赵天智，周玉照，李灿荣，张小苗

（大理农林职业技术学院,云南大理 671003）

猪肠道微生态区系由复杂多样的微生物组成，肠道菌群的种类及数量变化直接影响猪的健康和生理功能。猪肠道有益菌群一旦遭到破坏，会使猪肠道消化吸收功能受损，降低生产性能。目前，主要有两种调节猪肠道菌群的方法：益生菌和益生元。研究表明，饲料中添加益生菌可显著增加肠道有益菌的种类和数量，改善肠道功能，提高生长猪的免疫力和日增重及饲料转化率（张慧等，2017；秦红，2016；胡晓芬等，2014；布登付等，2014；严念东等，2010）。益生元可被选择性发酵而专一性地改善肠道中有益于宿主健康的菌群组成和活性（Roberfroid等，1998）。研究表明，饲粮中添加益生元可以提高生长猪肠道有益菌数量，降低有害菌数量，提高猪的生产性能（苏成文等，2016；秦炜赜，2007；Shim 等，2005）。然而，饲粮中同时添加益生菌和益生元对育肥猪的生产性能的影响研究较少。因此，本试验以育肥猪为研究对象，探讨饲粮中单独添加复合益生菌、低聚果糖和同时添加复合益生菌及低聚果糖对育肥猪生长性能、肠道菌群、肠道形态的影响，以期为育肥猪饲喂实践中应用益生菌和低聚果糖提供理论依据。

1　材料与方法

1.1试验动物与设计选择体重[（62.50±0.83）kg]基本一致的60头杜×长×大三元杂交商品猪，随机分为4组，每组15个重复，每个重复1头猪。对照组饲喂玉米-豆粕型基础饲粮（不添加抗生素、益生菌和低聚果糖），试验Ⅰ组饲喂基础日粮+0.4%复合益生菌、试验Ⅱ组饲喂基础日粮+0.3%低聚果糖、试验Ⅲ组饲喂基础日粮+0.3%低聚果糖+0.4%复合益生菌。试验期为60 d。

1.2试验饲粮与饲养管理各组基础饲粮以玉米、豆粕为主要原料，参照NRC（2012）猪营养需要标准配制成全价粉料，饲粮组成及营养水平见表1。试验猪的饲养管理按照猪场规定进行。猪只预饲6 d，待采食量恢复正常后进入正试期，各组分别饲喂相应饲粮。猪只自由采食和自由饮水。

表1　基础饲粮组成及营养水平（风干基础）

1.3样品采集试验结束前一天晚上猪只禁食、禁水。取样当天，从各组随机挑选6只体况基本均匀一致的猪只，肌注4%戊巴比妥钠溶液进行麻醉。颈动脉放血处死后，迅速打开腹腔，分别在十二指肠、空肠和回肠部位剪取5 cm长的肠段，用载玻片轻轻刮取5 g左右食糜放入离心管中，置于-20 ℃保存，用于测定肠道食糜微生物含量。在十二指肠、空肠和回肠，分别剪取1 cm的肠段，放入10%的福尔马林溶液中固定，用以制作石蜡切片分析肠道形态结构。

1.4测定指标与方法

1.4.1生长性能测定试验开始和结束时，于早上8：00逐只称重空腹猪只体重，分别作为试验猪只的初始体重和结束体重。试验期内每天准确记录各组每头猪的采食量，以重复为单位，计算平均日采食量（ADFI）、平均日增重（ADG）和料肉比（F/G）。

1.4.2肠道形态结构测定将用福尔马林溶液固定的十二指肠、空肠、回肠取出，经石蜡包埋后，切成5 μm切片，苏木精-伊红（HE）染色，采用非连续切片，切取2张切片，在每张切片选取10个典型视野，光学显微镜拍照，用Image-Pro Plus 6.0软件测定相应的绒毛高度（肠腺开口到绒毛顶端的垂直高度）及隐窝深度（绒毛根部上皮凹陷到固有层的长度），并计算绒毛高度/隐窝深度比值。

1.4.3肠道菌群测定取稀释液将肠道食糜进行10倍的配比稀释。大肠杆菌、乳酸菌和双歧杆菌分别以伊红美蓝琼脂培养基、LBS培养基和BBL培养基在37 ℃条件下培养48 h后进行菌落计数。具体测定步骤参照文献的方法进行（周映华等，2015；Torrallardona等，2003）。所有微生物计数结果以对数形式表示。

