黄金贤， 罗佳妮， 刘培庆， 陈少锐， 黄秋菊， 潘雪刁， 臧林泉， 周四桂△

(1广东药学院临床药学系，广东 广州 510006; 2中山大学药学院药理与毒理学实验室，广东 广州 510006)

我们采用定量蛋白质组学技术比较了16周龄自发性高血压大鼠和血压正常大鼠的心肌蛋白质组，首次发现短链酰基辅酶A脱氢酶(short-chain acyl-coenzyme A dehydrogenase，SCAD)在自发性高血压大鼠肥大心肌中的表达显著降低[1]。SCAD是脂肪酸β氧化的限速酶，对脂肪酸β氧化起着关键作用。我们的研究进一步证实，SCAD的蛋白表达及酶活性的显著下调，可能是导致自发性高血压大鼠肥厚心肌能量代谢“胚胎型再演”的分子基础[2]；体外苯肾上腺素(phenylephrine，PE)刺激诱导的心肌细胞肥大模型中，SCAD在蛋白及mRNA水平均显著下调；采用siRNA干扰SCAD后，心肌细胞肥大指标明显上升，表明SCAD参与了心肌肥大的调控[3]。然而，SCAD调控心肌肥大的分子机制尚不清楚。

过氧化物酶体增殖物激活受体α(peroxisome proliferator-activated receptor α，PPARα)是核受体超家族成员，也是脂肪酸氧化酶基因的主要转录调控子。研究证实，与野生型小鼠相比，PPARα-/-小鼠心肌中SCAD蛋白表达显著下调，且心肌对脂肪酸摄取、氧化能力下降，表明SCAD基因的表达受PPARα调控。已有大量的研究证明，心肌肥大过程伴随着PPARα的表达下调[4-6]。我们的研究发现，PPARα受体激动剂非诺贝特可能通过上调SCAD的表达抑制大鼠心肌肥大，改善心肌能量代谢障碍[7-8]。

腺苷酸活化蛋白激酶(adenosine monophosphate-activated protein kinase， AMPK)是一种丝/苏氨酸蛋白激酶，参与不同的生理及病理过程中细胞能量代谢的调控。研究表明，AMPK可通过激活PPARα信号通路，从而抑制心肌肥大[9]。因此，探讨AMPK/PPARα/SCAD信号途径是否对心肌肥大具有一定的调控作用，对于进一步阐明心肌肥大的分子机制具有重要的意义。

材 料 和 方 法

1 材料

单克隆兔抗p-AMPKα和AMPKα购于Cell Signaling Technology；单克隆鼠抗PPARα、单克隆兔抗SCAD、单克隆鼠抗α-tubulin、非诺贝特、5-bromo-2’-deoxyuridine(BrdU)、PE和5-氨基咪唑-4-甲酰胺核糖核苷酸(5-aminoimidazole-4-carboxamide ribonu-cleotide,AICAR)购于Sigma；BCA蛋白定量试剂盒和Western blotting发光液购于Thermo；游离脂肪酸含量测定试剂盒购于南京建成；RT-PCR测定试剂盒和TRIzol购于TaKaRa。

2 方法

2.1乳鼠心肌细胞培养 采用乳鼠心肌细胞改良法分离并培养心肌细胞，取2～3 d SD乳鼠(广州中医药大学实验动物中心)心脏用0.8%胰蛋白酶(Sigma)冰上消化20 min后，37 ℃水浴4 min，1次消化将乳鼠心脏消化成为单细胞悬液，在差速贴壁分离1 h后，调节细胞密度接种于培养皿中，置于37 ℃、5% CO2培养箱中培养，并加入BrdU (0.1 mmol/L)抑制成纤维细胞生长48 h。无血清培养24 h后，心肌细胞预先给予非诺贝特(10 μmol/L)或AICAR (0.5 mmol/L)30 min，再加入PE(20 μmol/L)刺激心肌细胞24 h，建立心肌细胞肥大模型。

2.2SCADRNA干扰SCADsiRNA购于上海吉玛生物制药技术有限公司，序列见表1。采用35 mm皿，siRNA∶Lipofectamine 2000 为 20 pmol∶1 μL。实验分组如下： (1) 空白对照组(control,Con)： 不加任何转染试剂，不加siRNA；(2) 阴性对照组(negative control,NC)： 加转染试剂和阴性对照siRNA；(3) siRNA-1186转染组：加转染试剂和siRNA-1186；(4) siRNA-744转染组：加转染试剂和siRNA-744；(5) siRNA-207转染组：加转染试剂和siRNA-207。转染方法按照公司提供的转染试剂说明书进行。

