刘枢清，孙秀峰，何宇乾

（1.青岛市动物疫病预防控制中心，山东青岛 266199；2.青岛市畜牧兽医研究所，山东青岛 266121）

A 型塞内卡病毒（Senecavirus A，SVA），旧称塞内卡谷病毒（Seneca Valley virus，SVV），属于小RNA 病毒科（Picornaviridae）塞内卡病毒属（Senecavirus）成员。该病毒于2002 年在美国马里兰州的“塞尼卡河州立公园（Seneca Creek State Park）”附近的实验室首次被发现，具有偶然性，最初是从被胎牛血清或猪胰蛋白酶污染的PER.C6细胞系中分离到[1]，而来自猪胰蛋白酶污染来源的可能性更大，因为大量与SVA 血清学相关的病毒都分离自猪。

SVA 自2007 年逐渐在加拿大、美国、巴西等国家暴发。2015 年我国广东省首次发现该病毒，随后逐渐蔓延至其他省份。猪感染SVA 后的临床表现与感染口蹄疫病毒（foot-and-mouth disease virus，FMDV）类似，通常表现为沉郁、体温升高、厌食、跛行、蹄部和鼻吻出现水疱[2]。水疱是该病的典型症状，蹄部水疱常见于蹄冠带和趾间隙[3]。SVA 感染的诊断目前主要依赖于病原学和血清学方法，防控方面仍无商品化疫苗可用。另外，随着SVA 在我国的传播，其毒力也逐渐致弱，目前国内猪场已频繁出现亚临床感染情况[4]。大量的亚临床感染及无商品疫苗可用，增加了我国对该病的防控及净化难度。

1 分子生物学

1.1 SVA 粒子结构

SVA 结构（图1）与FMDV 类似，为非囊膜正二十面体结构，T 值为3，直径约27 nm，内部为病毒核酸。病毒含4 种结构蛋白，分别为VP1、VP2、VP3 和VP4，其中VP1、VP2 和VP3 构成了病毒衣壳的外层结构，VP4 在衣壳内部。

图1 A 型塞内卡病毒结构

1.2 SVA 基因组

SVA 基因组（图2）为单股、线性、正义RNA，长度约为7 300 nt。基因组5'末端结合VPg，为非帽子结构，靠近5'末端为IV 型内部核糖体进入位点（internal ribosome entry site，IRES），为蛋白翻译的上游非编码区域，约666 nt。基因组3'末端为poly（A）结构，长度约为70 nt[5]。SVA 基因组仅含有一个较长的开放阅读框（open reading frame，ORF），编码一个约2 180 aa 的多肽，而后经过进一步加工，形成不同的结构蛋白和非结构蛋白。

各蛋白在基因组中呈“L-4-3-4”样排列（图2），即“Leader-4 个P1 区多肽-3 个P2 区多肽-4个P3 区多肽”。P1 区对应结构蛋白VP0、VP3和VP1，VP0 又进一步加工形成VP2 和VP4。P2和P3 区对应非结构蛋白，主要参与蛋白加工和病毒复制。所有非结构蛋白中，2A 蛋白的形成机制较为特殊，其总长为9 aa，羧基末端为保守基序NPG/P，因此可通过核糖体跳跃机制使蛋白翻译“中止”但不“终止”[5]。

图2 A 型塞内卡病毒基因组结构及多聚蛋白水解图

2 临床症状

2.1 自然感染

高毒力SVA 自然感染猪后会导致典型的水疱型临床症状，与猪的某些其他疫病症状类似，如口蹄疫、猪水泡病及水泡性口炎等。动物感染SVA 后，在鼻吻处会出现水疱性病变，通常为大小不一、充满液体的水疱（图3-A），破裂后可形成溃疡面（图3-B），多日后形成结痂。水疱性及溃疡性病变多出现于蹄冠带和趾间隙，导致边缘上皮疏松坏死，严重者站立及行走困难[6]。患病动物同时伴有厌食、精神沉郁、体温升高等现象。某些患病仔猪3～10 d后，症状可消退并临床康复[7]。

图3 猪感染SVA 的临床症状[8]

