张玉洁

(文山学院生化系,云南文山 663000)

1 深色有隔内生真菌 (DSE)的概念

在自然界,任何生命体总是与其周围环境中的其它生物存在相互关系。几乎所有的植物都能与一定种类的细菌、真菌和放线菌等建立共生关系形成共生体。微生物定殖于植物体并与其相互作用是一种普遍的生物学现象,它们之间形成包括共生、寄生、中性等关系,具有重要的生态学功能和意义。植物根定殖真菌是指定殖于植物根表或根内的土壤真菌,近年来,除了研究较多的菌根真菌外,人们逐渐开始注意到普遍存在于植物根内的一类颜色较深的真菌,并据其菌丝的形态学特点将其定名为深色有隔内生真菌[1]。DSE并不是一个科学的分类单元,而是泛指一群定居于植物根内的小型土壤真菌,可能包括功能和分类关系都不明确的多种属类的真菌。这类真菌的定居模式在不同植物中是相似的,其一般特征是菌丝颜色较深、有明显的横隔,能够在植物细胞内形成“微菌核”。此类真菌广泛地存在于健康植物根的表皮、皮层甚至维管束组织的细胞内或细胞间隙,但不会在根组织内形成典型的菌根 (mycorrhiza)解剖学特征或病原菌引起的病理学特征[2]。相较于研究较为清楚的菌根真菌,目前对这一类群真菌的认识仍处于起步阶段。DSE分布广泛,几乎在地球的所有生境中均有发现,但除了少数几种DSE的分类地位明确外,大多数类群的分类地位尚不明确。DSE可能具有与菌根真菌类似的生物学功能,在胁迫环境中可能发挥着更为重要的作用[2]。尽管目前对其潜在生态学功能的探究尚未得出一致结论,但其生态广布性仍然提示其在生态系统中可能具有重要意义。

2 DSE的研究历史

有关DSE的研究从上世纪初已有报道。早期对深色有隔内生真菌的认识源于研究者在对菌根真菌研究中所发现的一些非传统意义上的菌根真菌。Gallaud(1952)首先报道了不同于菌根真菌的深色有隔内生真菌,Melin在健康的松树根部分离到褐色或灰色的假菌根真菌 (Pseudomycorrhiza),他命名这些不产孢的深色、有隔真菌为不育菌丝群 (Mycelium radicis atrovirens,MRA)和丝核菌 (Rhizoctonia sylvestris.),从此,MRA便被用于指代那些从根中或土壤中分离到的不育的、深色有隔真菌[1]。Robertson(1954)发现MRA趋向定殖于衰老根段。Richard(1973)研究了这类“假菌根”真菌,认为此类真菌倾向于在逆境中在根内大量定殖[3]。Richard&Fortin(1973)、Wang&W ilcox(1985)等对不同宿主来源的MRA进行分类研究,并成功诱导一些假菌根形成菌株产孢,发现它们的产孢结构属于典型的Phialocephala,并把这些菌株作为一个新种,即P.fortinii[3-4]。MRE无论在植物根内还是在纯培养条件下均主要以无性阶段 (Anamorph)存在,其分类鉴定一直困扰着真菌学家。Jumpponen&Trappe(1998)在综述中提出了 DSE这一概念,泛指一类混杂的、具有不育的或产分生孢子的深色有隔菌丝的真菌,以其在植物根部表皮及皮层内形成的色素化的 (主要以棕色、棕红色、黑色、灰黑色为主)胞间、胞内菌丝和被形象地描述为 “脑状”、“叶状体形”、“迷宫状”的微菌核 (microsclerotia)作为此类真菌的显著特点[1]。

3 DSE的形态结构特征

对此类真菌的研究首先是基于对它们在植物根内定殖状况的显微观察,即它们在植物根内的形态学特征的观察。深色有隔真菌 (DSE)以其本身所具有的深色菌丝而易于在显微镜下被观察到,和许多真菌一样,其菌丝形态也具有可变性 (morphologic variability or polymorphism)。DSE在植物根内定殖后,除典型的有色具隔的菌丝外,也可形成其它结构。以下为研究中观察到的该类真菌在植物根内的典型结构。