表1 siRNA 序列

2.3SCAD活性测定 按上海杰美基因医药科技有限公司提供的说明书进行实验，心肌细胞以(1～5)×106细胞密度接种于60 mm皿中，细胞生长密度达到70%～80%时以无血清培养基培养16～24 h 后，更换新的无血清培养基并且加入处理因素。

古树名木是一种自然资源，也是一种文化遗产，具有重要的经济、生态、科研、历史、纪念等价值。古树名木作为森林资源，可涵养水源、保持水土、除尘抑菌，具有稳固的生态功能[4]；是珍贵的活文物，与城镇和宗教文化发展息息相关，具有深刻的历史文化价值[5]；是自然科学研究的活标本，具有重要的科学价值[6]；具有独特的观赏价值，是自然景观和文化景观的结合，是绝佳的旅游资源[7]。对古树名木的现状进行调查分析，并探讨相应的保护策略具有重大理论和现实意义。

2.4心肌细胞表面积测定 PE刺激24 h后，用Zeiss(AX10)倒置荧光显微镜(×200)进行拍照，各处理组随机选取10个视野，测量100个细胞的表面积，重复3次以上实验，用ImageJ图像分析系统进行数据分析。

2.5心肌细胞游离脂肪酸的含量测定 PE刺激24 h后，提取心肌细胞的总蛋白，采用BCA试剂盒进行蛋白定量，按照试剂盒说明书进行游离脂肪酸浓度的测定，根据吸光率计算心肌细胞中游离脂肪酸的含量。

2.6Real-time PCR检测PPARα、SCAD、心房利钠因子(atrial natriuretic factor，ANF)和脑利钠肽(brain natriuretic peptide，BNP) mRNA的表达 按照TRIzol说明书步骤提取细胞总RNA，采用紫外分光光度计检测RNA样品的A260/A280比值在1.8～2.0之间，以确定RNA纯度，并计算出RNA的浓度。参照RT-PCR试剂盒说明书进行逆转录反应，将反应管放置于PCR仪中进行逆转录反应，逆转录反应参数：95 ℃ 30 s (1个循环)， 95 ℃ 5 s，60 ℃ 30 s(40个循环)。

RT-PCR扩增的引物序列见表2。两步法进行PCR扩增反应，按照说明书加入SYBR荧光染料、引物序列(上海生工生物工程股份有限公司)和RT产物后在real-time PCR仪中进行反应。反应参数如下：95 ℃ 10 s，90 ℃ 5 s，循环50次；95 ℃ 15 s，60 ℃ 1 h，65 ℃ 30 s，循环61次。每组样品设置3个复孔，以保证实验结果的有效性和重复性。

表2 RT-PCR扩增的引物序列

2.7Western blotting检测p-AMPKα、PPARα和SCAD蛋白的表达 提取各组心肌细胞总蛋白，BCA试剂盒检测细胞蛋白含量后调整上样量，分装、变性，配置10% SDS分离胶和5%浓缩胶进行电泳，电泳结束后转移至PVDF膜，室温封闭2 h后加入Ⅰ抗(SCAD为1∶1 000; PPARα为1∶500; p-AMPKα为1∶1 000; AMPKα为1∶1 000；α-tubulin为1∶5 000)，过夜。漂洗后加入Ⅱ抗，室温孵育1 h，化学发光试剂增强反应，X光压片曝光、显影、定影，结果采用ImageJ图像分析系统对条带进行分析。

3 统计学处理

数据均以数±标准差(mean±SD)表示，采用SPSS 13.0 统计软件处理，组间比较应用单因素方差分析，以P<0.05为差异有统计学意义。

结 果

1 siRNA的筛选结果

采用Western blotting、RT-PCR和SCAD活性测定比较3条干扰序列对SCAD的干扰效果，从图1可见，与空白对照和阴性对照组相比较，siRNA-1186、siRNA-744和siRNA-207均可以不同的程度降低SCAD蛋白、mRNA表达和酶活性，其中以siRNA-1186在蛋白、mRNA和酶活性水平上的降低程度最明显。因此选择siRNA-1186进行后续实验。

Figure 1. Selection of the siRNA sequences in cardiomyocytes.A: Western blotting results;B: RT-PCR results;C: SCAD activity.Mean±SD.n=5.*P<0.05,**P<0.01 vs Con.