2.2 人工感染

国外学者通过动物实验深入研究了SVA 的致病机制[2-3]。通过口鼻途径进行SVA 感染动物实验，4 d 后便可观察到典型的临床症状。病毒血症持续期较短，通常维持在感染后的3～10 d。感染后1～28 d，便可在口鼻及粪便中检测病毒[2]。若为急性感染，1～5 d 后口腔中的病毒分泌量便可达到峰值[2]。2019 年Buckley 等[9]对15 只8 月龄母猪进行了SVA 鼻内感染试验，发现感染2 d 后，4 只母猪的蹄冠带便出现水疱样病变，其他母猪在感染5 d 内在该部位皆出现类似病变；6 只母猪感染4 d后，口吻部出现水疱样病变。病毒血症持续1 周，感染后7 d，出现血清中和抗体。大部分水疱样病变感染2 周后便自行消退。

国内分离株（GD-S5/2018 和GD04/2017）的小鼠感染实验结果显示，通过肌肉、皮下及口服途径感染，GD-S5/2018 株可导致较高的致死率，但GD04/2017 株却未导致明显的临床症状。猪感染实验结果显示，GD-S5/2018 株可导致典型的临床症状，如齿龈和舌部出现溃疡性病变，但GD04/2017株攻毒后，猪仅表现沉郁，未有SVA 感染的典型临床症状。这说明GD-S5/2018 是强毒株，而GD04/2017 的毒性较弱[10]。2020 年Zhang 等[11]比较了另外2 个国内分离株（HB-CH-2016 和CH/AH-02/2017）的毒力，发现CH/AH-02/2017 株可导致明显的临床症状，而HB-CH-2016 株的致病性相对较弱。

3 流行病学

3.1 国际SVA 感染情况

SVA 是一种新发病原体。2007 年加拿大首次报道了SVA 感染病例[12]。2012 年美国报道了猪群中有SVA 流行，但追溯发现2010 年已有猪群发病[13]。2014 年前，除北美地区外，SVA 未在其他地区报道，直到2014 年末，巴西报道了首例SVA感染病例[14]，而与美国和加拿大不同的是，巴西的SVA 感染不仅局限于成年猪，新生仔猪亦有感染[7，15]。随后其他国家皆发现了SVA 感染的病例，包括中国（2015）[16]、哥伦比亚（2016）[17]、泰国（2016）[18]和越南（2018）[19]等。

2015—2016 年是全球局部地区的SVA 感染高发期。对此期间的SVA 分离株基因组序列进行遗传进化分析，发现各毒株间的基因同源性较高（95.8%～99.9%），而与历史株SVV-001 的同源性较低（93.8%～94.6%）。基于SVAVP1基因部分序列（541 bp）进行遗传进化分析，可将病毒分为3 个以时间为参考的基因系（Clade），分别为Clade I、Clade II 和Clade III[8]。Clade I 为SVA 原型毒株，如88-23626 株（Genbank：EU271759）；Clade II 为历史毒株，如SVV-001 株（Genbank：DQ641257）；Clade III 为当前毒株，如CHLX-01-2016（Genbank：KX751945）。Clade III 基因系毒株最多，包括美国、加拿大、巴西、中国和泰国的分离株。

3.2 国内SVA 感染情况

2015 年，SVA 首次传入我国广东省2 个猪场，导致猪群出现水疱型病变及新生仔猪死亡。在排除口蹄疫、猪水疱性口炎等疑似疫病后，最终确诊为SVA 感染[16]。2016 年，湖北省某猪场出现SVA 感染病例[20]，其分离毒株（HB-CH-2016 株）与广东省首个分离毒株（CH-01-2015）核酸同源性极高，说明两次疫情具有密切的流行病学相关性。2016年12 月，黑龙江省某猪场的育肥猪经检测感染SVA，其分离株与美国毒株同源性高于其他中国毒株，说明此次黑龙江分离株可能源自美国。2017 年，河南省和福建省几乎同时报道了SVA 感染[6]，分离自这两个省份的3 个毒株间具有极高的核酸同源性，说明三者可能源自同一毒株。

近些年，SVA 在我国某些省份再次出现，尤其广东省时常有SVA 感染的报道[21-24]，且分离株已呈现出不同的进化分支。张志等[25]将2016—2018 年15 个省份的数百份临床病料进行检测，发现大部分省份皆检测到阳性。结合已有报道，目前SVA 感染的省、自治区和直辖市包括广东、广西、云南、贵州、湖南、福建、四川、湖北、河南、山东、新疆、上海、辽宁和黑龙江等14 个，表明SVA 已在我国不同地域广泛流行。2019 年代蕾等[26]报道了海南省同样存在SVA 感染，应用间接 ELISA 方法，对海南省2 547 份猪血清样品进行SVA 抗体检测，结果抗体阳性率为10.9%。

