刘换新, 吴晓霞, 张 燕, 郭琳琅

(1南方医科大学附属珠江医院病理科，广东广州 510282； 2武警广东总队医院病理科, 广东 广州 510507)

钾离子通道蛋白Kir2.1/KCNJ2及多药耐药蛋白MRP1/ABCC1在小细胞肺癌中的表达及相关性*

刘换新1,2, 吴晓霞2, 张 燕2, 郭琳琅1△

(1南方医科大学附属珠江医院病理科，广东广州 510282；2武警广东总队医院病理科, 广东 广州 510507)

目的探讨内向整流钾通道2.1(Kir2.1/KCNJ2)及多药耐药相关蛋白1(MRP1/ABCC1)在小细胞肺癌(SCLC) 中的表达情况及两者的相关性。方法采用实时定量PCR和蛋白印迹法检测小细胞肺癌多药耐药细胞株H69AR及敏感株H69细胞中Kir2.1/KCNJ2及MRP1/ABCC1 mRNA和蛋白的表达水平，采用免疫组化EnVision两步法检测44 例SCLC组织中Kir2.1/KCNJ2和MRP1蛋白的表达水平；采用蛋白免疫共沉淀实验检测Kir2.1/KCNJ2与MRP1/ABCC1之间的相互作用。结果H69AR细胞株中Kir2.1/KCNJ2及MRP1/ABCC1 mRNA和蛋白的表达均显著高于H69细胞株，二者均有显著差异(P<0.05)；免疫组化结果表明SCLC组织中Kir2.1/KCNJ2和MRP1/ABCC1阳性表达率分别为47.7%(21/44) 和52.3%(23/44)，两者表达在SCLC 中呈正相关(r=0.853，P<0.01); Kir2.1/KCNJ2与MRP/ABCC1在H69AR细胞内可形成复合物。结论Kir2.1/KCNJ2与小细胞癌多药耐药有关。Kir2.1/KCNJ2和MRP1/ABCC1之间可能存在共同作用通路。Kir2.1/KCNJ2可能通过调控MRP1/ABCC1的表达促进SCLC多药耐药的发生。

小细胞肺癌; 内向整流钾通道; 多药耐药相关蛋白1; 免疫共沉淀

肺癌的发病率已居世界恶性肿瘤首位，近年来,我国肺癌发病率及病死率也持续升高。据世界卫生组织预测,到2025年,我国肺癌患者数将居世界之首[1]。根据其组织学特点，肺癌可分为小细胞肺癌(small-cell lung cancer，SCLC)和非小细胞肺癌(non-small-cell lung cancer，NSCLC)2种，SCLC发病率占原发性肺癌的15%左右。目前，人们对NSCLC的研究取得诸多进展，但迄今为止对SCLC 的研究却较少有重大突破。SCLC的治疗手段主要为药物治疗，但由于其极易发生多药耐药性(multidrug resistance，MDR)[2-3]，从而导致化疗失败，复发率高，临床预后差，2年存活率不足5%，90%的患者多在确诊后5年内死亡。因此，SCLC的化疗耐药性成为近年来SCLC临床治疗亟需解决的问题之一。国内外对肿瘤MDR 的发生机制进行了广泛的研究,但目前仍有诸多环节尚未明确。最近有关离子通道与肿瘤之间的关系引起了越来越多的注意，离子通道中与细胞增殖和肿瘤密切相关的是钾通道[4]，我们前期运用高通量基因芯片证实[5-6]，部分钾通道，如内向整流钾通道2.1(inward rectifying potassium channel 2.1, Kir2.1/KCNJ2)在小细胞肺癌耐药细胞株中高表达，但其机制未明。本研究拟检测Kir2.1/KCNJ2及多药耐药相关蛋白1(multidrug resistance-associated protein 1,MRP1/ABCC1)在小细胞肺癌组织及小细胞肺癌细胞系H69/H69AR中的表达，分析二者的相关性，为探讨小细胞肺癌多药耐药机制提供新的思路。