3.1 菌丝 (Hyphae)及菌丝变形

菌丝有胞间和胞内菌丝,分布于植物根表皮、皮层、甚至维管束中。颜色深浅不一,常见为深棕色、棕黑色、灰色、棕灰色,亦有橄榄色、灰黄色等较浅的颜色,且随着菌丝的延伸,颜色可能逐渐变浅;菌丝壁较厚,具明显的隔;菌丝曲或直,弯曲的菌丝常伴有如树枝般随意地隆起分枝。DSE的初始感染通常在植物根的表面形成表面菌丝,被称为 runner hyphae[5],菌丝在根的表皮和皮层细胞间隙沿纵轴方向生长并在根表形成松散的网状结构[6](图 1),继而可以侵染到皮层细胞内,并沿纵轴方向从一个细胞向另一个细胞延伸;在深度感染的植物根中,菌丝常常沿根的纵轴方向纵深延伸,形成菌丝网络,密布于根表皮和皮层细胞内和或细胞间隙[7]。有隔的菌丝有时也沿细胞壁盘曲在细胞内形成菌丝圈[8-9]。其它由菌丝变形形成的结构还有菌丝末端的膨大,如厚垣孢子般膨大厚壁的细胞串等[10]。

图1 P.fortinii在 Pinus contorta侧根上的菌丝网标尺为 0.1 mm[1]

图2 P.fortinii在 Pinus contorta的侧根表面菌丝和根表充满微菌核的一个细胞标尺为 20μm

3.2 微菌核 (Sclerotia)

DSE侵入细胞,常常在皮层细胞内形成膨大的、圆形的、细胞壁加厚的细胞紧密堆积而成的细胞团,被称为微菌核[11-14](图 2)。这些根细胞内成堆的真菌细胞,通常充满植物细胞形成紧密堆积体,其形状大小不一,颜色常常极深,多为深棕色,棕黑色,但也有较浅的颜色,且可见同一微菌核团块的颜色深浅变化,有时可见其相连的菌丝。

4 DSE的分类地位及种类组成

由于此类真菌种类组成上的复杂性、分类地位的不明确性,加之DSE无论是在植物根内还是在纯培养条件下均主要以无性阶段 (Anamorph)存在,尚未发现它们在自然环境中的有性型生殖阶段,只有少量关于其部分种类可产生分生孢子或在实验室低温培养条件下诱导产分生孢子的报道[4]。而作为真菌传统形态学分类鉴定中的重要指标的真菌产孢方式、产生孢子的形态学特征等分类依据的缺乏,使得DSE分类学地位的确定成为目前这一领域研究中急待解决的问题。1985年,加拿大 Alberta大学的Wang和W ilcox把从松科植物根内分离到的 DSE在 10℃以下培养 9个月后,“诱导”DSE产分生孢子,从而描述了 DSE的三个新属 (新种),其中包括后来研究报道最多的Phialocephala fortinii[4]。至今为止,以形态学为基础已描述报道的DSE约 13个属,近 30种,分别归于:Cadophora,Chloridium,Cryptosporiopsis,Exophiala,Heteroconium,Leptodontidium,O idiodendron(树粉孢属),Phialophora,Scytalidiym,Trichocladium等[2]。近年来以PCR技术为基础发展起来的各种分子生物学研究方法广泛应用于真菌分类鉴定中,尤其是核糖体 DNA (ribosomalDNA,r DNA)中的 LSU(Large Subunit rDNA)、SSU (Small Subunit r DNA)以及 ITS(Internal Transcribed Spacer)序列分析技术成功应用于真菌属、种的鉴定及分子系统学研究,使DSE分类鉴定的研究进入了一个崭新的时期。在此基础上,加拿大、瑞典和瑞士的研究人员分别对 DSE在温带针叶林中的生态分布、遗传多样性特征等进行了研究和归类[15-17]。

