徐鹏

复旦大学生物医学研究院EpiRNA实验室，上海 200032

转录因子：基因书签的关键参与者

徐鹏†

复旦大学生物医学研究院EpiRNA实验室，上海 200032

为什么肝细胞复制后依然还是肝细胞，肺细胞复制后还是肺细胞？子细胞如何在有丝分裂结束后重建母细胞的转录模式？谁来充当阅读遗传信息之书的书签？近些年研究发现，此前人们深信不疑的转录因子在有丝分裂过程中从染色质上剥离的结论并不准确，越来越多的研究表明，有丝分裂过程中部分染色质处于开放状态，转录因子并不从染色质中剥离，提示转录因子可作为基因书签。本文介绍了基因书签这一表观遗传学新内容的定义，给出了几个转录因子作为基因书签的具体案例，并介绍了系统地揭示转录因子作为基因书签的最近研究进展，希望能为从事表观遗传学研究或对表观遗传学感兴趣的同仁提供全面且通俗的解读。

基因书签；转录因子；有丝分裂；表观遗传修饰

生物体的遗传信息主要储存在DNA中，并按照“中心法则”流动，即DNA通过转录将遗传信息传递给RNA，再通过翻译传递给执行生物功能的蛋白质。把包含全部遗传信息的基因组DNA（少部分储存于线粒体和植物的叶绿体）比作一本写满文字的书，转录即阅读。真核细胞中绝大多数细胞进行有丝分裂，有丝分裂从开始到结束称为一个细胞周期，因此遗传信息的阅读是具有周期性的。

在生活中，当我们想要把书本从图书馆借回家，需要进行的第一步操作就是合上书本。如果希望下次接着上次停止的地方阅读，那么最好插入书签，或者你记住页码，总之需要产生某种“记忆”。基因组DNA这本遗传信息之书也是一样，在有丝分裂过程中，DNA暂停转录程序，但是谁扮演着书签的角色呢？

一个值得关注的现象：有丝分裂后细胞一分为二，但肝细胞复制后还是肝细胞，肺细胞复制后还是肺细胞，这两种子细胞跟原来的母细胞几乎一样，这种一致性最重要的体现之一就是子细胞与母细胞拥有几乎完全相同的转录模式。子细胞如何重建与母细胞一样的转录模式？子代肝细胞如何知道应该按照肝细胞的转录程序进行，而不是肺细胞的呢？这是长久以来困扰生物学家的基本问题。

1 何为基因书签

基因书签最开始用来描述有丝分裂的细胞中对核酸酶高度敏感的启动子区域，现在通常指在有丝分裂过程中，母细胞将其基因转录模式传递给子细胞的过程[1]。

基因书签讨论的过程是细胞分裂或细胞周期。此前设想的场景发生了转变，并不是将一本书从图书馆转移到家，而是把书本复印后，我们该如何阅读。书本之于基因组信息，关键的不同在于，书本是有页码的，现代简体中文书本约定俗成的阅读模式是从前往后，从上到下，从左往右。而基因表达模式不同，并不是从1号染色体到22号染色体，也不是从一端表达到另一端。为了更加真实地模拟基因组信息，我们假定手里的这本书没有页码，而且每一页并不是从上一段阅读到下一段，但每一段里面的阅读顺序是从上到下，从左往右。每一段文字就好似一个基因，基因的转录有特定的顺序(从5′端到3′端)，但是不同基因的转录顺序则因细胞而异。现在问题转变为：我们已经知道手里的这本书该如何阅读，当把这本书复印后，该如何阅读复印后的书？

在细胞中转录因子结合到特定的DNA区域，与表观遗传修饰一起，参与调控基因时空特异性表达，这让我们知道如何阅读“原书”；而有丝分裂过程中，绝大多数转录因子从DNA上剥离，复印后的书本丢失了大量的书签信息，我们该如何阅读复印后的书呢？子细胞该如何重建转录程序呢？