材 料 和 方 法

1材料

1.1标本采集 收集2009 年11 月到2013 年1 月在我院经病理证实的小细胞肺癌患者44例，并开始接受顺铂和依托泊苷的规范联合化疗。其中男性36例，女性8例，年龄40～73 岁，平均(58.9±11.4) 岁，小细胞肺癌分期采用美国退伍军人医院和国际肺癌研究会(Veterans Administration Lung Study Group)制定的VA分期，分为局限期(limited disease，LD) 和广泛期(extensive disease，ED)。局限期20例，广泛期24例。

1.2试剂 鼠抗人Kir2.1及MRP1单克隆抗体为Sigma产品，Ⅱ抗为基因(上海)生物技术有限公司产品，ECL为福建迈新生物技术有限公司。Trizol RNA试剂盒、RT试剂盒和Taq酶PCR试剂盒均购自Invitrogen。

1.3仪器 Thermo超低温冰箱，Leica全自动包埋机，Leica切片机，Leica免疫组化染色仪，医用微波炉，IX71倒置显微镜(Olympus)，Bio-Rad电泳仪，Tanon湿电转膜仪转印槽，FACSCalibur流式细胞仪，罗氏LC480PCR扩增仪和Stratagene荧光定量PCR仪。

2方法

2.1免疫组化检测 采用EnVision法，切片脱蜡至水，置入0.01 mol/L枸橼酸抗原修复液中，微波高温修复10 min，然后按照公司提供的标准方法进行操作，进行显色，常规脱水，透明，封片，用公司提供的阳性对照片为对照，用PBS替代Ⅰ抗为阴性对照。按染色强度及阳性细胞数评分：(1)染色强度：0为阴性，1为弱阳性，2为阳性，3为强阳性；(2)阳性细胞数：0为无阳性细胞，1为阳性细胞数低于25%，2为阳性细胞数25%～50%，3为阳性细胞数超过50%。(1) 和 (2) 之和即为最后得分，得3～6分者评为免疫组织化学染色阳性。

2.2组织标本及H69、H69AR细胞总RNA的提取 组织标本立即采用Trizol 试剂分别提取细胞总RNA，并于-80℃冰箱保存。H69及H69AR 细胞总RNA 提取使用RNeasy Mini Kit (Qiagen) ，按照说明书提取，变性后通过琼脂凝胶电泳法评价RNA 质量，并通过分光光度计测量浓度。从每个样品中取2 μg使用cDNA 合成试剂盒(宝生物科技公司) 用于合成cDNA，cDNA 的合成使用逆转录酶及9-nt 随机引物。

2.3Real-time PCR检测 基因的引物由Invitrogen 公司合成。使用cDNA合成试剂盒合成cDNA，取10 μL PCR 反应试剂进行PCR 反应，反应试剂包括1 μL RT product、1×PCR Master Mix、15 nmol/L 正向引物和15 nmol/L 负向引物。引物由生工生物(上海)有限公司合成。用先前提取的H69及H69AR细胞mRNA，取2 μg RNA 进行逆转录，后各取7.5 μL行PCR 反应，以GAPDH作为内参照。KCNJ2 上游引物为5’-GGT GTG TGT GTC TTC ACC GAA C-3’，下游引物5’-CAA TTG GGC ATT CAT CCG TGA C-3’，扩增片段大小为574 bp ;ABCC1上游引物5’-GAG CAA AGA CAA TGC GAT CAA GCT GAT G-3’，下游引物5’-GAC AAT CGG ATC GCG CTG ATG AAC GG-3’，扩增片段大小为504 bp。内参照GAPDH上游引物5’-GGA AGG ACT CAT GAC CAC AGT CC-3’，下游引物5’-TCG CTG TTG AAG TCA GAG GAG ACC-3’，扩增片段大小为204 bp。PCR 反应体系为50 μL，反应条件为: 95 ℃ 预变性5 min，94 ℃ 30 s，55 ℃ 40 s，72 ℃ 1 min,35个循环，72 ℃ 10 min。 反应结束后确认real-time PCR的扩增曲线和熔解曲线，进行PCR定量时制作标准曲线。基因的表达量=2-ΔΔCt,ΔΔCt=(待测样品目的基因的Ct平均值-待测样本看家基因的Ct平均值)-(对照样品的目的基因的Ct平均值-对照样本看家基因的Ct平均值)。

