黄 好, 贾 虹, 王晓霜, 张 鹭, 段亚亭

（1. 重庆市中医院妇产科，重庆 400011；2. 重庆市中医院超声科，重庆 400011）

妊娠期糖尿病（gestational diabetes mellitus，GDM）作为常见的妊娠并发症，是临床上孕产妇及围产儿发病率和死亡率升高的重要原因，严重威胁母婴健康。近年来，随着妊娠平均年龄和肥胖率的增加，GDM 发生率也逐渐升高［1］。但迄今为止，GDM 发病机制尚不明确，多数学者认为胰岛素抵抗（insulin resisitance，IR） 是GDM 发病的重要病理机制［2］。当GDM 发生时，滋养细胞作为胎盘组织的主要功能细胞，在结构及功能上均发生明显改变，其中大量微小RNA （microRNA，miRNA）及蛋白表达异常，可能均与IR 的发生有密 切 关 联。 微 小RNA-508-3p （microRNA-508-3p，miR-508-3p）位于X 染色体q27.3，有研究［3］显示：miR-508-3p 在GDM 患者的胎盘组织中表达水平明显升高，但其具体作用机制尚不明确。肝细胞生长因子（hepatocyte growth factor，HGF） 是一种具有肝素结合特性的酸性蛋白质，在胎盘组织中含量丰富［4］。最新研究［5］证实： HGF 能够通过降低抗原递呈细胞主要组织相容性复合物Ⅱ的表达进而减轻IR，改善GDM 患者胎盘组织的病理损伤。应用生物信息学技术分析已发现HGF 的3′-UTR 区 存 在 与miR-508-3p 靶 向 结 合 位 点。但 关于两者在GDM 胎盘组织中的表达及相互作用尚未见相关报道。本研究旨在通过分析GDM 患者胎盘组织中miR-508-3p 和HGF 的表达及调控机制，以期进一步阐明GDM 的发病机制，为临床诊断及治疗GDM 提供新的思路及策略。

1 资料与方法

1.1 临床资料选取2018 年4 月—2019 年4 月本院产科门诊就诊及住院孕产妇30 例，其中15 例为GDM 组，15 例健康孕产妇为正常对照组。GDM 的诊断按照第9 版《妇产科学》的诊疗标准［6］：在妊娠的第24～28周空腹口服75 g葡萄糖进行糖耐量实验（oral glucose tolerance test，OGTT），当空腹血糖（fasting blood glucose，FBG）≥5.1 mmol·L－1，或服糖后1 h血糖≥10.0 mmol·L－1，或服糖后2 h 血糖≥8.5 mmol·L－1，即可诊断为GDM。入选标准：所有孕产妇均为单胎妊娠，GDM 患者符合上述诊断标准；排除标准：妊娠并发心脑血管、肺、肝和肾等疾病者，妊娠并发甲状腺等内分泌疾病及妊娠前即诊断为糖尿病者。所有产妇分娩后，在胎盘母体面的正中部位取约200 mg 组织（包括胎盘全层，不含羊膜层），并于30 min 内送至实验室，无菌生理盐水充分漂洗，用于免疫组织化学染色的胎盘组织置于10%甲醛溶液中进行固定，其余胎盘组织迅速置于液氮中冻存以供后续其他实验研究。标本及资料采集均取得研究对象知情同意并签署知情同意书，并获得本院伦理委员会批准。

1.2 细胞、主要试剂和仪器人绒毛膜滋养细胞HTR-8/Svneo 购于中国科学院上海细胞所。RPMI 1640 培养基、胎牛血清（FBS） 和0.25%含EDTA 胰蛋白酶（美国Hyclone 公司），TRIzol（美国Thermo 公司），逆转录试剂盒和PCR 试剂盒（上海康为世纪生物科技有限公司），PCR 引物［生工生物工程（上海）有限公司］，Opti-MEM 培养基及脂质体转染试剂LipofectamineTM2000（美国Invitrogen 公 司 ） ，miR-508-3p inhibitor、microRNA 无 关 序 列 （miR-NC）、 miR-508-3p mimic、野生型（WT）及突变型（MUT）HGF 荧光素酶报告基因质粒（pmirGLO 双荧光素酶报告基因载体）（上海吉玛制药技术有限公司），双荧光素酶系统（美国Promega 公司），HGF 抗体、磷酸化 磷 脂 酰 肌 醇 3 激 酶 （phosphorylated phosphatidylinositol 3 kinase，p-PI3K）抗体和磷酸化蛋白激酶B （phosphorylated protein kinase B，p-AKT）抗体（美国Abcam 公司），鼠抗人β-actin抗体、HRP 标记的山羊抗鼠抗体和BCA 蛋白定量试剂盒（广州晶彩生物科技有限公司），免疫组织化学EnVison 两步法试剂盒和二氮基联苯胺（DAB）显色试剂盒（北京中杉金桥生物技术有限公司），葡萄糖检测试剂盒和胰岛素（美国Sigma公司）。超净工作台（苏净集团安泰公司），PCR仪、凝胶电泳仪和凝胶成像系统（美国Bio-Rad 公司）。CO2细胞培养箱（美国Thermo 公司）。