2 siRNA-1186敲低SCAD基因对心肌细胞表面积及脂质代谢的影响

由图2可见，siRNA-1186通过瞬时转染对SCAD基因表达进行干扰后，心肌细胞表面积明显增加，心肌细胞出现了明显肥大，其程度与刺激因素PE诱导的心肌肥大趋势一致。此外，心肌细胞对脂肪酸的氧化能力明显降低，心肌细胞内游离脂肪酸含量显著增多，SCAD下调对心肌细胞脂质代谢的影响与PE诱导心肌细胞肥大导致的脂质变化一致。这表明SCAD的表达下调可能导致了心肌细胞脂肪酸β氧化能力下降，从而引起心肌细胞的游离脂肪酸含量增加，导致心肌细胞肥大发生。

3 siRNA-1186敲低SCAD基因对心肌细胞目的基因表达与SCAD酶活性的影响

由图3可见，siRNA-1186敲低SCAD基因和PE刺激均引起SCAD mRNA、蛋白表达及酶活性水平显著下降。此外，心肌肥厚标志因子ANF和BNP mRNA表达均有明显的上升，表明二者均引起心肌细胞出现了明显肥大，SCAD在心肌肥大过程中具有重要作用，其表达量的降低可能是造成心肌肥大的一个重要因素。

4 非诺贝特对1186敲低SCAD基因的心肌细胞保护作用

从图4可以看出，siRNA-1186通过瞬时转染对SCAD基因表达进行干扰后，SCAD mRNA、蛋白及酶活性均明显降低，心肌细胞表面积明显增加，心肌肥厚标志因子ANF和BNP mRNA表达明显上升，心肌细胞内游离脂肪酸含量明显增加。与siRNA-1186干扰SCAD后的心肌细胞相比，非诺贝特预处理作用于敲低SCAD的心肌细胞后，心肌细胞表面积明显变小，细胞内游离脂肪酸含量显著减少,肥厚标志因子ANF和BNP mRNA表达有明显的下降，SCAD mRNA水平明显升高，相对应的蛋白表达量及SCAD酶活性也显著增高,见图4、5。这表明心肌肥大过程中PPARα对SCAD有直接的调控作用。

Figure 2. The changes of surface area (A,B) and content of free fatty acids (C) in the cardiomyocytes treated with phenylephrine (PE, 20 μmol/L) or siRNA-1186.Mean±SD.n=5. **P<0.01 vs Con.

Figure 3. The expression and activity of SCAD in cardiomyocytes treated with phenylephrine (PE, 20 μmol/L) or siRNA-1186. A: Western blotting results; B: RT-PCR results; C: SCAD activity.Mean±SD.n=5.##P<0.01 vs NC;**P<0.01 vs Con.

Figure 4. The effect of fenofibrate (Feno) on the surface area (A) and content of free fatty acids (B) in the cardiomyocytes treated with siRNA-1186.Mean±SD.n=5. **P<0.01 vs Con; #P<0.05, ##P<0.01 vs siRNA-1186.

Figure 5. The effect of fenofibrate (Feno) on the expression and the activity of SCAD in cardiomyocytes treated with siRNA-1186. A: Western blotting results; B: RT-PCR results; C: SCAD activity.Mean±SD.n=5.**P<0.01 vs Con; #P<0.05, ##P<0.01 vs riRNA-1186.

5 非诺贝特对PE处理的心肌细胞表面积及游离脂肪酸含量的影响

图6显示，PE刺激24 h后，心肌细胞表面积明显增大，出现了心肌细胞肥大，而用非诺贝特能明显预防心肌细胞肥大，心肌细胞表面积明显减少。心肌细胞内的游离脂肪酸含量明显增多，而非诺贝特能显著降低心肌细胞的游离脂肪酸含量。

Figure 6. The effect of fenofibrate (Feno) on the surface area (A) and content of free fatty acids (B) in cardiomyocyte treated with phenylephrine (PE). Mean±SD.n=5.**P<0.01 vs Con; #P<0.05 vs PE.