2.4Western blotting 检测 分别收集H69及H69AR细胞的蛋白质，采用BCA法进行蛋白质定量后，取80 μg 蛋白质样品经15%SDS-PAGE 分离、转膜后用5%牛血清白蛋白封闭2 h。依次加入Ⅰ抗4 ℃孵育过夜，加入Ⅱ抗在37 ℃孵育2 h，以GAPDH作为内参照。

2.5免疫共沉淀 用4 ℃预冷的PBS洗涤细胞2次，最后1次吸干PBS； 加入预冷的RIPA Buffer(1 mL/100 μg组织), 在冰上充分研磨。把研磨液转移到1.5 mL EP管中，4 ℃，14 000×g离心15 min，立即将上清转移到新的离心管中。取出60 μL上清用作SDS-PAGE电泳。其余上清加入抗体，4 ℃混匀过夜或室温1 h。用PBS洗2遍Protein A 琼脂糖珠，5 000 r/min离心30 s，收集沉淀，然后用PBS配制成50%浓度，剪掉枪尖部分，避免在涉及琼脂糖珠的操作中破坏琼脂糖珠。加入100 μL Protein A琼脂糖珠来捕捉抗原抗体复合物，4 ℃缓慢摇动过夜或室温1 h。5 000 r/min离心30 s，把琼脂糖珠-抗原抗体复合物沉淀下来，上清保存至新的离心管，取出60 μL作SDS-PAGE电泳。 用500 μL预冷的PBS洗沉淀，5 000 r/min离心30 s，弃上清，洗5遍。用100 μL 0.1 mol/L甘氨酸(pH 2.8)将琼脂糖珠-抗原抗体复合物悬起，轻轻混匀，离心，取上清。将样品加入1/10的1 mol/L Tris-HCl(pH 8.0)中和缓冲液，使蛋白稳定。然后进行Western blotting检测(基本步骤同前)。

3统计学处理

应用SPSS 13.0 统计软件处理，各组间率的差异采用2检验，相关性分析采用Spearman秩相关分析，数据用均数±标准差(mean±SD)表示，组间均数比较用t检验，以P<0.05 为差异有统计学意义。

结 果

1Kir2.1/KCNJ2及MRP1/ABCC1蛋白表达与SCLC临床病理特征的关系

Kir2.1/KCNJ2 蛋白的阳性信号主要定位于细胞浆，MRP1/ABCC1阳性信号定位于胞膜，见图1、2；Kir2.1/KCNJ2及MRP1/ABCC1表达均与患者年龄、性别、吸烟情况无关(P>0.05)；Kir2.1/KCNJ2在有淋巴结转移组中阳性表达率为46.15% (12/26)，略低于无淋巴结转移组的50.0%(9/18)，但差异无统计学意义(P>0.05)；治疗后临床分期为广泛期组阳性Kir2.1/KCNJ2表达率为87.5%(15/24)，高于局限期组的57.5%(6/20)，差异有统计学意义(P<0.05)。有淋巴结转移组MRP1/ABCC1阳性表达率为53.84%(14/26)，高于无淋巴结转移组的44.44%(8/18)，但差异亦无统计学意义(P>0.05)；治疗后临床分期为广泛期组MRP1/ABCC1阳性表达率为75.0%(18/24)，高于局限期的25.0% (5/20)，差异有统计学意义(P<0.05)。

Figure 1. The expression of Kir2.1/KCNJ2 in SCLC tissues(EnVision, ×400);A:positive expression;B:negative control.