5 DSE的生境及地理分布

DSE广泛定殖于迄今为止所检测的所有植物的根内[1],其在生态系统中的广布性使其成为不容被忽视的一大生物类群并暗示了它们在自然生态系统中的重要性。它们的生境遍及全球,从南非沿岸平原低地到热带、温带、阿尔卑斯、冻原地区及南北极地。Jumpponen和 Trappe总结了 1998年以前有关DSE的报道,其宿主范围涵盖了 114科,320属的近 600种的植物且鲜有宿主专一性[1]。此后的调查研究更是在世界范围内广泛展开,文献报道成倍增长。DSE在一些极端的环境如:干旱、寒冷和金属污染环境中的普遍存在及其对此类环境的适应,得到了大多数研究结果的支持[2]。已报道的 DSE在世界范围内的分布大致如下:

阿尔卑斯地区 研究者在对阿尔卑斯地区菌根真菌定殖状况的调查研究中发现,丛枝菌根真菌(AMF)、外生菌根真菌和深色有隔真菌 (DSE)皆为该生境中的定殖真菌类型。DSE甚至显现出高于AMF的定殖率。

北极地区 从目前的报道来看,相对于定殖状况变化很大的AMF,DSE在该地区的定殖较为普遍和稳定。但在对该区域的菌根真菌和DSE定殖状况研究中未发现其分布与纬度间的相关性[18-19]。

南极地区 不同学者对南极地区 AMF和 DSE定殖状况的研究结果呈现出较大的差异性,在Christie&Nicholson(1983)的研究中未发现 AMF在被调查植物中的定殖,而 DSE也仅仅出现在少数样本之中[20]。而 Laursenet al. (1997)的研究却表明,无论是 AMF,还是 DSE在该地区都较为常见。

温带地区 对DSE在温带地区的分布状况的研究涉及温带森林、草地、牧场多种不同生境[21-24]。研究表明,DSE在各种生境中具有与 AMF接近的定殖能力。尤其是在半干旱牧场中,DSE甚至显示出更强的定殖优势。对这一现象的解释被归结为干旱环境胁迫条件的选择作用。

热带地区 Rainset al.(2003)在对哥斯达黎加热带雨林菌根真菌状况的研究中发现,AMF仅定殖于少数植物种类中,相反,在几乎所有的被调查植物中都发现有 DSE的定殖[26]。他们将由于附生植物的存在所造成的环境胁迫作为对这一研究结果的解释[25]。

金属污染地区 DSE反复被从金属污染的土壤中分离出来。Cevniket al.(2000)报道,DSE是铅、锌、镉污染土壤植物 Erica herbacea健康根中的优势真菌[26];Ruotsalainenet al. (2007)报道,DSE菌丝对污染地区Descham psia flexuosa的侵染状况与对照地区相比没有受到土壤金属浓度提高的影响,同时发现污染地植物根细胞内的微菌核的数量显著高于对照地区 (13.3 vs.3.4%)[20],揭示形成微菌核可能是 DSE在不良环境中生存的一个策略。作者在对云南铅、锌矿区AMF的资源调查中也发现了DSE的大量定殖。

以上仅为目前研究中所涉及的 DSE的分布区域,而人类对其分布范围的认识也必将随着对其研究的深入而不断扩展。

6 生态学意义

众所周知,作为陆地生态系统的重要组成部分,AMF在促进宿主植物对矿质元素 (尤其是 P元素)和水分的吸收、增强植物对不良环境的耐受性、提高植物体抵抗病虫害的能力、改善土壤结构等方面有着重要的作用,甚至可能通过对与其共生植物的选择作用进而影响陆地生态系统中植物的群落结构。作为和 AMF一样具有广布性的一大类真菌类群,DSE的生态学意义也不可小视。目前对 DSE生态学功能的研究仍处于探索阶段,从已有的研究看,DSE具有广泛的宿主和生态分布,且在植物根系上定居后并无明显的 (稳定的)病理学特征,因此,DSE不应是植物病原菌,而应该是在生态系统中功能还不清楚的一类重要真菌。目前,越来越多的研究报道支持 DSE与宿主植物间能形成共生关系(Mutualistic association)的观点,其潜在的生态学功能可能包括:

(1)促进宿主对矿质营养的吸收

Haselwandter&Read(1982)的接种实验表明,DSE可以增加实验植物根及地上部分的干重,且接种植物地上部分 P的含量也有增加[28]。在 Jumpponenet al.(1998)以P.fortinii接种Pinus contorta的实验中,单独接种真菌虽然不能促进植物生长但增加了植物叶片中 P的含量;补充 N素,同时接种真菌使实验植物的生物量比只补充N素生物量提高了 50%[29]。而在Newsham (1999)的研究中,接种P.gram inicola的实验植物不仅有了根部、地上部分和整体生物量的增加,且植物的根长,根部、地上部分和总 P含量,以及根部 N素含量也有增加。甚至还有研究表明,DSE可以分解不溶性 P元素供宿主植物利用[30]。因此,有人提出DSE与宿主植物的关系正如 AMF与其宿主植物一样,是一种共生关系[31]。

(2)促进宿主对有机营养的利用

在多数陆地生态系统中,N素营养是植物生长的主要限制性因子。研究表明,在多数土壤类型中,有机N的含量比无机N的含量丰富的多。土壤中最普遍的有机N的存在形式是氨基酸。相当比例的氨基酸在土壤中以溶解状态存在,然而植物却不能直接利用。同样的,土壤中只有 1%的磷是以溶解状态存在,其它绝大部分是以植物不能直接利用的不溶性有机磷形态存在。将有机态的营养物质转化为植物可以利用的无机态形式的过程依赖于微生物(包括细菌和真菌)所分泌的各种胞外酶[32]。DSE是否可以动员土壤中大量存在的氨基酸从而给植物提供N素营养是一个有前景的研究领域。Mandyam和 Jumpponen(2005)的实验结果揭示从 Konza Prairie分离到的大多数 DSE菌株都可以利用各种形式的N源,在液体培养系统中各种氨基酸都可以作为唯一的 N素营养被DSE菌株利用,其利用效率与相同。DSE也可以在以鸟嘌呤和尿酸为唯一 N源的培养基上生长,揭示了其对杂环 N等动、植物及微生物代谢物的利用[33]。另外,DSE在生态系统中促进植物对有机 N、P和 S吸收转化方面的研究国外也有不少报道[34];Addy(2005)总结了已发现DSE能产生一系列分解多种复杂有机物的酶的报道,包括纤维素酶、多酚氧化酶、淀粉酶、脂肪酶、蛋白水解酶、芳基硫酸酯酶等[35]。这些研究工作为DSE生态学功能的探究提供了一些新的线索。

(3)改变宿主抗逆性

Treuet al.(1996)发现阿拉斯加Denali国家公园中 40多种植物根系上都有 DSE定居,他们认为在亚极地 (阿拉斯加)这种 “高度受胁迫 (Highly stressed)”环境植物中普遍存在 DSE,说明 DSE在这种特殊寒冷环境中可取代AMF的功能,因此提出DSE与宿主植物间的共生关系是一种新型的菌根[36]。除寒冷外,有报道干旱环境中的草本植物和小灌木的根上也存在 DSE,DSE在干旱环境中植物根系上的广泛定居,提示着 DSE在干旱环境中可能是一群具有重要生态功能的真菌[37]。DSE可能通过改善宿主的适应性或营养状况增强植物的抗寒、抗旱、耐热、耐盐碱的能力。DSE在宿主的干旱耐受和水分运输控制中所起的作用依赖于宿主植物的整体适应性和DSE在宿主生长或营养方面提供的有益促进[35]。

(4)耐重金属

需要特别指出的是,DSE反复被从金属污染的土壤中分离出来。耐重金属的特性也是真菌抗逆性的一种特殊功能。DSE真菌细胞壁中的黑色素可增强细胞壁的机械强度,赋予细胞抗热、抗辐射特性和对重金属的结合能力。研究发现,在胁迫条件下,DSE往往产生大量的深色菌丝和微菌核,由此,研究者认为,黑色素可能在DSE对宿主植物抗逆性的改变中,起着一定的作用,黑色素可以与在炎热、干旱及重金属等胁迫条件下产生的氧自由基形成复合体,消除胁迫条件下所产生大量的氧自由基[38]。