近些年的研究发现，在有丝分裂过程中，部分转录因子的结合位点处于开放状态，转录因子可以结合到有丝分裂中的染色体上[2]，与表观遗传修饰(DNA甲基化、组蛋白修饰)、组蛋白变体等一起充当基因书签[3]。本文主要聚焦于转录因子介导的基因书签，表观遗传修饰[4-6]、组蛋白变体[7-10]以及转录因子和表观遗传修饰协同介导[11-12]的基因书签过程不在本文讨论之列。

2 转录因子作为基因书签

1953年，詹姆斯•沃森和弗朗西斯•克里克等首次揭示了DNA的双螺旋结构，随后关于DNA的研究逐渐兴起。20世纪60年代初，科学家们对细胞周期中的DNA转录情况产生了浓厚兴趣。通过放射性自显影技术，他们发现在有丝分裂过程中，大量的转录过程被抑制[13-16]，其核心原因在于有丝分裂中的染色质结构紧缩，阻止了转录因子的结合。

有丝分裂中染色质如何被压缩的呢？研究发现，一种名为压缩素(condension)的蛋白复合物发挥了关键作用。真核细胞包含压缩素Ⅰ和压缩素Ⅱ，它们均由5个亚单元组成：其中两个SMC(structural maintenance of chromosomes)蛋白家族成员CAP-C(SM

C4)和CAP-E(SMC2)相同，此外还包含一个kleisin亚单元(压缩素Ⅰ的为CAP-H)和两个HEAT重复亚单元(压缩素Ⅰ的为CAP-D2和CAP-G)。在有丝分裂起始阶段，压缩素Ⅰ蛋白复合物中CAP-G、CAP-H和CAP-D2被cdc2/cyclinB磷酸激酶磷酸化，转变为活性形式，进而使得染色质压缩(图1)[17]。

图1 压缩素(condensin)Ⅰ的结构及其在不同细胞周期中的位置[17]

但总有“漏网之鱼”。在整体染色质结构紧缩的情况下，仍然有特定位点的染色质处于开放状态，这些处于开放状态的位点对核酸酶和化学探针高度敏感。研究发现，这些高度敏感的染色质位点在有丝分裂中保留[18-21]。特别地，1995年Martínez-Balbás M. A.等发现，对DNaseI高度敏感的热休克蛋白基因Hsp70的启动子区域在有丝分裂的染色体中保留[22]。这些结果提示，一些转录因子结合的开放位点可以通过细胞复制而传递给子细胞，因而启动转录的关键转录因子可在有丝分裂结束后迅速恢复转录程序。

2.1 HSF2介导的基因书签

热休克因子(heat shock factor protein，HSF)是一类热休克基因的转录激活因子。HSF1是热休克蛋白转录的主要调控者。无应激情况下HSF1分布在胞浆中，单体的HSF1与热休克蛋白相互作用，进而处于失活状态；一旦受到热激，热休克蛋白与错误折叠的蛋白结合，从而释放HSF1，HSF1可形成三聚体并转移到细胞核，并特异性地结合到在真核生物基因组中保守的热休克元件(heat shock sequence elements, HSE)，从而激活热休克基因表达。

与HSF1稍有不同的是，HSF2通常在发育和分化相关的过程中被激活进而发挥功能。除了这些为人熟知的功能外，Xing H.等揭示了HSF2可作为基因书签发挥功能[23]。实验揭示了HSF2可以与hsp70i(诱导型的hsp70)基因的启动子区域的热休克元件HSE结合，招募蛋白磷酸酶PP2A，并且与压缩素的核心亚单元CAG-G蛋白相互作用，进而促进邻近的压缩素复合物的去磷酸化，使其失活，进而保护Hsp70i启动子区域不被压缩[23](图2)。此外，PRC1也可以与HSF2相互作用，并且在细胞周期中也可以结合到hsp70i的启动子区域，提示PRC1可能在HSF2介导的基因书签中发挥功能[25]。

图2 HSF2-PP2A介导的hsp70i基因书签过程[24]