图1Kir2.1/KCNJ2在SCLC组织中的表达

Figure 2. The expression of MRP1/ABCC1 in SCLC tissues(EnVision,×400);A:positive expression;B:negative control.

图2MRP1/ABCC1在SCLC组织中的表达

2Kir2.1/KCNJ2与MRP1/ABCC1的相关性

在44 例SCLC 组织中，Kir2.1/KCNJ2 蛋白阳性表达率为47.7%(21/44)，MRP1/ABCC1阳性表达率为52.3%(23/44)，两者在组织中表达呈显著正相关(r=0.853，P<0.01)，见表2。

3Real-timePCR检测结果

H69及H69AR细胞株中均可见Kir2.1/KCNJ2及MRP1/ABCC1 mRNA表达，且H69AR细胞Kir2.1/KCNJ2及MRP1/ABCC1 mRNA表达显著高于H69细胞，见图3A。

表1Kir2.1/KCNJ2、MRP1/ABCC1蛋白表达与SCLC患者临床病理特征的关系

Table 1. The relationship between the expression of Kir2.1/KCNJ2 and MRP1/ABCC1 and the clinicopathological characteristics in SCLC patients

ClinicopathologicalfeaturenKir2.1/KCNJ2MRP1/ABCC1PositiveNegativePPositiveNegativePSex>0.05>0.05 Male3617(16.19%)1919(16.66%)17 Femal84(3.80%)44(3.51%)4Age(year)>0.05>0.05 <55136(5.71%)78(3.51%)5 ≥553115(14.28%)1615(13.15%)16Smokinghistory>0.05>0.05 Yes3919(18.09%)2019(16.66%)20 No52(1.90%)34(3.51%)1Lymphnodemetastasis>0.05>0.05 Yes2612(11.43%)1414(12.28%)12 No189(8.57%)98(7.02%)10Clinicalstage<0.05<0.05 Limiteddisease206(5.71%)145(4.38%)15 Extensivedisease2415(14.28%)918(15.79%)6

表2肺小细胞癌组织中Kir2.1/KCNJ2及多药耐药蛋白MRP1/ABCC1表达之间的关系

Table 2. The correlation between the expression of Kir2.1/KCNJ2 and the expression of MRP1/ABCC1 in SCLC tissues (n=44)

Kir2.1/KCNJ2MRP1/ABCC1NegativePositiveStronglypositiveNegative2025Positive114Stronglypositive038

r=0.853，P<0.01.

4Westernblotting检测结果

耐药株H69AR中的Kir2.1/KCNJ2与MRP1/ABCC1蛋白的表达均显著高于敏感株H69，见图3B。

5免疫共沉淀验证KCNJ2与ABCC1在体内相互作用

KCNJ2与ABCC1在H69AR细胞株中的结合度显著高于H69细胞株中的结合度，见图4，提示KCNJ2与ABCC1有可能相互作用参与小细胞肺癌多药耐药。

Figure 3. Expression of Kir2.1/KCNJ2 and MRP1/ABCC1 mRNA (A) and protein (B) levels in H69 and H69AR cell lines. Mean±SD.n=5.**P<0.01vsH69.

图3Kir2.1/KCNJ2及MRP1/ABCC1mRNA在H69及H69AR细胞株中的表达

Figure 4. Interaction of ABCC1 (A) and KCNJ2 (B) in cell system identified by co-immunoprecipitation assays.Mean±SD.n=5.**P<0.01vsH69.