(5)保护植物免受病虫害侵扰

日本学者从茄子、甜瓜、大麦和大白菜等植物根中分离到的 300多株 DSE中,筛选出两株生防菌(Phialocephala fortinii和Heteroconiumchaetospira),实验研究发现两株菌在实验室和田间均能有效地防治由轮枝孢属真菌 (Verticillium spp.)引起的大白菜轮枝孢黄萎病[39]。真菌作用于植物体产生的减害防害机制可能有以下几种:首先,DSE可能通过增进植物整体的表现来提高其对病虫害的抵抗和耐受能力。其次,DSE的定殖将改变碳和矿质营养的比例,由此增强以碳素为基础的对病源菌侵染的预防性防御反应或者通过与根围的病原菌竞争植物光合产物以达到对其的抑制作用。另外,参与共生的真菌本身可能产生抗病虫害的物质,使病害得以减轻[32]。真菌的定殖还可能会改变宿主的代谢,增加宿主植物抗虫物质的产生,当然,这些抗虫物质所起的作用仍有赖于害虫的种类及其对抗虫物质的敏感性。

定殖于植物的真菌产生抗病虫害的次生代谢产物,是真菌帮助宿主植物抵御病虫害的一种机制。那么,DSE是否也产生此类物质呢?根据目前所知,也许可以尝试从以下几点寻找答案。DSE的黑色素是使其得名的原因,也与其抗性有密切的关系。DSE可能通过与根围病原菌竞争植物光合产物,产生病原菌抑制物以及诱导植物体产生对病源菌侵染的预防性防御反应来减轻、抑制植物病源菌对植物的危害[32]。

(6)影响植物群落组成

AMF可以影响植物群落组成、决定植物物种多样性的水平,这种效应的产生取决于植物对菌根的依赖程度、AMF的多样性和生态系统的营养状况,而同时植物体本身也应对真菌的定殖产生不同的反应[40]。同样的,如果群落中的植物对 DSE的定殖反应不尽相同,那么它们就极有可能影响植物的群落结构[1]。事实上,由于真菌、宿主、环境三者间相互作用的复杂性,宿主植物对DSE定殖的反应的确存在差异且往往显示出一对一的特殊性[1]。由此看来,宿主范围的广泛性以及对宿主所产生的不同影响,使得 DSE影响植物群落的组成成为可能[33]。

总之,从国外对DSE的宿主植物调查、DSE与植物的关系、DSE的生态分布、DSE的分类学和DSE的功能探索等方面的研究报道来看,DSE具有广泛的宿主范围及生态分布的多样性和普遍性,提示着 DSE应该是生态系统中重要的功能类群(Functional group)。其可能的生态学功能 (possible function)是:促进植物对土壤营养物质的吸收利用;增强植物的抗逆性 (包括抗旱、抗寒、耐重金属等);增强植物的抗病能力;影响植物群落、对不良环境植被的恢复和重建有促进作用。如何有效地利用DSE的生态学功能等,这些问题国外虽然已进行了一些研究,但由于对 DSE没有很好的分类鉴定基础,很多关于DSE的接种试验都是用未做鉴定的菌株,甚至是混合物进行研究的,因此得到了一些不一致的研究结果和结论,走了不少弯路。另一方面,DSE在寒冷、干旱和重金属污染等环境中的广泛分布以及宿主植物的广泛性,及其与植物病原菌的拮抗关系,也提示着DSE在植被恢复和植物修复以及生物防治领域具有潜在的应用价值。无论是对DSE进行生态学功能的研究还是欲以DSE为基础开发利用具有生物工程和生防利用价值的工程菌,得到一定量的DSE菌种资源,并明确其分类学地位都是开展这类研究工作的基础和关键。

[1] Jumpponen A,Mattson K,Trappe JM.Mycorrhizal functioning of Phialocephala fortinii with Pinus contorta on glacier fore front soil:interactions with soil nitrogen and organic matter[J].Mycorrhiza,1998,7:261-265.

