茹 磊，王丽岩，王 超，李永新

（渤海大学 食品科学与工程学院，生鲜农产品贮藏加工及安全控制技术国家地方联合工程研究中心，辽宁省食品安全重点实验室，辽宁 锦州 121013）

0 引言

蔗糖是碳水化合物运输的主要形式，它是由光合作用在叶片的细胞质中产生，然后通过韧皮部运输到贮藏组织 “库” （根、茎、生殖器官等）中，为植物的生长发育提供能量.此外，研究发现蔗糖也可作为信号分子，与植物激素赤霉素［1］、乙烯［2］、茉莉酸［3］以及氮元素［4］的信号通路相互作用，影响植物的生长、组织分化、器官发育、开花结果等过程.

蔗糖是一种双糖，而植物可以直接利用的大多是单糖，因此蔗糖分解代谢对于植物的生长发育至关重要.蔗糖分解过程主要依靠蔗糖合成酶（Sucrose synthase，SUS）和蔗糖转化酶（Invertase，INV）这两类酶.SUS参与的反应是可逆的且以合成蔗糖为主，而INV则是不可逆地将蔗糖分解为葡萄糖和果糖.在裂解蔗糖的过程中，INV比SUS发挥的作用更为重要［5］.

目前研究表明，INV在植物生长发育、逆境胁迫中发挥着重要作用.同时INV活性在mRNA水平和翻译后水平受到精密的调控.本文主要总结了近年来植物中有关INV活性调控的研究进展，以期为研究调控INV活性的机制以及INV在植物抗逆应用上提供新思路.

1 蔗糖转化酶的分类及数目

根据其亚细胞定位和最适pH值，INV可分为酸性细胞壁转化酶（Cell wall invertase，CWIN）、酸性液泡转化酶（Vacuolar invertase，VIN）和中/碱性细胞质转化酶（Cytoplasmic invertase，CIN），其中VIN和CIN是可溶性的，CWIN是不溶性的.

CWIN被认为有卸载蔗糖的作用，通过水解质外体中的蔗糖以降低蔗糖浓度，从而使韧皮部的蔗糖顺浓度梯度转移到质外空间中去.除此之外，CWIN还有防御病毒［6］和促进果实生长［7］的功能.最近的研究表明，提高CWIN的活性也会对种子的发育起到抑制作用［7］，但出现这一现象的原因有待于进一步的研究.VIN在糖积累和细胞伸长方面起重要作用，VIN可将蔗糖转化为己糖，一方面为细胞的生长提供能量来源，另一方面通过调节渗透压来促进细胞的伸长.因此，在植物的快速扩张部位都有着较高的VIN活性［8］，这已在小麦（Triticum aestivumL.）、马铃薯（Solanum tuberosumL.）、棉花（Gossypium hirsutumL.）以及玉米（Zea maysL.）等植株上得到验证［9］.对于CIN生理功能的研究相对较少，可能是因为与高糖基化的CWIN和VIN相比，CIN的稳定性和活性较低［10］.但已有研究表明CIN在根系细胞发育和生殖过程中是不可缺少的［11-12］.

表1 多种作物中的INV基因家族成员

编码不同作物的INV的基因数量不同，CIN比CWIN和VIN拥有更多的基因成员，而编码CWIN和VIN的基因数量相差无几.研究者已在拟南芥中鉴定出4个编码CWIN（AtCWINV1、AtCWINV 2、AtCWINV 4、AtCWINV5），2个编码VIN（AtVIN1、AtVIN2）以及9个编码CIN（At-A/N-InvA～At-A/N-InvI）的基因成员［13−15］；在杨树中也发现了5个编码CWIN（PtCIN1～PtCIN5）、3个编码VIN（PtVIN1～PtVIN3）以及16个编码CIN（PtNIN1～PtNIN16）的基因［16］.随着植物基因组测序的不断完善，研究者利用生物信息学在全基因组范围内对INV基因家族进行预测和分析，从而在更多高等植物中鉴定出INV的基因成员，如棉花、辣椒的部分INV基因成员分别以拟南芥和番茄的INV基因为参考序列，再通过数据库比对筛选而得来的［15，17］.目前已经在多种作物中鉴定出编码INV的基因，如茶树（Camellia sinensis（L.）O.Kuntze）、番茄（Solanum lycopersicum）、辣椒（Capsicum annuum）、马铃薯（Solanum tuberosumL.）、拟南芥（Arabidopsis thalianaL.）等（表1）.