1.3 免疫组织化学染色检测胎盘组织中HGF 阳性表达率从液氮中取出胎盘组织，于室温下采用PBS 缓冲液反复冲洗以去除血迹后经10%甲醛溶液固定，脱水，石蜡包埋，制成厚度约4 μm 的组织切片，采用EnVison 两步法检测胎盘组织中HGF 的表达。HGF 抗体稀释比例为1∶500，其余操作参考说明书进行。阳性染色结果判断：阳性染色细胞率≤5% 为0 分，5%＜阳性染色细胞率≤25% 为1 分，25%＜阳性染色细胞率≤50%为2 分，50%＜阳性染色细胞率≤75%为3 分，阳性染色细胞率＞75%为4 分。染色程度评分：1 分为淡黄色，2 分为棕黄色，3 分为棕褐色。将阳性染色细胞率与染色程度的乘积作为最终染色结果评分，其中0 分为表达阴性，≥1 分为表达阳性，计算正常对照组和GDM 组产妇胎盘组织中HGF 阳性表达率。

1.4 细胞培养和HTR-8/Svneo-IR 模型建立及鉴定HTR-8/Svneo 细胞常规复苏后用含10%FBS RPMI 1640 的常规培养基于37℃、5%CO2培养箱中进行培养。取处于对数生长期的HTR-8/Svneo细胞，调整细胞密度至2.5×104mL－1，接种于96 孔细胞培养板，待细胞生长融合至80%～90%时，使用不含FBS 的RPMI 1640 培养基饥饿细胞8 h 后进行实验，并将细胞分为正常培养的滋养细胞组（HTR-8/Svneo 组） 和模型组（HTR-8/Svneo-IR组），每组设定5 个复孔。根据参考文献［7］中的方法建立滋养细胞的IR 模型：在HTR-8/Svneo-IR组细胞不含FBS 的RPMI 1640 培 养 基 中 加 入1×107mmol·L－1的胰岛素进行处理；而HTR-8/Svneo 组细胞仅应用不含FBS 的RPMI 1640 培养基的进行培养，并设置空白对照组（即不含细胞、FBS 及胰岛素的RPMI 1640 培养基），置于37 ℃、5%CO2培养箱中培养36 h 后，应用葡萄糖-己糖激酶法葡萄糖检测试剂盒，在酶标仪450 nm 波长处检测培养液中葡萄糖含量，计算葡萄糖消耗量以鉴定HTR-8/Svneo-IR 模型。计算公式：葡萄糖消耗量=模型组（或正常对照组）细胞上清液葡萄糖含量—空白对照组上清液葡萄糖含量。

1.5 HTR-8/Svneo 细胞转染和分组取处于对数生长期的HTR-8/Svneo 细胞，用0.25%含EDTA胰蛋白酶常规消化后，常规培养基调整细胞密度至6×105mL－1，取2 mL 细胞悬液接种于6 孔细胞培养板中，待第2天细胞贴壁生长并融合至50%～70%时，更换为Opti-MEM培养基并根据LipofectamineTM2000说明书进行转染，将miR-508-3p inhibitor 或对应的阴性对照序列（miR-NC） 转染入HTR-8/Svneo-IR 细胞内。细胞分组：正常对照组 （HTR-8/Svneo 组），即无任何处理的HTR-8/Svneo 细胞；IR 组（HTR-8/Svneo-IR 组），即方法“1.4”中建立的IR 细胞模型；miR-508-3p 抑制组（miR-508-3p-inhibitor-IR 组），即转染了miR-508-3p inhibitor的HTR-8/Svneo-IR 细胞；miR-NC-IR 组，即转染了miR-NC 的HTR-8/Svneo-IR 细胞。收集转染48 h 后的细胞进行后续实验。

