbiology,2000,31:438-442.

[7]赵瑞香,孙俊良,李元瑞等.嗜酸乳杆菌抗酸抗胆汁盐能力的研究[J].西北农林科技大学学报：自然科学版,2004,32(2):58-60.

[8]GILLILAND S E.Health and Nutritional Benefit From Lactic Acid Bacteria[J].FEMs Microbiology Letters,1990,87:175-188.

[9]HOVEL H,NORGAARD H,MORTENSEN BP.Lactic Acid Bacteria and the Human Gastrointestinal Tract[J].European Journal of Clinical Nutrition,1999,53:339-350.

[10]PRASAD J,GILL H,SMART J,et al.Selection and Characterization of Lactobacillus and Bifidobacterium Strains for Use as Probiotics[J]. International Dairy Journal.1998,8:993-1002.

[11]MACFARLANE S,MACFARLANE G T,CUMMINGS J H.Review Article:Prebiotics in the Gastrointestinal Tract[J].Alimentary Pharmacology and Therapeutics.2006,24:701-714.

[12]金红芝,李堃宝.人肠道微生态系统的研究进展[J].自然杂志, 2002,26(2):88-91.

[13]沈萍,范秀荣,李广武.微生物学实验[M].北京:高等教育出版社, 1999:92-97.

[14]沈为群,郭杰炎,李永福等.乳酸克鲁维酵母β-半乳糖苷酶的分离纯化及性质研究[J].生物工程学报,1993,9(4):348-354.

[15]黄小琼,刘盛来,郑佳林等.合生元益生菌冲剂对小鼠肠道菌群调节作用的研究[J].中国比较医学杂志,2011,21(10、11):127-130.

[16]中华人民共和国卫生部.保健食品检验与评价技术规范(2003年版) [S].2003:148.

[17]吴仲文,李兰娟,马伟杭等.肠道菌群正常参考值的检测[J].中国微生态学杂志,2001,13:348-357.

[18]VLKOVA E,RADA V,KILLER J,et al.Auto-aggregation and Coaggregation Ability in Bifidobacteria and Clostridia[J].Folia Microbiology,2008,53(3):263-269.

[19]ANNUK H,SHCHEPETOVA J,KULLISAAR T,et al.Characterization of Intestinal Lactobacilli as Putative Probiotic Candidates[J]. Journal of Applied Microbiology.2003,(94):403-412.

[20]CITTI J E,SANDINE W E,ELLIKER P R.β-Galactosidase of Streptococcus Lactis.Journal of Bacteriology.1965,89(4):937-942.

[21]孟祥晨,霍贵成.双歧杆菌对正常小鼠免疫调节及肠道菌群的影响[J].东北农业大学学报.2004,35(4):458-464.

[22]张和平，张七斤，任贵强等.乳酸杆菌对攻毒小鼠的保护作用和对肠道菌群的影响.微生物学通报.2007,34(3):447-450.

Screening of potential probiotic bacteria from Lactobacilli strains

LI Shan-shan1,ZHANG Jun-juan1,YANG Xue-juan1,HAN Jun-hua3,Moneta Jadwiga4，
ZHANG Bo-lin1,2,PEI Jia-wei1
(1.School of Food Science and Technology,Hebei Agricultural University,071001,China;2.Department of Food Science,Beijing Forestry University,100083,China;3.College of Biological Science and Engineering,Hebei University of Science and Technology,Shijiazhuang Hebei 050018,China;4.Institue of Fermentation&Microbiology,Politechnika Lodzka,90-924,Lodz,Poland)

15Lactobacilli strainswere used for the screening of probiotic bacteria,in which 2 strains,i.e.,Lactobacillus salivariusCH10 andLactobacillus murinusM8,showed potential probiotic properties.In vitro the hydrophobicity and auto-aggregation of these candidate bacteria were tested to find three strains out of 15 lactobacilli had high surface hydrophobicity and auto-aggregation,i.e.,strain Ind-3,strain CH10 and strain M8.Simulation of gastrointestinal conditions revealed that only the viable cells of strains CH10 and M8 exceeded over 106mL-1at pH 2.5 and in the presence of 0.3%bile salt after incubation at 37℃for 6 h.Mice fed with strain CH10 and M8 got higher body weight than the control.The mice fed with strains CH10 and M8 had higher β-galactosidase activity in their fecal,and the live numbers of lactobacilli and bifidobacteria in their intestinal gut were promoted.However,no significant changes in β-galactosidase activity,and the live numbers of lactobacilli and bifidobacteria in the control were observed.Meanwhile,the growth inhibition ofEnterobacteria,EnterococcusandClostridium perfringensfrom the intestinal micro-flora occurred after the mice were orally administrated with strains CH10 and M8 for 10 days.BothLactobacillus strainsCH10 and M8 screened in this study would modulate the ecological environment of the intestines in mice due to the improvement of beneficial bacteria and inhibition of the harmful bacteria.They should be promising as probiotic candidates for further utilization due to the promotion of the body weight in mice model.

Lactobacillus strains；screening；probiotics

Q93-33

A

1001-2230（2012）05-0004-05

2012-02-22

益生菌定向筛选与功能开发关键技术（2008AA10Z335）、乳酸菌特色资源库及乳酸菌发酵剂和代谢工程技术研究（2011AA100902）。

李姗姗（1987-），女，硕士研究生，研究方向为益生菌资源的开发利用。

张柏林