贾梦凡,何怡琴,董少奇,魏 雨,陈姝敏,汪 雁

(安徽科技学院 生命与健康科学学院,安徽 凤阳 233100)

山药作为潜在的功能性食品,在加工过程中会产生大量山药皮,山药皮约占山药块茎的20%,这不仅造成巨大的资源浪费,同时可能造成环境污染[1-2]。随着山药皮产量的不断提高,其开发利用引起了广泛的关注。而大量研究表明山药皮中含有多酚类、黄酮类、皂苷类、多糖类、萜类等诸多活性成分[3-7]。因此,考虑到山药皮作为废弃物的潜在利用价值,研究山药皮黄酮成分的提取工艺,对促进山药皮资源的有效利用具有重要意义。目前,山药皮活性成分的提取方法主要有超声波提取、超高压提取、回流提取等。如鞠健等[8]采用超高压辅助提取山药皮总酚,在压力200 MPa、乙醇体积分数50%、料液比1∶50的条件下提取4 min,总酚提取率达到0.424%。涂宝军等[9]采用超声辅助提取山药皮多酚,比传统乙醇提取提高了12.7%。张莉会等[10]采用70%乙醇浸提山药皮中的多酚、皂苷、黄酮等活性成分。迄今为止,提取山药皮中活性成分仍主要采用具有较低选择性的醇-水体系,其粗提物中还存在大量的非目标化合物,如蛋白质、多糖等,这一事实无疑增加了目标成分的分离难度。与此同时,其提取和分离往往是作为两个独立的程序,这可能需要许多步骤和有机溶剂。因此,如果能够开发出一种集成的、高效的、能从复杂基质中同时萃取和原位分离目标化合物的方法,将大大减少分离步骤和有机溶剂的使用。

基于此,如何将萃取溶剂从单相原位切换成两相,是将萃取、分离步骤一体化的关键。温度响应型离子液体(TRIL)的出现及其应用为这一目标提供了新的方向。因为TRIL是一类能够对温度刺激有响应的功能化离子液体。尤其是通过温度调控可以实现离子液体-水体系的相行为变化这一特性,在高于一定温度下,TRIL可溶于水或极性有机试剂形成均相体系;而当温度降低时,系统将从单相切换到两相,从而实现原位分离的目的[11-13]。也就是说,仅仅通过温度调控即可实现混合溶剂的相态变化[14]。因此,通过使用可切换的温度响应型疏水性离子液体(TRIL)-水混合物作为萃取溶剂,可以同时从复杂基质中萃取和原位分离目标化合物,实现“高温均相萃取、低温异相分离”的目的。而目前,有关温度响应型离子液体的相关报道主要集中在催化领域[12],对萃取分离领域的相关报道相对较少,尤其是在山药皮活性成分的萃取分离方面还未见报道。如能以此类温度响应型离子液体为契机,将其和山药皮活性成分的萃取分离这一领域结合起来进行相关研究则令人期盼。

基于以上背景,开发一种可切换温度响应离子液体(TRIL)-水体系萃取并分离山药皮黄酮成分的方法。加热时,TRIL-水作为均相萃取体系,对山药皮活性成分进行萃取;冷却后,水相与离子液体相分离,亲水性和亲脂性化合物分别在水相和IL相中重新分配,从而实现目标化合物的原位分离。本研究选择具有代表性的可切换温度响应离子液体1-丁基-3-甲基咪唑四氟硼酸盐()-水体系,用于山药皮黄酮的萃取与富集分离,以证明该方法的可行性,分别考察了离子液体含量、萃取温度、萃取时间对目标化合物萃取效率的影响,旨在为山药皮资源的合理利用提供新的技术路径。

1 材料与方法

1.1 材料、试剂与仪器

山药皮(当地超市);1-丁基-3-甲基咪唑四氟硼酸盐(,>97%),亚硝酸钠,硝酸铝,氢氧化钠(麦克林生化有限公司);槲皮素标准品(阿拉丁试剂有限公司)。

DF-101D型恒温磁力搅拌器(巩义市予华仪器有限责任公司);T6-1650E型紫外-可见分光光度计(北京普析通用仪器有限责任公司);101-2AB型电热恒温鼓风干燥箱(上海森信实验仪器有限公司);FA2204B电子天平(上海精科天美科学仪器有限公司)。

1.2 试验方法

1.2.1 山药皮的预处理 山药皮,洗涤,放入烘箱干燥至恒重,粉碎过筛,收集20～40目样品贮存备用。

1.2.2 TRIL-水体系萃取和原位分离目标化合物试验方法 量取一定体积(3 mL)的-水(1∶1,V/V)溶液,加热形成均相体系,称取一定质量(0.15 g)的山药皮粗粉置于TRIL-水溶液中,连续搅拌萃取,过滤,收集含有目标成分的离子液体热溶液,冷却、静置、分层,分别对两相的黄酮分布情况进行分析比较。同时,在同条件下以成熟的溶剂体系(乙醇、50%乙醇、水)对该方法进行验证。试验方法如图1所示。