2.2 TFIID介导的基因书签

TFIID是一种对于转录非常关键的转录因子。它是RNA聚合酶II转录起始前复合物的核心组分，一方面其作为转录复合物组装的支架，另一方面可通过其TBP亚单元与启动子区域的TATA框相互作用。通过生物化学和免疫组化的方法，发现在有丝分裂的细胞中TFIID依然与紧缩的染色质紧密结合[26]。通过对TBP-GFP融合蛋白进行直接的荧光定位分析，进一步确认了TFIID与紧缩的染色质结合[27]。除了TFIID，染色质免疫共沉淀(ChIP)实验还发现了TFIIB跟TFIID类似，可与启动子区域相互结合。特别值得注意的是，TFIIB和TFIID只结合那些此前表达的基因的启动子，而不能结合不表达的基因的启动子[28]。

TFIID是如何实现基因标签的呢？TFIID招募磷酸酶PP2A到启动子区域，并且与CAP-G亚单元相互作用，以促进这些启动子附近的压缩素的去磷酸化和失活，因此阻止了染色质DNA中特定区域的压缩[29]。此外，研究显示在有丝分裂过程中TBP会被磷酸化[30]，暗示这种磷酸化可能参与调控TFIID介导的基因书签。

2.3 Brd4介导的基因书签

Brd4是一种含有溴结构域的转录因子，一开始它被鉴定为染色质结合的支架，招募转录因子(比如P-TEFb)和染色质修饰因子；此外，Brd4是组蛋白的识别子(reader)，可特异性地与具有H3K14ac、H4K5ac、H4K12ac等修饰的组蛋白结合。

近年研究发现，在有丝分裂过程中Brd4也可定位到染色体上，提示Brd4也可参与转录程序记忆的维持[31]。在细胞间期，Brd4与P-TEFb相互作用，作为转录的共激活因子。在整个细胞分裂过程中，Brd4可以结合到很多在M期和G1期表达的基因的转录起始位点，在有丝分裂接近尾声或者结束后立即开始表达。相反，Brd4并不与那些在细胞周期后期表达的基因结合。Brd4结合事件增加伴随着P-TEFb的招募和M/G1基因的转录，一旦Brd4被敲除，这些事件都将受到影响[32]。值得注意的是，在有丝分裂末期，Brd4与M/G1期表达的基因的结合增加，与此同时这些基因的组蛋白H3和H4乙酰化增加，提示Brd4的乙酰转移酶功能也可能参与Brd4介导的基因书签过程。

Brd4作为基因书签的功能是怎样的呢？Devaiah B. N.等[12]发现，Brd4除了可以作为H3K14ac、H4K5ac、H4K12ac的识别子，也可作为书写者(writer)乙酰化H3K122。这种乙酰化作用使得核小体从染色质上脱离，进而使得特定位点的染色质变得更开放，提示Brd4可通过其组蛋白乙酰化能力介导基因书签化。

2.4 系统性地揭示基因书签之迷

除了上面提到的HSF2、TFIID、Brd4，其实还有很多经典的转录因子介导基因书签的模型，比如：基因组多面手CTCF[33]、肝细胞核因子FoxA1[34]、红细胞因子NFE2[35]、成骨细胞分化决定因子Runx2[36-37]、干细胞分化和胚胎发育关键因子Sox2[38]等。

此外，比较有意思的现象是，有些转录因子一开始认为不能与有丝分裂的染色体结合，但是后来被认为是可以的。比如，对于造血系统转录因子GATA1，2007年Xin L. 等发现GATA1不能与有丝分裂中的染色体结合[35]，但2012年Kadauke S. 等利用活细胞成像发现，GATA1可以与有丝分裂的染色体结合[39]。

这种现象不仅在GATA1上出现，还在TATA框结合蛋白TBP(TFIID复合物的亚单元)上出现。比如2002年Chen D. 等揭示TBP可以与有丝分裂染色体结合[27]，而2007年Komura J. 等利用紫外交联足迹分析方法揭示，CTCF、TBP并不能与有丝分裂染色体结合[40]。此后多有反复。2008年Xing H. 等进一步揭示了TBP作为基因书签的机制[29]。这种差异可能与他们采用不同的实验方法有关。