1.5数据统计与处理使用SAS 9.2软件进行单因素方差分析（One-way ANOVA）。若各组间比较差异显著，以Duncan’s法进行组间多重比较，结果以“平均值±标准差”表示（Mean±SD），以P＜0.05表示差异显著。

2　结果

2.1复合益生菌和低聚果糖对育肥猪生长性能的影响由表2可以看出，饲粮中单独添加复合益生菌或者低聚果糖或者同时添加益生菌和低聚果糖对育肥猪的结束体重、ADFI、ADG和F/G均具有显著影响（P＜0.05），试验Ⅰ组育肥猪的生长性能与试验Ⅱ组相比，差异不显著（P＞0.05）。试验Ⅰ组育肥猪的结束体重、ADFI、ADG分别比对照组显著提高5.67%、2.81%和13.58%（P＜0.05），F/G比对照组显著降低10.48%（P＜0.05）。试验Ⅱ组育肥猪的结束体重、ADFI、ADG分别比对照组显著提高6.83%、2.80%和16.05%（P＜0.05），F/G比对照组显著降低12.78%（P＜0.05）。试验Ⅲ组育肥猪的结束体重、ADFI、ADG分别比对照组显著提高13.60%、8.07%、30.86%（P＜ 0.05），F/G比对照组显著降低20.40%（P＜0.05）。试验Ⅱ组育肥猪的结束体重、ADFI、ADG和F/G与试验Ⅲ组相比，差异不显著（P＞0.05）。

2.2复合益生菌和低聚果糖对育肥猪肠道形态结构的影响复合益生菌和低聚果糖对育肥猪肠道形态结构的影响见图1所示。由图1-A可以看出，试验Ⅰ组和试验Ⅱ组育肥猪的十二指肠和回肠绒毛高度与对照组相比无显著差异（P＞0.05）。试验Ⅱ组育肥猪的空肠绒毛高度显著高于对照组（P＜0.05），与试验Ⅰ组差异不显著（P＞0.05）。试验Ⅲ组育肥猪的十二指肠、空肠和回肠绒毛高度均显著高于其他三组（P＜0.05），表明复合益生菌和低聚果糖合用可以增加育肥猪绒毛高度。由图1-B可知，饲粮中单独添加0.4%复合益生菌和单独添加0.3%低聚果糖对育肥猪十二指肠、空肠和回肠隐窝深度无显著影响（P＞0.05）。饲粮中同时添加0.4%复合益生菌和0.3%低聚果糖显著降低了育肥猪十二直肠、空肠和回肠隐窝深度（P＜0.05）。由图1-C可知，饲粮中单独添加0.4%复合益生菌和单独添加0.3%低聚果糖对育肥猪十二指肠、空肠和回肠绒毛高度/隐窝深度比值无显著影响（P＞0.05）。饲粮中同时添加0.4%复合益生菌和0.3%低聚果糖显著增加了育肥猪十二直肠、空肠和回肠绒毛高度/隐窝深度比值（P＜0.05）。

表2　复合益生菌和低聚果糖对育肥猪生长性能的影响

图1　复合益生菌和和低聚果糖对育肥猪肠道形态结构的影响

2.3复合益生菌和低聚果糖对育肥猪肠道菌群的影响由表3可以看出，饲粮中添加0.4%复合益生菌、0.3%低聚果糖、或者添加0.4%复合益生菌+0.3%低聚果糖对育肥猪肠道菌群均具有显著影响（P＜0.05）。试验Ⅰ组和试验Ⅱ组育肥猪的肠道菌群数量无显著差异（P＞0.05）。试验Ⅲ组育肥猪的肠道乳酸杆菌数量分别比试验Ⅱ组、试验Ⅰ组和对照组提高6.19%、14.25%、16.99%（P＜0.05），肠道双歧杆菌数量分别比试验Ⅱ组、试验Ⅰ组和对照组提高6.23%、14.17%、17.45%（P＜0.05），肠道大肠杆菌数量分别比对照组、试验Ⅰ组和试验Ⅱ组降低17.60%、16.64%、9.07%（P＜0.05）。试验Ⅱ组猪的肠道乳酸杆菌数量、双歧杆菌数量分别比对照组提高10.18%和10.56%（P＜0.05），肠道大肠杆菌数量比对照组降低8.32%（P＜0.05）。试验Ⅰ组组猪的肠道乳酸杆菌数量、双歧杆菌数量分别比对照组提高7.18%和8.61%（P＜0.05），肠道大肠杆菌数量比对照组降低12.66%（P＜0.05）。