1.6 实时定量PCR（RT-PCR）法检测胎盘组织和HTR-8/Svneo 细胞中miR-508-3p 表达水平Trizol法提取胎盘组织及“1.5”中各组细胞中的总RNA，检测RNA 浓度及纯度后，根据逆转录试剂盒进行逆转录，合成cDNA。在按照RT-PCR 配置体系加样后，依照试剂说明书与预实验设定的温度与时间将cDNA 在实时PCR 仪上进行定量。反应条件：95 ℃预变性30 s；95 ℃变性6 s，60 ℃退火，延伸35 s，40 个循环。引物序列：miR-508-3p，上游引物5′-ACACTCCAGCTGGGTA-3′，下游 引 物 5′-TGGTGTCGTGGAGTCG-3′；GAPDH，上 游 引 物 5′-GGAGAAACCTGCCAAGTATG-3′，下 游 引 物 5′-TTACTCCTTGGAGGCCATGTAG-3′。以GAPDH 为内参，采用2－ΔΔCt法 计 算 胎 盘 组 织 和HRT8/Svneo 细 胞 中miR-508-3p 表达水平。实验重复3 次。

1.7 双荧光素酶报告基因实验应用miRNA 靶基因在线数据库Targetscan 对miR-508-3p 目标靶基因进行预测，筛选HGF 进行实验。取处于对数生长期的HTR-8/Svneo 细胞，调整细胞密度至3×105个/孔，接种至6 孔细胞培养板中，常规培养24 h 后，将细胞分为pmirGLO-HGF-WT+miR-508-3p mimic组、pmirGLO-HGF-WT+miR-NC组、pmirGLO-HGF-MUT+miR-508-3p mimic 组 和pmirGLO-HGF-MUT+miR-NC 组，进行细胞共转染，每组设5 个复孔。转染48 h 后，按照双荧光素酶检测试剂盒说明书进行操作，检测HGF 启动子的荧光强度，即为细胞中荧光素酶活性。

1.8 免疫印迹法检测胎盘组织和HTR-8/Svneo 细胞中HGF、p-PI3K 和p-AKT 蛋白表达水平将于液氮中碾碎的胎盘组织或各组HTR-8/Svneo 细胞置于冰上，加入RIPA 裂解液冰上裂解30 min，12 000 r·min－1、4 ℃离心15 min后取上清液，BCA法进行蛋白定量，按1∶4 比例向上清液中加入5×蛋白上样缓冲液，并于沸水中加热变性10 min。SDS分离胶及浓缩胶配置完成后，加入30 μg 蛋白样品及3 μL 蛋白Marker 进行聚丙烯酰胺凝胶（SDSPAGE） 电泳以分离蛋白条带。待电泳结束后，300 mA 电流90 min 进行转膜，5%脱脂牛奶于室温下封闭2 h 后，TBST 洗膜3 次，每次5 min。加入稀释后的一抗HGF（1∶800）、p-PI3K（1∶500）、p-AKT（1∶500）和β-actin（1∶2 000），4 ℃摇床孵育过夜。次日TBST 溶液清洗3 次，每次5 min，置于HRP 标记的山羊抗鼠二抗（1∶5 000） 室温振荡1 h，再次TBST 溶液清洗3 次，每次5 min。最后均匀滴加ECL 发光液后于凝胶成像仪进行曝光拍照。Image J 软件测定条带灰度值，以目的蛋白条带灰度值与内参β-actin 条带灰度值的比值表示目的蛋白的相对表达水平。实验重复3 次。

1.9 统计学分析采用SPSS 19.0 和GraphPad Prism 5.0 统计软件进行统计学分析及绘制相关图表。2 组孕产妇年龄、孕周、体质量指数（body mass index，BMI）、新生儿体质量和胎盘质量，胎盘组织中miR-508-3p 表达水平和HGF 蛋白表达水平，滋养细胞培养上清液中葡萄糖含量，各组细 胞 中 miR-508-3p、 HGF、 p-PI3K 和p-AKT蛋白表达水平，经正态性检验均符合正态分布，均以表示，多组间样本均数比较采用单因素方差分析，2 组间比较采用两独立样本t检验；2 组产妇胎盘组织中HGF 阳性表达率比较采用χ2检验；GDM 患者胎盘组织中miR-508-3p 表达水平与HGF蛋白表达水平相关性采用Pearson相关性分析。以P＜0.05为差异有统计学意义。