这么一个个单独研究终究不是办法。近几年，科学家们开始系统性地研究参与基因书签化的转录因子。2015年，Chris C.-S.等利用小鼠红细胞模型，第一次在全基因组范围内比较了分裂期和间期DNaseI敏感的染色质[40]。虽然在显微镜下有丝分裂期的染色质紧缩，但是在分子层面，染色质的可接触性并没有太大的改变，即使有变化，也只是出现在部分基因和调控元件。2016年，著名华人科学家钱泽南(Robert Tjian)在小鼠胚胎干细胞中证实，很多转录因子(Sox2、Oct4、Esrrb、Klf4、Sp1、Foxo1、Foxo3a)结合到有丝分裂期的染色质中，更令人惊奇的是，他们发现此前很多被认为从有丝分裂中的染色质剥离的转录因子，只是由于实验过程中固定导致的假象，实际上这些因子在有丝分裂中依然结合在染色质上[41]。

3 总结

随着越来越多的科学家关注到转录因子介导的基因书签，相信在不久的将来，会有越来越多的转录因子介导的基因书签的案例被揭示，一方面丰富了转录因子的功能，另一方面也揭示了细胞如何在分裂过程中维持自己的身份，这也与很多参与基因书签的转录因子都是谱系特异性表达的转录因子相符。

在有丝分裂过程中，转录因子结合到活性基因的启动子区域，可作为基因书签主要有两个原因：①转录因子最核心的功能就是结合到基因启动子区域调控基因表达，因此转录因子作为基因书签，可解释细胞如何鉴定哪些活性基因被书签标记；②在有丝分裂过程中，转录因子与启动子结合，可以解释在有丝分裂后，转录因子如何快速组装转录复合物到启动子上起始转录[1]。基因书签对细胞非常重要，可控制细胞生长，维持细胞谱系特异性，可应对各种外界应激[3]。基因书签紊乱可能与多种疾病存在关联，比如脑缺血再灌注损伤和白血病，但还需要进一步证据[3]。

这里讨论的基因书签，到底谁作为基因书签呢？转录因子吗？确切地说，基因书签应当理解为一个母细胞将转录机器遗传给子细胞的生物学过程。这个过程主要包含两种成分，一种是转录环境，另一种成分就是上面讨论的转录因子。转录环境指的是染色质中的开放结构，或者特定种类表观遗传标记，只有当这种转录环境被精确遗传后，转录因子才可以在有丝分裂过程中或者结束后立即发挥作用，否则即使有转录因子，也无济于事。

上面我们提到了有丝分裂过程中染色质压缩的“漏网之鱼”，这是从我们观察到的现象出发，但是如果从细胞的角度出发，这些“鱼”非漏不可，这是细胞的选择，更是细胞的宿命。

(2017年6月26日收稿)■

[1] SARGE K D, PARK-SARGE O K. Mitotic bookmarking of formerly active genes: keeping epigenetic memories from fading [J]. Cell Cycle,2009, 8(6): 818-823.

[2] KADAUKE S, BLOBEL G A. Mitotic bookmarking by transcription factors [J]. Epigenetics Chromatin, 2013, 6(1): 6.

[3] ZAIDI S K, YOUNG D W, MONTECINO M A, et al. Mitotic bookmarking of genes: a novel dimension to epigenetic control [J]. Nat Rev Genet, 2010, 11(8): 583-589.

[4] KOUSKOUTI A, TALIANIDIS I. Histone modifications defining active genes persist after transcriptional and mitotic inactivation [J].EMBO J, 2005, 24(2): 347-357.

[5] MURAMOTO T, MÜLLER I, THOMAS G, et al. Methylation of H3K4 is required for inheritance of active transcriptional states [J].CurrBiol, 2010, 20(5): 397-406.

[6] WANG F, HIGGINS J M. Histone modifications and mitosis:countermarks, landmarks, and bookmarks [J]. Trends Cell Biol, 2013,23(4): 175-184.

[7] AHMAD K, HENIKOFF S. The histone variant H3.3 marks active chromatin by repliation-independent nucleosome assembly [J]. Mol Cell, 2002, 9(6): 1191-1200.

[8] TAGAMI H, RAY-GALLET D, ALMOUZNI G, et al. Histone H3.1 and H3.3 complexes mediate nucleosome assembly pathways dependent or independent of DNA synthesis [J]. Cell, 2004, 116(1):51-61.