SVA 自2015 年传入我国后，已进化出5 个遗传分支。遗传进化分析表明，大部分分离株与美国毒株的同源性较高[24]。SVA 在我国正以较快的速度进化，同时不断有报道称，毒株间已发生重组并形成新的重组病毒[27-29]。病毒间的重组，使SVA在我国的遗传多样性更加复杂，因而也增加了潜在的跨物种传播风险。

4 诊断方法

4.1 病原学诊断

因SVA 为RNA 病毒，所以目前建立的病原学检测方法为基于RNA 的检测。针对的检测区域主要为基因组的3D、5'端UTR 或VP1 内部的保守片段，建立的方法为常规RT-PCR[30-31]、定量RT-PCR[32-34]、数字RT-PCR[35-36]及RT-LAMP[37-38]等，另有SVA 和FMDV双重RT-PCR检测方法的报道[39]。病原学检测，尤其定量RT-PCR，其敏感性可达10 拷贝/μL，且与口蹄疫、水泡性口炎等类似疫病无交叉反应，因此是常见的临床核酸检测方法。数字PCR 技术是一种核酸分子绝对定量技术，已应用至SVA 感染的病原学检测。相较于荧光定量PCR，数字PCR能够直接对核酸分子拷贝数进行绝对定量。然而，病原学检测的缺点显而易见，即病毒在不同组织的载量（或排毒量）随时间变化的差异性会导致检测结果出现差异。因此，为保证检测结果的准确性，应尽量采集不同组织的样品用于检测，如血清、淋巴结、粪便、唾液及水疱液等[8]。

4.2 血清学诊断

SVA 血清学诊断主要是基于血清抗体的检测，目前已建立的方法包括间接ELISA[40]、竞争ELISA[41-42]及病毒中和试验[41]等。竞争ELISA 是目前应用最为广泛的血清学检测方法，也有商品化检测试剂盒在售。该方法的敏感性和特异性较为理想，推荐临床检测使用。病毒中和试验的敏感性和特异性皆高于竞争ELISA[41]，但操作过程复杂，且需数日才可判定结果，因此不适用于SVA 感染的快速诊断。

5 疫苗研发

SVA 在猪群中流行已有十余年，但仍无商品化疫苗，猪场只能采用生物安全措施对其进行防控，因此开发高效疫苗至关重要。

5.1 活疫苗

SVA 在体内能诱导体液及细胞免疫反应[43]。2019 年Sharma 等[44]通过反向遗传技术拯救了一株重组SVA，并在猪体内评估了重组病毒的免疫原性及免疫保护性。结果显示，重组病毒是一株弱毒株，动物经接种后未出现明显临床症状，病毒血症及排毒现象都相对较弱。虽然毒力致弱，但重组病毒依然维持着较理想的免疫原性。4 周龄仔猪经单次肌内注射及滴鼻免疫后，可在免疫后3～7 d 内产生较高滴度的中和抗体。除了诱导体液免疫反应，重组活病毒还可诱导记忆性T 细胞（CD4+、CD8+及CD4+/CD8+T 细胞）的增殖反应。而且，仔猪经免疫后可以耐受异源SVA 的人工感染，攻毒后并未表现出明显临床症状，且病毒血症、排毒量及组织病毒载量都有所降低，说明该重组SVA 是一株有效的活疫苗候选株。

5.2 灭活苗

虽然活疫苗可以诱导理想的体液及细胞免疫反应，但具有潜在的生物安全风险，如毒力反强。而灭活苗不具有潜在的生物安全风险，因此是另一种理想的候选疫苗。2018 年Yang 等[45]通过二乙烯亚胺将SVA 灭活后，与油佐剂混合乳化制备了灭活疫苗。动物免疫试验显示，该灭活苗可诱导理想的中和抗体反应，且攻毒后动物未表现出明显临床症状，说明该油佐剂灭活苗是有效的SVA 候选疫苗。

6 结语

SVA 是近些年在多个国家出现的一种跨境传播病毒，可导致典型的水疱型临床症状，已对多国养猪业造成了不同程度的影响。SVA 感染目前在国内未像非洲猪瘟那样给养猪业带来毁灭性的影响，但不应忽视的是SVA 属于RNA 病毒，可能具有较强的变异性，因此该病毒未来的流行态势如何演变，目前很难预测。而且，目前仍无商品化疫苗可用，且国内诊断试剂研发相对滞后，这都不利于该病毒的防控。因此，相关工作者应当密切关注SVA 在全球的流行现状，并深入研究SVA 的致病及免疫机理，同时研发有效的疫苗和诊断试剂。