2 结 果

2.1 正常对照组和GDM组孕产妇一般资料与正常对照组比较，GDM 组产妇年龄、孕周和BMI差异均无统计学意义（P＞0.05），而新生儿体质量和胎盘质量均明显增加（P＜0.05）。见表1。

2.2 2 组产妇胎盘组织中miR-508-3p 表达水平与正常对照组（1.21±0.54）比较，GDM 组产妇胎盘组织中miR-508-3p 表达水平（3.69±0.41）明显升高（P＜0.05）。

表1 正常对照组和GDM 组孕产妇一般资料Tab. 1 General informations of pregnant women in normal control group and GDM group

表1 正常对照组和GDM 组孕产妇一般资料Tab. 1 General informations of pregnant women in normal control group and GDM group

*P＜0.05 vs normal control group.

Group Placental weight(m/g)550±223 569±287*Age(year)Gestational week Normal control GDM 30.55±2.98 30.17±3.80 37.17±3.13 37.63±2.52 BMI(kg·m－2)21.13±3.31 22.47±2.43 Birthweight(m/kg)3.42±0.36 3.71±0.59*

2.3 2 组产妇胎盘组织中HGF 蛋白表达水平及其与miR-508-3p 表达水平的相关性免疫组织化学染色结果显示：HGF 多表达于胎盘组织的滋养细胞胞质中，与正常对照组（85.7%）比较，GDM组产妇胎盘组织中HGF 阳性表达率（44.1%）明显降低（P＜0.05）（图1）。免疫印迹法检测结果：GDM 组产妇胎盘组织中HGF 蛋白表达水平（0.23±0.06）明显低于正常对照组（0.84±0.09）（P＜0.05）（图2）。Pearson 相关性分析显示：15 例GDM 组产妇胎盘组织中HGF 蛋白表达水平与 miR-508-3p 表达水平呈负相关关系（r=－0.542，P＜0.05）（图3）。

图1 正常对照组（A）和GDM 组（B）产妇胎盘组织中HGF 阳性表达（免疫组织化学，×400）Fig. 1 Positive expressions of HGF in maternal placental tissue in normal control group(A) and GDM group(B)(Immunohistochemistry,×400)

图2 免疫印迹法检测2 组产妇胎盘组织中HGF 蛋白表达电泳图Fig. 2 Electrophoregram of expressions of HGF protein in maternal placental tissue in two groups detected by Western blotting method

图3 GDM 组产妇胎盘组织中HGF 蛋白表达水平与miR-508-3p 表达水平的相关性Fig. 3 Relationship between HGF protein expression level and miR-508-3p expression level in placenta tissue of pregnant women in GDM group

2.4 双荧光素酶报告基因实验检测HTR-8/Svneo细 胞 中 miR-508-3p 与 HGF 的 靶 向 关 系TargetScan 预 测 结 果 显 示： HGF mRNA 的3′-UTR 与miR-508-3p 具有结合位点（图4A）。双荧光素酶报告基因实验结果显示： pmirGLOHGF-WT+miR-508-3p mimic 组细胞荧光素酶活性明 显 低 于pmirGLO-HGF-WT+miR-NC 组（P＜0.05），而pmirGLO-HGF-MUT+miR-508-3p mimic组与pmirGLO-HGF-MUT+miR-NC 组细胞荧光素酶活性比较差异无统计学意义（P＞0.05）（图4B）。

图4 双荧光素酶报告基因实验中各组HTR-8/Svneo细胞中荧光素酶活性Fig. 4 Luciferase activities in HTR-8/Svneo cells in various groups in double-luciferase reporter gene assay

2.5 HTR-8/Svneo-IR 模型鉴定1×107mol·L－1胰岛素处理HTR-8/SVneo 36 h后，HTR-8/SVneo-IR组细胞葡萄糖消耗量［（1.96±0.31）mmol·L－1］与HTR-8/SVneo 组［（5.73±0.42） mmol·L－1］比较明显降低（P＜0.01），提示HTR-8/Svneo-IR模型成功建立。