[2] Addy HD,Piercey MM,Currah RS.Macrofungal endophytes in roots[J].Canadian Journal of Botany,2005,83:1-13.

[3] Richard C,Fortin JA.The identification ofMycelium radicis atrovirens[J].Canadian Journal of Botany,1973,51:2247-2248.

[4] Wang CJK,Wilcox HE.New species of ectendomycorrhizal and pseudomycorrhizal fungi:Phialophora finlandia,Chloridium paucisporum,andPhialocephala fortinii.[J].M ycologia.1985,77:951-958.

[5] Deacon JC.Phialophora radicola and Gaeumannomyces gram inison roots of grasses and cereals[R].Transactions of the British Mycological Society,1973,61:471-485.

[6] Stoyke G,Currah RS.Resynthesis in pure culture of a common subalpine fungus-root association usingPhialocephala fortinii and Menziesia ferruginea(Ericaceae)[J].Arctic and Alpine Research,1998,25:89-193.

[7] Ahlich K,Sieber TN.The profusion of dark septate endophytic fungi in non-ectomycorrhizal fine roots of forest trees and shrubs[J].NewPhytologis,1996,132:259-270.

[8] Yu T,Nassuth A,Peterson RL.Characterization of the interaction between the dark septate fungusPhialocephala fortiniiandAsparagus officinalis roots[J].Canadian Journal of Microbiology,2001,47:741-753.

[9] Hashiba T,Narisawa K.The development and endophytic nature of the fungus Heteroconium chaetospira[J].FEMS M icrobiol.Lett.,2005,252:191-196.

[10] Wang Kai,Zhao Zhi-wei.Occurrence of arbuscularmycorrhi zas and dark septate endophytes in hydrophytes from lakes and streams in southwest China[J].Int.Rev.Hydrobiol.,91:29-37.

[11] Girlanda M,Ghignone S,Luppi AM.Diversity of sterile root-associated fungi of two Mediterranean plants[J].New Phytologist,2002,155:481-498.

[12] Stoyke G,Currah RS.Endophytic fungi from the mycorrhizae of alpine ericoid plants[J].Canadian Journal of Botan,.1991,69:347-352.

[13] Stoyke G,Currah RS.Resynthesis in pure culture of a common subalpine fungus-root association usingPhialocephala fortinii and Menziesiaferruginea(Ericaceae)[J].Arctic and Alpine Research,1993,25:89-193.

[14] O' Dell TE,Massicotte HB,Trappe JM.Root colonization ofLupinus latifolius Agardh.andPinus contorta Dougl.ByPhialocephala fortinii[J].New Phytologist,1993,124:93-100.

[15] Grünig CR,Linde CC,Siebe TN,Rogers SO.Development of single-copy RFLP markers for population genetic studies of Phialocephala fortinii and closely related taxa[J].M ycol.Res.,2003,107:1332-1341.

[16] PierceyMM,Graham S W,Currah RS.Patterns of genetic variation inPhialocephala fortiniiacross a broad latitudinal transect in Canada[J].M ycol.Res.,2004,108:955-964.

[17] MenkisA,Al lmerJ,VasiliauskasR,LygisV,Stenlid J,Finlay R.Ecology and molecular characterization of dark septate fungi from roots,living stems,coarse and fine woody debris[J].M ycol.Res.,2004,108:965-973.

[18] Read DJ,Haselwandter K.Observations on the mycorrhizal status of some alpine plant communities[J].New Phytologist,1981,88:341-352.

[19] Vre H,VestbergM,Eurola S.Mycorrhiza and root associated fungi in Spitsbergen[J].Mycorrhiz,1992,1:93-104.

[20] Ruotsalainen AL,Markkola A,Kozlov MV.Root fungal colonisation in Deschampsia flexuosa:Effects of pollution and neighbouring trees[J].Environmental Pollution,2007,147:723-728.

[21] Christie P,Nicholson TH.Are mycorrhizas absent from the Antarctic[J]Transactions of the B ritish Mycological Society,1983,80:557-560.