2 蔗糖转化酶活性的调控

INV酶活性水平在植物体内受到精密调控，主要体现在mRNA水平和翻译后水平［38］.糖分、激素、生物和非生物胁迫等在转录水平或转录后水平上调控蔗糖转化酶活性.蔗糖转化酶抑制子（INV inhibitor，INVINH）、N-糖基化、磷酸化等则是在翻译后水平调控INV的活性.此外，缺陷型蔗糖转化酶（defective INV）也可能参与INV活性的翻译后调控［39］.

2.1 mRNA水平的调控

蔗糖作为植物体最主要的碳和能量来源，在植物体内有着一系列与激素等在代谢通路和信号通路的互作机制，保障植物体在多样的环境下的生命活动.蔗糖作为INV酶解反应的底物通常会促进反应的进行，而葡萄糖作为产物则会起到反馈抑制作用.然而，不同组织间甚至同一INV基因家族中的不同基因，对糖分的响应却不相同.研究发现，175 mmol/L的蔗糖或甘露醇处理蔗糖处理水稻后，显著提高了OsCIN1的转录水平，却下调了OsCIN5的转录水平.对于未成熟的颖果，蔗糖仅显著诱导OsCIN2的表达，OsCIN1、OsCIN4和OsCIN7的表达未受到影响［40］.在番茄［21］、拟南芥［41］中的研究中也发现了葡萄糖对INV基因有相反的调控作用，但这种双向调控是如何起作用的还需进一步研究.激素也会对INV基因的转录水平产生影响，如生长素、赤霉素、细胞分裂素及油菜素内酯通过信号或代谢相关途径诱导CWIN基因表达，已经在多种作物中［42−43］得到了证实.这可能是由于大多数情况下激素介导的生长响应会增加植物组织对碳水化合物的需求，所以生长激素可以通过与糖的互作来调控INV.值得一提的是，脱落酸受作物品种、组织器官、发育阶段以及外部环境等不同因素的影响，对INV起不同的调控作用［44−45］.除此之外，当植株受到胁迫时，INV的表达也会受到影响.Rosenkranz等［46］研究发现，当甜菜根受到机械损伤后，CWI-1和VI-1的mRNAs显著上调.其他环境胁迫，如干旱［47］、冷胁迫［48］、盐胁迫［49］、低氧［50］等逆境，可能会导致激素、ROS和碳氮代谢等通路发生改变，从而通过复杂的互作网络对INV基因表达水平进行调控.

2.2 翻译后水平的调控

2.2.1 N-糖基化

在植物中，VIN和CWIN具有N-糖基化的修饰过程，即在内质网上，受体蛋白的天冬酰胺（Asn）残基连接一条多糖链的过程［51］.Tauzin等［52］通过定点突变的方式研究了四个N-糖基化位点（Asn52、Asn119、Asn184和Asn516）在VIN中的功能作用，结果表明这四个糖基化位点的缺失会影响VIN蛋白的折叠，使VIN热稳定性和活性下降，甚至直接导致VIN失活.此研究结果也证明了N-糖基化对调控INV酶活性至关重要.

2.2.2 磷酸化

目前，人们已发现CIN活性在翻译后受到蛋白磷酸化水平的调控.Gao等［53］报告了一种影响CIN活性的机制，AtCINV1蛋白C末端的Ser547是钙依赖性激酶（CPK3和21）的底物，其磷酸化后可成为14-3-3蛋白的高亲和力位点，使AtCINV1与14-3-3蛋白结合，并在光诱导下显著增强根系中的CIN活性，为植物的昼夜生长提供代谢基础.此外，前人研究表明磷脂酰肌醇磷酸5-激酶（PIP5K9）可负调控拟南芥根细胞中的CIN（AtCINV1）的活性，以抑制根的生长［54］.AtPIP5K9可能通过干扰14-3-3蛋白与AtCINV1的C末端的结合，从而影响AtCINV1的磷酸化，导致CIN的酶活性降低［53］.

2.2.3 蛋白质周转

VIN是一种可溶性液泡分泌蛋白，其含有一个由基本结构域和跨膜域组成的氨基端肽段（NTPP）［55］，研究发现VIN与酵母的碱性磷酸酶NTPPs存在同源性，这表明VIN可能同酵母的碱性磷酸酶采用同一种跨膜蛋白的方式转运到液泡中［51］.在拟南芥中，AtFRUCT4已经被证明是由前体蛋白酶囊泡（PPVs）和降解液泡蔗糖转化酶的液泡处理酶（VPEY）的协同作用所调控的，PPV可延长AtFRUCT4向液泡传递的时间，并且其储存的不活跃的VPEG蛋白酶可与AtFRUCT4一起释放到液泡中，随后靶向并降解衰老组织中的VIN蛋白［56］，从而调控VIN的水解活性.