图4免疫共沉淀方法验证KCNJ2与ABCC1在H69和H69AR细胞株中相互作用

讨 论

临床上小细胞肺癌患者的治疗以化疗为主，但多次化疗后常出现MDR，进而出现复发和转移。MDR的发生机制非常复杂，多药耐药相关蛋白、具有外排泵作用的膜蛋白如ABC(ATP-binding cassette)家族成员P-糖蛋白、肺耐药蛋白等过度表达，细胞内酶系统如拓扑异构酶、谷胺酰转肽酶等异常,抗凋亡基因bcl-2、c-myc等过度表达以及细胞修复系统增强都是可能的原因。目前对于小细胞肺癌的多药耐药尚未找到有效的解决办法，而多药耐药的产生正是小细胞肺癌治疗效果差的主要原因。因此，试图通过干扰或抑制与耐药有关的基因的表达，逆转其耐药性，是临床治疗小细胞肺癌努力方向[7-8]。目前尚未找到理想靶点逆转小细胞肺癌多药耐药。钾离子通道存在于多种细胞中，是细胞膜电位的重要决定因子，通过控制钾离子通道的开放与关闭从而改变膜电位，引起钙离子等信号转导通路的改变；基础研究已经表明[9-11]，肿瘤细胞上有多种不同的钾离子通道，这些钾离子通道对调节肿瘤细胞的增殖和凋亡起重要作用，其机制是通过多种通路来参与。有实验证实，钾通道阻断剂能抑制肿瘤增殖。另外，一些钾离子通道在某些肿瘤细胞膜上有特异性高表达，从而成为抗肿瘤作用新靶点的依据[12]。

1989年Pancrazio等[13]首先发现钾离子通道与小细胞肺癌耐药的相关性，之后Cole等[14]及Jirsch等[15]亦进行了类似的研究，Lam 等[16]的研究发现钾离子通道电压的改变与小细胞肺癌组织中多药耐药蛋白的表达有关，但其机制未明。之后未见相关报道。而关于钾离子通道蛋白Kir2.1与小细胞肺癌的相关性研究则未见报道。Kcnj2基因定位于第17号染色体17q23[17]，其编码蛋白为内向整流钾通道Kir2.1， Kir2.1与肿瘤的相关性的研究报道不多，且均未涉及机制方面的研究。有研究者运用基因芯片筛选差异表达基因时发现，Kir2.1/KCNJ2在甲状腺乳头状癌中高表达[18]， 之后的研究也得出类似结论[19-20]。我们前期通过高通量芯片筛选小细胞肺癌耐药细胞株和敏感细胞株中与耐药有关的基因时发现，耐药细胞株H69AR中KCNJ2的表达明显增高[5]，为了证实基因芯片的结果，本研究运用免疫组化、real-time PCR和Western blotting方法从基因和蛋白水平检测小细胞肺癌敏感细胞株H69及耐药细胞株H69AR中KCNJ2和ABCC1的表达，运用免疫共沉淀检测KCNJ2和ABCC1二者的相关性，同时运用免疫组化检测了44例小细胞肺癌组织中KCNJ2和ABCC1蛋白的表达，结果表明，KCNJ2与ABCC1之间存在明显的正相关关系，说明KCNJ2可能通过ABCC1参与了小细胞肺癌的多药耐药。需要说明的是，本研究采用H69细胞系是从1例确诊为小细胞肺癌未经过治疗的男性患者的胸腔积液培养获得，经反复诱导耐药转化为H69AR细胞，证实对阿霉素及拓扑异构酶Ⅱ抵抗，是目前国际上公认的多药耐药的小细胞肺癌模型。MRP1是从耐多柔比星(阿霉素) 小细胞肺癌细胞系H69/H69AR中发现的一种ABC超家族转运蛋白，研究证实，H69AR细胞MRP1/ABCC1高表达[21-22]。在耐药细胞株中基因表达水平高于敏感细胞将近100倍。因此，KCNJ2参与小细胞肺癌多药耐药的机制可能是KCNJ2可上调MRP1/ABCC1的表达，从而增强小细胞肺癌多药耐药性。另外，Yamaguchi等[23]的一项研究结果显示，甲状腺转录因子1 (thyroid transcription factor-1，TTF-1)在肺腺癌的发生发展中扮演重要角色，巧合的是，Kir2.1/KCNJ2与TTF-1都恰好在肺腺癌、甲状腺癌及肺小细胞肺癌中高度表达，提示KCNJ2还有可能通过其它通路影响小细胞肺癌多药耐药，其机制有待进一步深入研究。

[1] 白春学,张 新. 肺癌的治疗现状[J]. 中华结核和呼吸杂志, 2006, 29 (3) : 146-148.