[9] JANICKI S M, TSUKAMOTO T, SALGHETTI S E, et al. From silencing to gene expression: real-time analysis in single cells [J]. Cell,2004, 116(5): 683-698.

[10] CHOW C M, GEORGIOU A, SZUTORISZ H, et al. Variant histone H3.3 marks promoters of transcriptionally active genes during mammalian cell division [J]. EMBO Rep, 2005, 6(4): 354-360.

[11] ALI S A, DOBSON J R, LIAN J B, et al. A RUNX2-HDAC1 corepressor complex regulates rRNA gene expression by modulating UBF acetylation [J]. J Cell Sci, 2012, 125(11): 2732-2739.

[12] DEVAIAH B N, CASE-BORDENC, GEGONNEA, et al. BRD4 is a histone acetyltransferase that evicts nucleosomes from chromatin [J].Nat Struct Mol Biol, 2016, 23(6): 540-548.

[13] TAYLOR J H. Nucleic acid synthesis in relation to the cell division cycle [J]. Ann NY AcadSci, 1960, 90: 409-421.

[14] PRESCOTT D M, BENDER M A. Synthesis of RNA and protein during mitosis in mammalian tissue culture cells [J]. Exp Cell Res,1962, 26: 260-268.

[15] LITTAU V C, ALLFREY V G, FRENSTER J H, et al. Active and inactive regions of nuclear chromatin as revealed by electron microscope autoradiography [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 1964, 52:93-100.

[16] JOHNSON T C, HOLLAND J J. Ribonucleic acid and protein synthesis in mitotic HeLa cells [J]. J Cell Biol, 1965, 27: 565-574.

[17] HAGSTROM K A, MEYER B J. Condensin and cohesin: more than chromosome compactor and glue [J]. Nat Rev Genet, 2003, 4(7): 520-534.

[18] WEINTRAUB H. Assembly and propagation of repressed and depressed chromosomal states [J]. Cell, 1985, 42(3): 705-711.

[19] KEREM B S, GOITEIN R, DIAMOND G, et al. Mapping of DNAase I sensitiveregions on mitotic chromosomes [J]. Cell, 1984, 38(2): 493-499.

[20] GROUDINE M, WEINTRAUB H. Propagation of globin DNAase I-hypersensitive sites in absenceof factors required for induction: a possible mechanism for determination [J]. Cell, 1982, 30(1): 131-139.

[21] STRUHL G. A gene product required for correct initiation of segmental determination inDrosophila[J]. Nature, 1981, 293(5827): 36-41.

[22] MARTÍNEZ-BALBÁS M A, DEY A, RABINDRAN S K, et al.Displacement of sequence-speci fi c transcription factors from mitotic chromatin [J]. Cell, 1995, 83(1): 29-38.

[23] XING H, WILKERSON D C, MAYHEW C N, et al. Mechanism ofhsp70igene bookmarking [J]. Science, 2005, 307(5708): 421-423.

[24] SARGE K D, PARK-SARGE O K. Gene bookmarking: keeping the pages open [J]. Trends BiochemSci, 2005, 30(11): 605-610.

[25] MURPHY L A, WILKERSON D C, HONG Y, et al. PRC1 associates with thehsp70ipromoter and interacts with HSF2 during mitosis [J].Exp Cell Res, 2008, 314(11/12): 2224-2230.

[26] SEGIL N, GUERMAH M, HOFFMANN A, et al. Mitotic regulation of TFIID: Inhibition of activator-dependent transcription and changes in subcellular localization [J]. Genes Dev, 1996, 10(19): 2389-2400.

[27] CHEN D, HINKLEY C S, HENRY R W, et al. TBP dynamics in living human cells: Constitutive association of TBP with mitotic chromosomes [J]. MolBiol Cell, 2002, 13(1): 276-284.

[28] CHRISTOVA R, OELGESCHLAGER T. Association of human TFIID-promoter complexes with silenced mitotic chromatinin vivo[J]. Nat Cell Biol, 2002, 4(1): 79-82

[29] XING H, VANDERFORD N L, SARGE K D. The TBP-PP2A mitotic complex bookmarks genes by preventing condensin action [J]. Nat Cell Biol, 2008, 10(11): 1318-1323.