图1 萃取和原位分离示意图Fig.1 Schematic diagram of extraction and in situ separation

1.2.3 标准曲线的绘制 分别取0.1、0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0、4.0 mL的80 mg/L槲皮素标准溶液于8支比色管中,分别加水稀释至5 mL,加1 mL 5%亚硝酸钠,振荡摇匀,加1 mL 10%硝酸铝,振荡摇匀,加10 mL 4%氢氧化钠,振荡摇匀,定容至25 mL,摇匀,以空白溶液做参比,测定吸光度,绘制标准曲线。

1.2.4 关键因素考察 以TRIL-水体系为萃取介质,采用单因素试验研究离子液体含量、萃取温度、时间等主要因素对黄酮萃取效率的影响,以槲皮素为对照品,采用Al(NO3)3-NaNO2比色法测定总黄酮含量。

2 结果与分析

2.1 绘制标准曲线

以空白溶液做参比,测定其在波长350 nm处有最大吸收,在最大波长处测定不同浓度梯度槲皮素溶液的吸光度,绘制的标准曲线如图2所示,曲线方程为y=0.104 43x+0.104 11,拟合度为R2=0.985 0。

图2 槲皮素标准曲线Fig.2 The standard curve of quercetin

2.2 萃取溶剂对萃取效率的影响

为验证-水体系的可靠性,在相同提取条件下,比较-水体系在50 ℃下与各种传统溶剂(乙醇、50%乙醇、水)提取的总黄酮提取率。如图3所示,-水体系(1∶1,V/V)对黄酮的提取率高于其他溶剂的提取率,原因可能是该TRIL-水体系对植物细胞的破坏效应在一定程度上增强了传质作用。此外,属于离子液体型表面活性剂,在50 ℃条件下,-水体系(1∶1,V/V)中的浓度明显高于其临界胶束浓度,胶束的形成增加了亲脂性化合物的溶解度[15]。而且,在该温度下,在水中形成热力学稳定的均相体系,能够同时提取亲水性和亲脂性成分,从而可以同时提取黄酮苷元与黄酮苷。因此,与-水体系相比,纯IL和纯水对黄酮的提取率均较低。此外,虽然50%乙醇对黄酮的提取率与-水体系的提取率相当,但50%乙醇提取后,还需要对目标成分进行下一步的分离,而-水体系仅通过温度调控即可实现目标化合物的原位分离。如图1所示,黄酮几乎全部富集于下相。

图3 不同萃取溶剂对黄酮萃取率的影响Fig.3 Effects of different extraction solvents on the extraction rate of flavonoid

2.3 萃取温度和时间对萃取效率的影响

萃取温度与时间对萃取效率的影响不容忽视,为此,分别在25、40、50 ℃条件下进行提取,结果如图4所示。当温度从25 ℃增加至50 ℃,目标化合物的提取率随之增加,这可能是因为在较高温度下体系黏度降低,从而提高分子扩散及传质速率。

图4 萃取温度和时间对黄酮萃取率的影响Fig.4 Effects of extraction temperature and time on the extraction rate of flavonoid

2.4 离子液体含量对萃取效率的影响

一般来说,亲水性溶剂易于萃取亲水性成分,亲脂性溶剂易于萃取亲脂性成分。-水体系是一种热力学稳定的均相体系,能够同时提取亲水性和亲脂性成分,因此,其离子液体和水的含量会影响对目标成分的萃取。为考察离子液体含量(VIL/VH2O)对黄酮提取率的影响,进一步研究不同离子液体含量(2∶1、1.5∶1、1∶1、1∶1.5、1∶2),结果如图5所示。当含量由2∶1降低至1∶2,黄酮提取率先升高后降低。可知,在离子液体含量较高时,黄酮提取率偏低,这可能是因为高黏度显著限制了传质速率;而当水含量过高时,低溶解度也限制了提取率。因此,-水的体积比为1∶1时为最佳提取溶剂。

图5 离子液体含量对黄酮萃取率的影响Fig.5 Effects of ionic liquid content on extraction rate of flavonoid

3 结论与讨论

本研究以山药皮粉末为原料,选取1-丁基-3-甲基咪唑四氟硼酸盐()开发了可切换温度响应离子液体(TRIL)-水系统,用于萃取山药皮黄酮类化合物的萃取与富集。通过关键因素试验考察了离子液体含量、萃取温度和时间对黄酮萃取效率的影响。

-水体系可通过温度的调控,使目标化合物富集在下层溶剂。而且-水体系对黄酮的萃取率高于纯水和纯IL对黄酮的萃取率。用50%乙醇对黄酮的萃取率与-水体系的萃取率相当,但需要对目标化合有进行下一步分离。随着萃取时间和温度的增加,目标化合物的萃取率也随之增加。同时离子液体含量由2∶1降至1∶2,黄酮的萃取率先升高后降低。-水体系体积为1∶1时萃取率优于其他几种体积比例。