[2] Yeh JJ,Hsu NY,Hsu WH, et al. Comparison of chemotherapy response with P-glycoprotein,multidrug resistance-related protein-1, and lung resistance-related protein expression in untreated small cell lung cancer[J]. Lung,2005,183(3):177-183.

[3] Roberti A，La Sala D，Cinti C． Multiple genetic and epigenetic interacting mechanisms contribute to clonally selection of drug-resistant tumors: current views and new therapeutic prospective[J].J Cell Physiol，2006，207(3): 571-581.

[4] 瓮占平，王 波.钾离子通道与肿瘤关系研究进展[J].国际病理科学与临床杂志,2005,6(25):488-491.

[5] Guo L,Liu Y,Bai Y,et al.Gene expression profiling of drug-resistant small cell lung can-cer cells by combining microRNA and cDNA expression analysis[J]. Eur J Can-cer,2010,46(9):1692-1702.

[6] 关俊明,闫玉生,郭琳琅,等. 人小细胞肺癌细胞新耐药基因的探索[J].广东医学,2011,32( 8):999-1001.

[7] Lu HY, Wang XJ, Mao WM, et al. Targeted therapies in small cell lung cancer[J]. Oncol Lett, 2013, 5(1):3-11.

[8] Cheng S, Evans WK, Norman D, et al. Chemotherapy for relapsed small cell lung cancer: a systematic review and practice guideline[J]. J Thorac Oncol, 2007, 2(4):348 -354.

[9] 张登文，徐 林，张传汉，等.雌激素通过KATP通道影响大鼠肠系膜动脉的反应性[J] .中国病理生理杂志，2012，28(7):1176-1180.

[10] 黄益民，张 颖，辛 毅，等.mitoKATP通道经FOXO1-PGC1α 通路调节后负荷过载小鼠心肌线粒体的代谢功能[J] .中国病理生理杂志，2010，26(7):1306-1310.

[11] 张 倩，宋治远，仝识非，等.线粒体KATP通道开放剂与缺氧预适应对乳鼠窦房结细胞起搏离子流作用的比较[J] .中国病理生理杂志，2006, 22(10):1909-1912.

[12] Lee HA, Kim EJ, Hyun SA,et al.Electrophysiological effects of the anti-cancer drug lapatinib on cardiac repolarization[J].Basic Clin Pharmacol Toxicol, 2010,107(1):614-618.

[13] Pancrazio JJ, Viglione MP, Tabbara IA, et al. Voltage-dependent ion channels in small-cell lung cancer cells[J]. Cancer Res，1989, 49(21):5901-5906.

[14] Cole SP, Bhardwaj G, Gerlach JH, et al. Overexpression of a transporter gene in a multidrug-resistant human lung cancer cell line[J]. Science, 1992, 258(8):1650-1654.

[15] Jirsch J, Deeley RG, Cole SP, et al. Inwardly rectifying K+channels and volume-regulated anion channels in multidrug-resistant small cell lung cancer cells[J]. Cancer Res, 1993, 53(18):4156-4160.

[16] Lam HD,Lemay AM,Kelly J, et al. Loss of Kv and maxiK currents associated with increased MRP1 expression in small cell lung carcinoma[J]. J Cell Physiol, 2006, 209(2):535-541.

[17] Garneau L, Klein H, Parent L, et al. Contribution of cysteine residues to the gating properties of the Kir2.1 inward rectifier[J].Biophys J, 2003, 84(6):3717-3729.