2.6 各组细胞中miR-508-3p 表达水平与HTR-8/Svneo 组 比 较，HTR-8/Svneo-IR 组 和miR-NC-IR 组细胞中miR-508-3p 表达水平明显升 高（P＜0.05），miR-508-3p-inhibitor-IR 组细胞中miR-508-3p 表达水平差异无统计学意义（P＞0.05）；与HTR-8/Svneo-IR 组 比 较，miR-508-3pinhibitor-IR 组细胞中miR-508-3p 表达水平明显降低（P＜0.05），miR-NC-IR 组细胞中miR-508-3p 表达水平差异无统计学意义（P＞0.05）。见图5。

图5 各组细胞中miR-508-3p 表达水平Fig.5 Expression levels of miR-508-3p in cells in various groups

2.7 各组细胞中HGF、p-PI3K 和p-AKT 蛋白表达水平与HTR-8/Svneo 组比较，HTR-8/Svneo-IR组和miR-NC-IR 组细胞中HGF、p-PI3K 和p-AKT蛋白水平表达明显降低（P＜0.05），miR-508-3pinhibitor-IR 组细胞中HGF、p-PI3K 和p-AKT 蛋白表达水平差异无统计学意义（P＞0.05）；与HTR-8/Svneo-IR 组比较，miR-508-3p-inhibitor-IR组细胞中HGF、p-PI3K 和p-AKT 蛋白表达水平明显升高（P＜0.05），miR-NC-IR 组细胞中上述蛋白表达水平差异均无统计学意义（P＞0.05）。见 图6 和表2。

图6 各组细胞中HGF、p-PI3K 和p-AKT 蛋白表达电泳图Fig. 6 Electrophoregram of HGF, p-PI3K, and p-AKT proteins in cells in various groups

3 讨 论

GDM 是妊娠期常见并发症，严重影响母婴健康。GDM 除可造成巨大儿、胎儿发育异常、新生儿低血糖和妊娠期高血压等不良妊娠结局外，GDM 患者及其子代发生代谢性疾病的远期风险也明显增加［8］。迄今为止，GDM 的发病机制尚存在争议，但国内外多数学者认为IR 是GDM 发生的主要病理生理机制。IR 是指在机体内，胰岛素作用的靶器官或组织对其生物学效应的敏感性出现降低或者丧失的一种状态，主要表现为体内胰岛素介导的葡萄糖利用率降低［9］。因此，积极寻找IR 相关治疗靶点，对于全面认识GDM 的发病机制和更好地改善临床治疗及预后均具有十分重要的意义。

表2 各组细胞中HGF、p-PI3K 和p-AKT 蛋白表达水平Tab.2 Expression levels of HGF, p-PI3K, and p-AKT proteins in cells in various groups

表2 各组细胞中HGF、p-PI3K 和p-AKT 蛋白表达水平Tab.2 Expression levels of HGF, p-PI3K, and p-AKT proteins in cells in various groups

*P＜0.05 vs HTR-8/Svneo group；ΔP＜0.05 vs HTR-8/Svneo-IR group.

Group HTR-8/Svneo HTR-8/Svneo-IR miR-NC-IR miR-508-3p-inhibitor-IR HGF 0.54±0.11 0.21±0.02*0.19±0.05*0.81±0.07Δ p-PI3K 0.34±0.09 0.11±0.02*0.09±0.01*0.77±0.10Δ p-AKT 0.13±0.01 0.06±0.02*0.04±0.01*0.51±0.04Δ

miRNA 是一类小非编码RNA，占基因组1%的miRNA 可参与调控近30%的生物学活动［10-11］。在GDM 患者胎盘组织中有多种miRNA 存在差异性表达，miR-508-3p 是其中之一。LI 等［3］分别对15 例GDM 患者和正常健康产妇的胎盘组织进行miRNA 表达谱进行芯片分析后结果显示：miR-508-3p 在GDM 患者胎盘组织中表达水平明显升高。进一步体外实验［3］结果显示：miR-508-3p 可能通过表皮生长因子受体（epidermal growth factor receptor，EGFR）/PI3K/AKT 信号通路调节滋养细胞功能，参与GDM 的发生发展。