[22] Horton TR,Ca ares E,Bruns TD.Ectomycorrhizal,vesicular-arbuscular and dark septate fungal colonization of bishop pine(Pinus muricata)seedlings in the first 5 months of growth after wildfire[J].M ycorrhi,.1998,8:11-18.

[23] Barrow Jr,Aaltonen RE.Evaluation of the internal colonization ofA triplex canescens(Pursh)Nutt.roots by dark septate fungi and the influence of hostphysiological activity[J].Mycorrhiza,2001,11:199-205.

[24] Kovács G M,Szigetvári C.Mycorrhizae and other rootassociated fungal structures of the plants of a sandy grassland on the great Hungarian Plain[J].Phyton,2002,42:211-223.

[25] Li Lingfei,Yang Anna,Zhao Zh iwei.Seasonality of Arbuscular Mycorrhizal Symbiosis and Dark Septate Endophytes in a Grassland Site in Southwest China[J].FEMS M icrobiol.Ecol.,2005,54:367-373.

[25] Rains KC,NadkarniNM,Bledsoe CS.Epiphytic and terrestrial mycorrhizas in a lowermontane Costa Rican cloud forest[J].M ycorrhiza,2003,13:257-264.

[27] CevnikM,JurcM,VodnikD.Filametous fungi associated with the fine roots of Erica herbacea L.from the area influenced by the Zerjav lead s melter(Slovenia)[J].Phyton,Annales Rei Botanicae,2000,40:61-64.

[28] Haselwandter K,Read DJ.The significance of a rootfungus association in two Carex species of high-alpine plant communities[J].Oecologia,1982,53:352-354.

[29] Jumpponen A,Mattson K,Trappe JM.Mycorrhizal functioning of Phialocephala fortinii with Pinuscontorta on glacier fore front soil:interactions with soil nitrogen and organic matter[J].Mycorrhiza,1998,7:261-265.

[30] Newsham KK.Phialophora gram inicola,a dark septate fungus,is a beneficial associate of the grassVulpia ciliat assp[J].Am biqua.New Phytologist,1999,144:517-524.

[31] Barrow JR,Osuna P.Phosphorus solubilization and uptake by dark septate fungi in fourwing saltbrush,A triplex canescens(Pursh)Nutt[J].Journal of A rid Environment,2002,51:449-459.

[32] Mandyam K,Jumpponen A.Seeking the elusive function of the root-colonising dark septate endophytic fungi[J].Stud.M ycol.,2005,53:173-189.

[33] Caldwell B A,Jumpponen A.Utilization of heterocyclic organic nitrogen bymycorrhizal fungi[R].In:Fourth International Conference on Mycorrhizae,Montreal,Canada.10–15th August 2003a:311.

[34] Caldwell BA,Jumpponen A.Arylsufatase production by mycorrhizal fungi[R].In:Fourth International Conference on Mycorrhizae,Montreal,Canada.10-15th August 2003b:312.

[35] Addy HD,Piercey MM,Currah RS.Macrofungal endophytes in roots[J].Canadian Journal of Botany,2005,83:1-13.

[36] Treu R,Laursen GA,Stephenson SL,Landolt JC,Dens more R.Mycorrhizae from Denali National Park and Preserve,Alaska[J].M ycorrhiza,1996,6:21-29.

[37] Barrow JR.Atypicalmorphology of dark septate fungal root endophytes ofBouteloua in arid southwestern USA rangelands[J].Mycorrhiza,2003,13:239-247.

[38] Redman R,Sheehan KB,Stout RG,Rodriguez RJ,Henson JM.Thermo tolerance generated by plant/fungal symbiosis[J].Science,2002,298:1581.

[39] Narisawa K,Usuki F,Hashiba T.Control of Verticillium yellows in Chinese cabbage by the dark septate endophytic fungusLtVB3[J].Phytopathol,2004,94:412-418.

[40] Hartnett D,W ilson G.Mycorrhizae influence plant community structure and diversity in tallgrass prairie[J].E-cology,1999,80:1187–1195.