6 非诺贝特对PE处理的心肌细胞PPARα和SCAD蛋白及mRNA表达的影响

由图7可见，PE刺激24 h后，心肌细胞内肥大标志物ANF和BNP mRNA表达量均显著上升，说明心肌细胞肥大模型建立成功。而SCAD和PPARα蛋白及mRNA表达水平均显著下调，表明心肌细胞肥大模型中，SCAD的表达下调，可能导致了心肌细胞的脂肪酸β氧化能力下降，从而引起心肌细胞的游离脂肪酸含量增加。非诺贝特能使PPARα和SCAD蛋白及mRNA水平显著上调，表明非诺贝特可能通过增加SCAD的表达，从而导致心肌细胞脂肪酸β氧化能力增强，引起心肌细胞的游离脂肪酸含量下降，预防心肌细胞肥大。

Figure 7. The effect of fenofibrate (Feno) on the expression of PPARα and SCAD at mRNA and protein levels in the cardiomyocytes treated with phenylephrine (PE).A: Western blotting results; B: RT-PCR results; C: SCAD activity.Mean±SD.n=5. **P<0.01 vs Con; #P<0.05，##P<0.01 vs PE.

7 AICAR对PE处理的心肌细胞表面积及游离脂肪酸含量的影响

由图8可见，PE刺激24 h后，心肌细胞表面积明显增大，而AICAR能显著逆转心肌细胞肥大；心肌细胞内的游离脂肪酸含量明显增多，而AICAR能显著降低心肌细胞的游离脂肪酸含量，这一变化趋势与非诺贝特预处理相一致。

Figure 8. The effect of 5-aminoimidazole-4-carboxamide ribonucleotide (AICAR) on the surface area (A) and content of free fatty acids (B) in the cardiomyocytes treated with phenylephrine (PE).Mean±SD.n=5. **P<0.01 vs Con; #P<0.05 vs PE.

8 AICAR对PE处理的心肌细胞p-AMPKα、PPARα及SCAD表达的影响

由图9可见，PE刺激24 h后，心肌细胞ANF和BNP mRNA表达量均显著上升，而SCAD和PPARα mRNA表达则有所下调。与mRNA的变化趋势一致的是，PE刺激24 h后，SCAD、PPARα和p-AMPKα蛋白水平亦显著下调。AICAR能显著激活AMPK，使p-AMPKα表达下调。同时， PPARα和SCAD蛋白和mRNA水平均显著上调，表明AICAR可能通过激活AMPK增加PPARα的表达，从而上调下游基因SCAD，导致心肌细胞的脂肪酸β氧化能力增强，引起心肌细胞的游离脂肪酸含量下降，预防心肌细胞肥大。

Figure 9. The effect of 5-aminoimidazole-4-carboxamide ribonucleotide (AICAR) on the protein and mRNA expression of p-AMPKα, PPARα and SCAD in the cardiomyocytes treated with phenylephrine (PE).A: Western blotting results; B: RT-PCR results; C: SCAD activity. Mean±SD.n=5.**P<0.01 vs Con; #P<0.05,##P<0.01 vs PE.

讨 论

心肌肥大是心肌细胞对高血压、瓣膜病、急性心肌梗死及先天性心脏病等常见临床疾病的一种基本应答。心肌肥大的病理转变过程可分为肥大进展、肥大代偿和肥大失代偿期3个阶段。引起心肌肥大的发生机制极其复杂，至今仍未完全明了[10]。

心肌肥大是肥大刺激诱导核内基因异常表达的结果，细胞内信号转导通路是肥大刺激与核内基因转录活化的偶联环节。然而，不同刺激诱导的心肌肥大可能具有不同的“分子表型”，这主要取决于它们启动的信号转导通路。对心肌肥大信号转导通路的深入认识，不仅有助于阐明心肌肥大的分子机制，而且可为药物干预防治心肌肥大提供新思路[11]。

研究证实，胚胎时期哺乳动物心肌处于相对缺氧的环境，以葡萄糖及丙酮酸作为主要的能源物质，出生后则转为依赖脂肪酸氧化[12]。大量证据表明：当病理因素导致心肌肥大时，心肌能源供给由脂肪酸β氧化转变为以葡萄糖的酵解为主，即心肌能量代谢的“胚胎型再演”[13]。而与脂肪酸β氧化密切相关的SCAD是高度保守的酰基辅酶A脱氢酶家族成员之一，是脂肪酸β氧化第一步反应的限速酶。SCAD蛋白表达随年龄变化逐渐增加，且血清和心肌游离脂肪酸含量逐渐减少，可能与大鼠心肌对能量代谢底物的利用转变有关[2]。因此，SCAD作为脂肪酸β氧化的关键酶，其表达变化与心脏生长发育密切相关的同时，对心脏的能量代谢也起到重要的作用，进一步研究SCAD在心肌肥大能量代谢中的机制有着重要的意义。