HGF 是在1986 年首次从大鼠血浆和血小板中分离纯化得到的一种多功能生长因子，既往研究［12］显示：HGF 主要由成纤维细胞及其他基质细胞分泌合成，并通过与其受体—间质表皮转化因子 （c-mesenchymal-epithelia transition，c-MET）相互作用，在多种疾病中发挥重要作用。近年来研究［13-14］表明：HGF 在胎盘组织中表达丰富，其主要由胎盘绒毛间质细胞分泌，通过旁分泌的形式与滋养细胞及绒毛血管内皮细胞表面的HGF 受体相结合进行调控。UEHARA 等［15］报道：特异性敲除HGF 基因的小鼠在妊娠后，胎盘组织中的正常形态滋养细胞的数量明显下降，进而影响胎盘组织的正常功能，最终导致胚胎生长受限甚至胎死宫内，提示HGF 对滋养细胞功能、胎盘形成及妊娠的维持具有十分重要的作用。国内多数学者研究［16-17］证实：HGF 在GDM 患者胎盘组织中的表达较正常妊娠产妇明显降低，推测其可能参与GDM 的发生发展。HGF 是IR 病理生理过程中的关键作用蛋白，参与多种胰岛素敏感细胞类型的葡萄糖转运及代谢途径。在小鼠胰腺β 细胞中过表达HGF 能明显促进葡萄糖转运蛋白2 （glucose transporter-2，GLUT-2） 及葡萄糖激酶的表达，进而促进β 细胞对葡萄糖的摄取和利用［18］；敲除HGF 在成年小鼠体内表达，能够导致小鼠葡萄糖耐量受损并降低胰岛素的敏感性［19］。上述研究结果提示：HGF 在IR 中起关键作用。滋养细胞作为胎盘组织中的主要功能细胞，有研究［20］证实：在GDM 患者中滋养细胞对胰岛素的敏感性明显降低，即出现IR 现象。PI3K 是一种细胞内磷脂酰肌醇激酶，当细胞受到生长因子、血管内皮因子和胰岛素等刺激后，可发生磷酸化而激活，而活化的PI3K可诱导下游的AKT 蛋白与细胞膜表面相应受体进行结合，并使AKT 发生磷酸化，随后使其从细胞膜释放进入细胞质内传递信号。研究［21-23］证实：胰岛素主要通过PI3K/AKT 信号通路进行代谢，与葡萄糖转运及IR 等多种活动有密切关联。

本研究结果显示：GDM 组患者胎盘组织中miR-508-3p 表达水平明显高于正常对照组，而HGF 在胎盘中的表达水平与之相反，即HGF 在GDM 患者胎盘组织中的表达较对照组明显降低；进一步通过相关性分析显示：两者在胎盘组织中的表达水平呈负相关关系，结合本课题组前期利用生物 信 息 学 技 术 分 析 结 果（HGF 的3′UTR 存 在miR-508-3p 的结合位点），在GDM 中miR-508-3p可能参与调控HGF 的表达，且两者均参与GDM的发生发展过程。本研究体外实验结果显示：通过人滋养细胞系HTR-8/Sneo 验证了miR-508-3p 对HGF 具有靶向调控作用。本研究成功建立HTR-8/Sneo-IR 模型，采用脂质体瞬时转染技术对其进行miR-508-3p-inhibitor 转 染，RT-PCR 检 测 结 果 显示：HTR-8/Sneo-IR 模型细胞中miR-508-3p 表达水平明显升高，而转染miR-508-3p inhibitor 后其表达水平明显降低；利用免疫印迹法检测上述细胞中PI3K/AKT 信号通路相关蛋白的表达情况，HTR-8/Sneo-IR 细胞中p-PI3K 和p-AKT 蛋白表达水平均明显降低，而miR-508-3p-inhibitor-IR 组细胞中p-PI3K 和p-AKT 蛋白表达水平下调趋势被明显削弱。

综上所述，GDM 患者胎盘组织中miR-508-3p表达水平明显升高，其能够靶向抑制HGF 表达水平，进而通过PI3K/AKT 信号通路促进滋养细胞的IR，参与GDM 的发生发展过程。本研究结果可为探究miR-508-3p 在GDM 中的作用提供新的理论依据，然而上述机制仅为miR-508-3p 的一个作用方面，关于其在GDM 中的其他作用机制仍有待进一步研究。