[18] El Azreq MA, Naci D, Aoudjit F. Collagen/β1 integrin signaling upregulates the ABCC1/MRP-1 transporter in an ERK/MAPK-dependent manner[J]. Mol Biol Cell, 2012,23(17):3473-3484.

[19] Yin J, Zhang J. Multidrug resistance-associated protein 1 (MRP1/ABCC1) polymorphism: from discovery to clinical application[J]. Zhong Nan Da Xue Xue Bao Yi Xue Ban，2011,36(10):927-938.

[20] Kim HS, Kim do H, Kim JY, et al.Microarray analysis of papillary thyroid cancers in Korean[J].Korean J Intern Med, 2010,25(4):399-407.

[22] Fluge Ø, Bruland O, Akslen LA,et al. Gene expression in poorly differentiated papillary thyroid carcinomas[J].Thyroid, 2006,16(2):161-175.

[23] Yamaguchi T,Yanagisawa K, Sugiyama R. et al. NKX2-1/TITF1/TTF-1-induced ROR1 is required to sustain EGFR survival signaling in lung adenocarcinoma[J]. Cancer Cell, 2012, 21(3):348-361.

ClinicalsignificanceofKir2.1/KCNJ2andMRP1/ABCC1proteinexpressioninsmall-celllungcancer

LIU Huan-xin1,2, WU Xiao-xia2, ZHANG yan2,GUO Lin-lang1

(1DepartmentofPathology,ZhujiangHospital,SouthernMedicalUniversity,Guangzhou510282,China;2DepartmentofPathology,GuangdongProvincialCorpsHospitalofChinesePeople’sArmedPoliceForces,Guangzhou510507,China.E-mail:linlang@yahoo.com)

AIM: To investigate the expression of inward rectifying potassium channel 2.1 (Kir2.1/KCNJ2) and multidrug resistance-associated protein 1 (MRP1/ABCC1) in small-cell lung cancer (SCLC), and the correlation between them.METHODSThe mRNA and protein expression of MRP1/ABCC1 and Kir2.1/KCNJ2 in H69 and H69AR cell lines was detected by real-time PCR and Western blotting. Immunohistochemistry (EnVision) method was used to detect the expression of Kir2.1/KCNJ2 and MRP1/ABCC1 proteins in 44 cases of SCLC tissues. The interaction of Kir2.1/KCNJ2 with MRP1/ABCC1 was tested by co-immunoprecipitation (co-IP).RESULTSThe mRNA and protein expression of MRP1/ABCC1 and Kir2.1/KCNJ2 in H69AR cells was all significantly higher than that in H69 cells (P<0.05). The positive expression rates of Kir2.1/KCNJ2 and MRP1/ABCC1 in the 44 cases of SCLC tissues were 47.7% (21/44) and 52.3% (23/44), respectively. A positive correlation was found between the expression of Kir2.1/KCNJ2 and MRP1/ABCC1 in SCLC tissues (r=0.853,P<0.01). Co-IP results showed that Kir2.1/KCNJ2 could bind MRP1/ABCC1 in H69AR cells.CONCLUSIONKir2.1/KCNJ2 is related to the multidrug resistance of SCLC. Kir2.1/KCNJ2 and MRP1/ABCC1 may have common function roles. Therefore, Kir2.1/KCNJ2 may promote the multidrug resistance of SCLC by regulating the expression of MRP1/ABCC1.

Small-cell lung cancer; Inwardly rectifying potassium channels; Multidrug resistance-associated protein 1; Co-immunoprecipitation

R743.2

A

10.3969/j.issn.1000- 4718.2013.11.004

1000- 4718(2013)11- 1940- 06

2013- 03- 25

2013- 10- 22

国家自然科学基金资助项目(No.81172241)

△通讯作者 Tel: 020-84313872; E-mail: linlang@yahoo.com