本研究进一步采用RNA干扰技术敲低SCAD的表达，观察SCAD与心肌细胞肥大的关系，并与PE诱导的心肌细胞肥大模型相比较。我们观察到，敲低SCAD的表达后，心肌细胞表面积明显增大，心肌肥大标志因子ANF和BNP mRNA水平均显著上升，与PE诱导的心肌肥大趋势一致，SCAD的表达下调直接导致了心肌细胞的肥大发生，表明SCAD在心肌肥大的发生中具有重要作用。

敲低SCAD的表达后，心肌细胞内SCAD的蛋白表达和酶活性明显降低，心肌细胞内游离脂肪酸含量显著升高，提示心肌细胞的能量代谢出现了明显改变。SCAD下调对心肌细胞脂质代谢的影响与PE诱导心肌细胞肥大导致的脂质变化一致。此外，PE诱导的心肌肥大模型中，SCAD mRNA、蛋白表达及酶活性均显著下降。因此，我们推测，SCAD的脂肪酸氧化作用显著下降，可能导致了心肌细胞对脂肪酸的摄取和氧化能力明显降低，从而引起心肌细胞游离脂肪酸含量不断增多。

PPARα是核受体超家族成员，主要分布在脂肪酸氧化效率高的组织，是生理条件下心肌脂质和能量代谢的重要调控因子。然而，包括SCAD在内，依赖PPARα的脂肪酸代谢酶至少有7个。因此，心肌中高分布的PPARα与心肌能量代谢密切相关。本研究发现PE刺激24 h后，心肌细胞明显肥大，心肌细胞的游离脂肪酸含量明显增加，并伴有PPARα和SCAD的表达下调，呈现脂肪酸的利用减少和SCAD的表达下调相一致的趋势，表明肥大心肌存在脂肪酸氧化酶基因表达水平的降低，从而引起脂肪酸利用受阻，最终导致心肌能量代谢障碍，可能与肥大心肌细胞中PPARα的表达水平降低，引起的SCAD表达减少有关。本研究采用PPARα受体激动剂，观察到非诺贝特在激活PPARα和SCAD表达的同时，可明显逆转心肌细胞肥大，增强肥大心肌细胞对脂肪酸的代谢，降低心肌细胞中游离脂肪酸的含量。并在证实SCAD下调与心肌肥大脂质代谢密切相关的基础上，观察到非诺贝特预处理可以上调SCAD mRNA、蛋白表达及增高酶的活性，减少心肌细胞表面积，降低肥厚标志因子ANF和BNP mRNA表达，减低心肌细胞内游离脂肪酸的含量，直接预防敲低SCAD引起的心肌细胞肥大，表明心肌肥大中PPARα对SCAD具有直接的调控作用。综上所述，非诺贝特可能通过激活心肌细胞PPARα，进而上调依赖PPARα的下游基因SCAD，使SCAD酶活性增强，从而增强心肌细胞脂肪酸的β氧化，改善心肌细胞的能量代谢，预防心肌细胞肥大。这表明PPARα/SCAD信号途径对心肌肥大具有直接的调控作用。

AMPK是一个表达在心血管系统的异源三聚体蛋白，能调节体内能量代谢，在压力超负荷的作用下，会增加细胞AMP/ATP的比率，导致ATP减少。AMPK失活与心肌功能障碍及其它代谢性疾病相关[14]， AICAR为AMPK的激活剂，可通过激活AMPKα磷酸化位点Thr172，对PE诱导的心肌肥大有一定的保护作用[15]。本研究显示，PE刺激24 h后，p-AMPK的表达显著下调，AICAR在激活AMPK的同时，可明显逆转心肌细胞肥大，显著增强肥大心肌细胞的脂肪酸氧化，并伴随着PPARα及SCAD的表达上调，表明AICAR可能通过激活AMPK进而活化PPARα，上调脂肪酸氧化限速酶SCAD的表达，从而增强心肌细胞脂肪酸的β氧化，改善能量代谢，预防心肌细胞肥大。可见，AMPK/PPARα/SCAD信号途径可能介导了心肌细胞肥大的发生。