表3　复合益生菌和低聚果糖对育肥猪肠道菌群的影响 Log10cfu/g

3　讨论

3.1复合益生菌和低聚果糖对育肥猪生长性能的影响研究表明，益生菌的作用机理主要在于调节肠道菌群微生态平衡，增加有益菌的数量，降低有害菌数量，从而改善猪肠道消化吸收功能，提高猪生产性能（Meng等，2010；陈文辉等，2007；Broom等，2006）。本试验结果表明，饲粮中单独添加0.4%的复合益生菌对育肥猪结束体重、平均日增重、平均日采食量和料肉比均有显著影响，与秦红（2016）和张慧等（2017）的结果一致，因此，饲粮添加0.4%复合益生菌可显著提高育肥猪的生长性能。韩美兰等（2007）研究发现，饲粮中添加果寡糖显著提高育肥猪的平均日采食量和平均日增重。本试验得到类似的试验结果，0.3%低聚果糖添加组育肥猪的平均日采食量和平均日增重均显著高于对照组，料肉比显著低于对照组。本试验结果表明，饲粮中同时添加复合益生菌和低聚果糖对育肥猪的生长性能具有显著的促进作用，其作用大于两者效应的简单相加，原因可能在于二者同时添加具有互补作用。

3.2复合益生菌和低聚果糖对育肥猪肠道形态的影响肠道绒毛高度、隐窝深度和绒毛高度/隐窝深度是衡量肠道消化吸收能力的重要指标：绒毛越长，表明小肠对营养物质的吸收能力越高（Dunsford等，1989）；隐窝深度越浅，表明小肠分泌活动越强；绒毛高度/隐窝深度越大，表明肠内膜面积大，消化吸收能力强（姚浪群等，2003）。秦红（2017）研究结果表明，饲料中添加酵母菌显著降低十二指肠肠绒毛高度，极显著降低空肠隐窝深度，极显著提高绒毛高度/隐窝深度；添加乳酸菌极显著降低十二指肠隐窝深度，显著提高空肠绒毛高度。本试验结果表明，饲粮中添加0.4%复合益生菌对育肥猪十二指肠、空肠和回肠的绒毛高度、隐窝深度、绒毛高度/隐窝深度均没有显著影响，这可能与试验猪群的生理状态、饲养环境、益生菌数量和活性等有关。本试验结果表明，饲粮中添加0.3%低聚果糖对对育肥猪十二指肠、空肠和回肠的绒毛高度、隐窝深度、绒毛高度/隐窝深度均没有显著影响。然而，饲粮中同时添加0.4%复合益生菌和0.3%低聚果糖对育肥猪肠道的绒毛高度、隐窝深度、绒毛高度/隐窝深度均具有显著影响，表明复合益生菌和低聚果糖对肠道形态的影响具有互补效应。

3.3复合益生菌和低聚果糖对育肥猪肠道菌群的影响猪肠道微生物菌群的种类、数量及平衡状态对猪肠道的消化吸收能力、免疫功能具有重要影响。秦红（2016）研究结果表明，饲料中添加酵母菌和芽孢杆菌可以显著增加肠道乳酸菌和双歧杆菌的数量，降低大肠杆菌的数量。项明洁等（2005）和张泽生等（2016）研究结果表明，低聚果糖对双歧杆菌和乳酸杆菌的生长增殖均表现出促进作用。本试验得到了类似的试验结果，添加0.4%复合益生菌组猪的肠道乳酸杆菌数量、双歧杆菌数量分别比对照组提高7.18%和8.61%（P＜0.05），肠道大肠杆菌数量比对照组降低12.66%（P＜0.05）；添加0.3%低聚果糖组育肥猪肠道双歧杆菌数量和乳酸杆菌数量分别比对照组提高10.56%和10.17%（P＜0.05），大肠杆菌数量比对照组降低9.38%。本试验还发现，饲粮中同时添加0.4%复合益生菌和0.3%低聚果糖对肠道菌群数量的影响大于二者单独添加的作用效果。

4　结论

饲粮中添加0.4%复合益生菌和0.3%低聚果糖均可改善育肥猪肠道菌群，提高育肥猪的生长性能，其中0.3%低聚果糖的添加效果优于0.4%复合益生菌的添加效果。从饲喂实践来看，饲粮中同时添加益生菌和低聚果糖对育肥猪的生长性能效果最佳。

[1]布登付，郑中华.益生菌发酵湿料对肥育猪生长性能及腹泻率的影响 [J].养猪，2014，6：47～ 48.