2.2.4 糖信号诱导

大量研究已表明糖信号可通过诱导植物中INV基因的表达而对INV活性起调控作用.王永章和张大鹏却提出果糖和葡萄糖还可以诱导苹果中的CWIN和VIN活性在翻译后水平的抑制调节［57］.研究发现，在苹果发育过程中，CWIN活性逐渐下降，但该酶的蛋白数量逐渐上升，并据此推测CWIN的mRNA的翻译量也应是上升的.他们通过添加外源糖进行实验验证，排除了抑制子和化学反应平衡导致的己糖抑制的可能，认为是果糖和葡萄糖诱导有关抑制基因表达或修饰酶的结构对INV活性进行调节［57］.但实验未对INV基因转录进行检测，不够严谨，且果糖和葡萄糖在翻译后水平调控的机制仍需进一步确定.

2.2.5 蔗糖转化酶抑制蛋白

INVINH是一种小分子蛋白，其分子量在15～23 kD之间.Hothorn等［58］通过分析拟南芥中的INV1和其抑制剂CIF之间复合物的结构，他们发现CIF中存在一个针对INV1的活性位点的氨基酸基序.在该位点，CIF与蔗糖竞争性地与INV结合.INVINH通过蛋白质-蛋白质互作方式与其INV的活性区域结合，从而阻碍了蔗糖分子与INV结合，对调控INV的活性起重要作用.

目前仅发现CWIN、VIN存在对应的抑制蛋白CWIN抑制蛋白（CWIN-INH）和VIN抑制蛋白（VININH），这可能是由于酸性INV因糖基化修饰比较稳定，其活性很大程度上依赖于翻译后的调控［59］.为了确定INV在植物功能中是否受相应的抑制子翻译后的控制，Jin等［45］通过沉默CWIN抑制蛋白INVINH1构建了RNAi番茄植株，发现其营养和生殖器官中的CWIN活性提高，叶片衰老延迟，种子和果实的重量也均增加；而过度表达则抑制发育.这证明了INVINH能够调节CWIN的活性，进而影响植物的生长发育.Rausch等［59］克隆了NtCIF（CWIN-INH）和NtVIF（VIN-INH），并在大肠杆菌中以his标记的重组蛋白形式表达，研究发现CWIN-INH对VIN和CWIN酶的活性都有抑制作用，而VIN-INH具有特异性.

研究者将烟草蔗糖转化酶抑制蛋白（NtINVINH1）在马铃薯中过量表达降低了VIN活性，并显著减少低温贮藏条件下马铃薯还原糖的累积以及口感变甜［60］.还有研究表明马铃薯中的StvacINV1不仅受其抑制子StInvInh2B翻译后水平调节，二者还可与SbSnRK1形成复合体SbSnRKI-StvacINV1-StInvInh2B，从而对低温胁迫下的INV活性进行调控［51］.

2.2.6 缺陷型转化酶

INV酶家族中不具有正常INV酶活性的假酶，被称为缺陷型蔗糖转化酶.现在，缺陷型蔗糖转化酶已被发现存在于甜菜（Beta vulgaris L.）、水稻（Oryza sativa L.）、玉米（Zea mays L.）、马铃薯（Solanum tuberosum L.）、菊苣（Cichorium intybus L.）等多种作物中.Wan等［23］在四种高等植物中发现，近一半的酸性转化酶因NDPN基序残缺而无法水解蔗糖.

烟草（Nicotiana tabacum）中的Nin88基因，之前被认为是具有正常CWIN功能的基因，但研究发现Nin88的Trp47和Asp239处分别存在色氨酸-蛋氨酸、天冬氨酸-脯氨酸突变，导致了其水解蔗糖能力的丧失［39］.体外实验表明Nin88可能通过与具有活性的INV或INVINH竞争性结合细胞壁，增强或降低转化酶水解蔗糖的活性而具有调节INV活性的作用［39］.在拟南芥中，存在两个淀粉酶（β-amylase-like），其降解淀粉的活性很低甚至完全丧失，但是这两个缺陷型淀粉酶可作为转录因子，通过和油菜素甾醇互作来调节拟南芥生长发育［61］.因此，缺陷型酶虽不具有正常的催化功能，但可能参与调节正常酶活性，或者参与细胞间信号传递.

3 展望

植物的生长发育与糖代谢和累积密不可分，而蔗糖代谢和碳水化合物分配受INV调控.由此可见，INV在植物生长发育上有着举足轻重的作用.随着现代生物学技术的发展，INV的基因、结构以及功能的研究都取得了很大进展，但仍存在一些疑惑，亟待解决.CIN是否还具有其他生理功能，Defective INV是否参与调控INV活性翻译后水平调控，Defective INV和INVINH是否共同调控INV活性，阐明调控INV活性的精细调控，有利于改善植物抗逆性，促进植物生长发育，以保障作物的高产量和高品质.