研究表明，体外激活AMPK抑制心肌肥大是通过FOXO1/MuRF1信号通路介导的[16]。而AICAR可通过激活ERK1/2信号途径，从而提高PPARα活性，抑制心肌肥大[9]。可见，激活AMPK/PPARα信号通路可能与AMPK/FOXO1/MuRF1信号通路有关，ERK1/2信号途径是否参与了AMPK/PPARα/SCAD信号通路对心肌肥大的调控，有待进一步研究。

[参 考 文 献]

[1] Zhou SG, Zhou SF, Huang HQ, et al. Proteomic analysis of hypertrophied myocardial protein patterns in renovascularly hypertensive and spontaneously hypertensive rats[J]. J Proteome Res, 2006, 5(11): 2901-2908.

[2] 周四桂, 王 平, 路 遥, 等. 短链酰基辅酶A脱氢酶在大鼠心脏发育中的表达及其与心肌肥厚的关系[J]. 中国病理生理杂志, 2013, 29(1):9-14.

[3] 罗佳妮, 周四桂, 陈少锐, 等. 短链脂酰辅酶A脱氢酶与心肌肥大关系的初步探索[J]. 中国药理学通报, 2013, 29(5):637-642.

[4] Ichihara S, Obata K, Yamada Y, et al. Attenuation of cardiac dysfunction by a PPAR-α agonist is associated with down-regulation of redox-regulated transcription factors[J]. J Mol Cell Cardiol, 2006, 41(2):318-329.

[5] Zou J, Le K, Xu S, et al. Fenofibrate ameliorates cardiac hypertrophy by activation of peroxisome proliferator-activated receptor-α partly via preventing p65-NFκB binging to NFATc4[J]. Mol Cell Endocrinol, 2013, 370(1-2):103-112.

[6] Purushothaman S, Sathik MM, Nair RR. Reactivation of peroxisome proliferator-activated receptor alpha in spontaneously hypertensive rat: age-associated paradoxical effect on the heart[J]. J Cardiovasc Phamacol, 2011, 58(3):254-262.

[7] 周四桂, 王 平, 路 遥, 等. 短链酰基辅酶A脱氢酶在大鼠生理性和病理性心肌肥大中的作用[J]. 中国病理生理杂志, 2012, 28(11):1921-1927。

[8] 周四桂, 徐立朋, 路 遥, 等. 非诺贝特通过上调短链酰基辅酶A脱氢酶抑制大鼠心肌肥厚[J]. 中国临床药理学与治疗学, 2013, 18(8):868-873.

[9] Meng R, Pei Z, Zhang A, et al. AMPK activation enhances PPARα activity to inhibit cardiac hypertrophy via ERK1/2 MAPK signaling pathway[J]. Arch Biochem Biophy, 2011, 511(1-2):1-7.

[10] 李 潞. 心脏肥大发生机制研究进展[J]. 沈阳医学院学报, 2009, 11(1):1-5.

[11] 符民桂, 唐朝枢. 心肌细胞肥大的信号转导通路[J]. 生理科学进展, 2000, 31(1):19-24.

[12] Khan RS, Lin Y, Hu Y, et al. Rescue of heart lipoprotein lipase knockout mice confirms a role for triglyceride in optimal heart metabolism and function[J]. Am J Physiol Endocrinol Metab, 2013, 305(11): E1339-E1347.

[13] Breckenridge RA, Piotrowska I, Ng KE, et al. Hypoxic regulation ofHand1 controls the fetal-neonatal switch in cardiac metabolism[J]. PLoS Biol, 2013, 11(9): e1001666.

[14] Wong AK, Howie J, Petrie JR, et al. AMP-activated protein kinase pathway a potential therapeutic target in cardiometabolic disease[J]. Clin Sci, 2009, 116(8): 607-620.

[15] Pang T, Raiapurohitam V, Cook M, et al. Differential AMPK phosphorylation sites associated with phenylephrinevsantihypertrophic effects of adenosine agonists in neonatal rat ventricular myocytes[J]. Am J Physiol Heart Circ Physiol, 2010, 298(5):H1382-H1390.

[16] Chen BL, Ma YD, Meng RS, et al. Activation of AMPK inhibits cardiomyocyte hypertrophy by modulating of the FOXO1/MuRF1 signaling pathyinvitro[J]. Acta Pharmacol Sin, 2010, 31(7):798-804.