[30] WHITE R J, GOTTLIEB T M, DOWNES C S, et al. Mitotic regulation of a TATA-binding protein-containing complex [J]. Mol Cell Biol,1995, 15(4): 1983-1992.

[31] YANG Z, HE N, ZHOU Q. Brd4 recruits P-TEFbto chromosomes at late mitosis to promote G1 gene expression and cell cycle progression[J]. Mol Cell Biol, 2008, 28(3): 967-976.

[32] DEY A, NISHIYAMA A, KARPOVA T, et al. Brd4 marks select genes on mitotic chromatin and directs postmitotic transcription [J]. MolBiol Cell, 2009, 20(23): 4899-4909.

[33] BURKEL J, ZHANGR, BARTKUHNM, et al. CTCF binding and higher order chromatin structure of the H19 locus are maintained in mitotic chromatin [J]. EMBO J, 2005, 24(18): 3291-3300.

[34] CARAVACAJ M, DONAHUEG, BECKERJ S, et al. Bookmarking by specific and nonspecific binding of FoxA1 pioneer factor to mitotic chromosomes [J]. Genes Dev, 2013, 27(3): 251-260.

[35] XIN L, ZHOU G L, SONG W, et al. Exploring cellular memory molecules marking competent and active transcriptions [J]. BMC Mol Biol, 2007, 8: 31.

[36] YOUNG D W, HASSAN M Q, YANG X Q, et al. Mitotic retention of gene expression patterns by the cell fate-determining transcription factor Runx2 [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2007, 104(9): 3189-3194.

[37] YOUNG D W, HASSAN M Q, PRATAP J, et al. Mitotic occupancy and lineage-speci fi c transcriptional control of rRNA genes by Runx2[J]. Nature, 2007, 445(7126): 442-446.

[38] DELUZ C, FRIMAN E T, STREBINGER D, et al. A role for mitotic bookmarking of SOX2 in pluripotency and differentiation [J]. Genes Dev, 2016, 30(22): 2538-2550.

[39] KADAUKE S, UDUGAMA M I, PAWLICKI J M, et al. Tissuespecific mitotic bookmarking by hematopoietic transcription factor GATA1 [J]. Cell, 2012, 150(4): 725-737.

[40] KOMURA J, IKEHATA H, ONO T. Chromatin fine structure of thecMYCinsulator element/DNase I-hypersensitive site I is not preserved during [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2007, 104(40): 15741-15746.

[41] HSIUNGC C-S, MORRISSEYC S, UDUGAMAM, et al. Genome accessibility is widely preserved and locally modulated during mitosis[J]. Genome Res, 2015, 25(2): 213-225.

[42] TEVES S S, AN L, HANSEN A S, et al. A dynamic mode of mitotic bookmarking by transcription factors [J]. elife, 2016, 5: e22280.doi:10.7554/elife.22280.

Transcription factor: one of the critical players in mitotic bookmarking

XU Peng
EpiRNA Laboratory of Institutes of Biomedical Sciences, Fudan University, Shanghai 200032, China

Why is liver cell still liver cell, and lung cell still lung cell after mitosis? How does daughter cell reestablish the mother’s transcription pattern? Who could work as bookmarkers for reading the book of genetic information? Recent studies have challenged the previous conclusion that transcription factors are dissolved from mitotic chromatin, and emerging evidences have shown that speci fi c chromatins regions are still accessible for transcription factors during mitosis, thus indicating that transcription factors could function as gene bookmarkers. In this brief review, I introduced the de fi nition of gene bookmarking—the novel aspect of epigenetics,then gave several cases of transcription-factor-mediated gene bookmarking, as well as the systematical researches on it, hoping to provide a comprehensive interpretation of gene bookmarking for those who are working on or interested in it.

gene bookmarking, transcription factor, mitosis, epigenetic modi fi cation

10.3969/j.issn.0253-9608.2017.05.008

†通信作者，E-mail:pxu15@fudan.edu.cn

(编辑：段艳芳)