[2]陈文辉，周映华，李秋云，等.复合益生菌制剂对断奶仔猪生产性能和腹泻率的影响[J].湖南畜牧兽医，2007，3：14～15.

[3]韩美兰.水飞蓟、果寡糖配伍饲料对育肥猪生产性能的影响[D].延吉市：延边大学，2007.

[4]胡晓芬，李翀，陈莉，等.益生菌缓解抗生素对生长猪饲料干物质消化率及后肠微生物的影响[J].养猪，2014，6：38～40.

[5]秦红.益生菌对育肥猪肠道屏障功能的影响[D].晋中市：山西农业大学，2016.

[6]秦炜赜.中草药、低聚果糖、抗生素对育肥猪生产性能的影响[D].延吉市：延边大学，2007.

[7]苏成文，肖发沂，李义，等.小麦日粮中益生菌与甘露寡糖对保育猪生产性能及粪便微生物的影响[J].黑龙江畜牧兽医，2016，13：117～119.

[8]项明洁，刘明，彭奕冰，等.低聚果糖对双歧杆菌增殖效果及肠道菌群的影响[J].检验医学，2005，1：49～51.

[9]姚浪群，萨仁娜，佟建明，等.安普霉素对仔猪肠道微生物及肠壁组织结构的影响[J].畜牧兽医学报，2003，34（3）：250～257.

[10]严念东，李绍章，魏金涛，等.益生菌发酵饲料对生长育肥猪生长性能及部分血液生化指标的影响[J].饲料工业，2010，31（3）：30～32.

[11]张慧，朱宇旌，李方方，等.微胶囊益生菌对育肥猪生产性能，血液生化和抗氧化指标及养分消化率的影响[J].猪业科学，2017，34（1）：88～ 90.

[12]周映华，胡新旭，卞巧，等.无抗发酵饲料对生长育肥猪生长性能、肠道菌群和养分表观消化率的影响[J].动物营养学报，2015，27（3）：870～ 877.

[13]张泽生，张丽，吕晓玲，等.菊粉低聚果糖与蔗糖低聚果糖对双歧杆菌体外增殖的研究[J].中国食品添加剂，2016，1：76～80.

[14]张紫微，卜棚，陈月丽，等.复合益生菌制剂在杜陆二元杂育肥猪中的应用效果[J].饲料研究，2017，16：1～6.

[15]Broom L J，Miller H M，Kerr K G，et al. Effects of zinc oxide and Enterococcus faecium SF68 dietary supplementation on the performance，intestinal microbiota and immune status of weaned piglets[J]. Research in Veterinary Science，2006，80（1）：45～ 54.

[16]Dunsford B R，Knabe D A，Haensly W E. Effect of dietary soybean meal on the microscopic anatomy of the small intestine in the early weaned pig[J]. Journal of Animal Science，1989，67（7）：1855.

[17]Meng Q W，Yan L，Ao X，et al. Influence of probiotics in different energy and nutrient density diets on growth performance，nutrient digestibility，meat quality，and blood characteristics in growing finishing pigs[J]. Journal of Animal Science，2010，88（10）：3320.

[18]Roberfroid M B，Van Loo J A，Gibson G R. The bifidogenic nature of chicory inulin and its hydrolysis products[J]. Journal of Nutrition，1998，128（128）：11～ 19.

[19]Shim S B. Effects of prebiotics，probiotics and synbiotics in the diet of young pigs[J]. Wageningen Universities，2005.

[20]Simon O，Jadamus A. Probiotic feed additives effectiveness and expected modes of action[J]. Journal of Animal & Feed Sciences，2001，10（1）：51～ 67.

[21]Torrallardona D，Conde M R，Badiola I，et al. Effect of fishmeal replacement with spray dried animal plasma and colistin on intestinal structure，intestinal microbiology，and performance of weanling pigs challenged with Escherichia coli K99[J]. Journal of Animal Science，2003，81（5）：1220～ 1226.