周 力，张峰硕，高占红，李鹏翔，侯生珍，桂林生*，王志有*

（1.青海大学农牧学院，西宁 810016；2.宁夏大学农学院，银川 750021；3.宁夏回族自治区反刍动物分子细胞育种重点实验室，银川 750021）

羔羊出生后2～3月，胃肠道结构与功能逐渐趋于完善，日粮也由母乳转变成饲料[1]。瘤胃作为反刍动物特有的消化器官，养分能够通过瘤胃上皮直接被机体消化吸收[2]。饲料进入瘤胃内经过充分的发酵、消化后，再次送入小肠被完全吸收[3]。瘤胃组织的形态发育主要包括瘤胃重量、容积、乳头长度及胃壁厚度等指标的变化。研究证实，瘤胃的形态发育与饲养方式、环境条件、断奶时间以及营养调控等有关[4]。瘤胃壁上分布密集的乳头，增加了瘤胃壁吸收养分的表面积，对瘤胃上皮的营养物质吸收以及离子的转运能力具有决定性作用。

高原土著动物（例如牦牛、藏羊、藏猪和藏鸡等）长期生活于青藏高原，为了在极端恶劣的环境下生存，其生理行为、表观形态以及分子水平等方面发生了一系列适应性变化[5]。而藏羊作为高原畜牧产业的特色资源，主要生活在海拔3 000 m以上，具有体质强健、耐严寒、抗缺氧等[6]优势，已经进化出发达的消化器官，能够将瘤胃内非结构性碳水化合物转化为挥发性脂肪来维持机体代谢[7]。此外，由于断奶羔羊消化器官尚未发育完善，易受多种因素影响和调节[8]。瘤胃结构与功能的变化能够反映机体消化吸收的能力，所以维持良好状态的瘤胃形态能够发挥正常的消化功能。因此，本试验拟以高海拔地区藏羊为研究对象，旨在了解绵羊消化生理特性来充分发挥青海特色资源优势，同时为在实际生产中饲料的配制提供基本理论依据。

1 材料和方法

1.1 试验设计

试验选用发育良好、胎次一致且初始体重相近的2～3月龄高原型藏羊公羔60只，随机分为两组，每组5个重复，每个重复6只羊，即对照组饲喂玉米饲粮，试验组饲喂10%小麦粉替代精料中玉米。整个试验期为100 d，其中预饲期10 d，正试期90 d。

1.2 基础饲粮组成

基础饲粮参照中国《肉羊饲养标准》（NY/T 816-2004）[9]进行设计（其组成及营养水平见表1）。整个试验分2个阶段，第1阶段为0～30 d，基础饲粮由60%精料补充料+40%粗饲料（燕麦青干草与燕麦青贮各占1/2）组成。第2阶段为31～90 d，基础饲粮由70%精料补充料+30%粗饲料（燕麦青干草与燕麦青贮各占1/2）组成。

表1 基础饲粮组成及营养水平（干物质基础）Table 1 Composition and nutrient levels of basal diets（DM basis） %

1.3 饲养管理

试验期间每天通过人工将饲料搅拌均匀后分别于08:30和16:30各饲喂羔羊1次。自由采食，自由饮水。试验开始前对羊舍进行消毒灭菌，同时按照常规方法进行驱虫与免疫。

1.4 样品采集及处理

饲养试验结束时，各组随机挑选5只羔羊屠宰，然后迅速打开腹腔，找到胃部，结扎各胃室的连接处，分别采集1 cm3的组织样品，使用预冷的磷酸盐缓冲液冲洗干净，然后将其浸泡在4%甲醛溶液中固定24 h，用于制作复胃组织形态指标观察。同时收集15 mL瘤胃液，经4层纱布过滤后，分装于无菌冻存管，置于液氮中保存，用于瘤胃消化酶活性及抗氧化指标的检测。

1.5 测定指标及方法

1.5.1 复胃组织形态发育分析

复胃组织切片的制作采用石蜡法，经苏木精-伊红（H.E）染色后在光学显微镜（Olympus BX51）下观察并拍照，再使用Image-Pro Plus 6.0软件进行测量复胃组织形态学各项指标。每个样本观察3个非连续切片，每张切片选取5个视野，每个视野分别测定3～5个数据。

1.5.2 瘤胃消化酶活性和抗氧化指标检测

采用酶联免疫吸附法（ELISA）测定瘤胃消化酶活性和抗氧化指标，试剂盒购自江苏酶标生物科技有限公司，具体操作按照说明书步骤进行。所测瘤胃消化酶活性包括α-淀粉酶、胰蛋白酶、糜蛋白酶、纤维素酶及脂肪酶活性;所测瘤胃抗氧化指标包括丙二醛、总抗氧化能力含量，过氧化氢酶、谷胱甘肽过氧化物酶及超氧化物歧化酶活性。

1.5.3 瘤胃pH值测定

瘤胃pH：藏羊屠宰后，使用数字式pH计（PHS-3C，上海仪天科学仪器有限公司）立即测定瘤胃液pH值，测定前应使用相应标准液进行校正。

1.6 数据统计分析

原始数据先用Microsoft Excel 2019进行初步分析，运用t检验法进行差异显著性分析，试验结果以“平均值+标准误（mean±SEM）”表示，以P＜0.05作为显著性判断标准。

2 结果与分析

2.1 小麦替代玉米对藏系绵羊复胃形态发育的影响

由表2和图1可见，试验组瘤胃的角质层厚度显著高于对照组（P＜0.05），两组间瘤胃的乳头长度、乳头宽度、颗粒层厚度、肌层厚度及中央肌层厚度差异不显著（P＞0.05）。对照组网胃的乳头长度和乳头宽度显著低于试验组（P＜0.05），两组间网胃的角质层厚度、颗粒层厚度、肌层厚度及中央肌层厚度差异均不显著（P＞0.05）。两组间瓣胃的乳头长度、乳头宽度、角质层厚度、颗粒层厚度、肌层厚度、中央肌层厚度差异不显著（P＞0.05）。与对照组相比，试验组皱胃的黏膜层厚度显著提高（P＜0.05），两组间皱胃的角质层厚度、肌层厚度及黏膜下层厚度差异均不显著（P＞0.05）。

图1 两组间高原型藏羊复胃组织的石蜡切片Figure 1 paraffin section of compound stomach tissue of Plateau Tibetan sheep between the two groups

表2 小麦替代玉米对藏系绵羊复胃形态发育的影响Table 2 Effect of wheat replacing corn on morphological development of restomach in Tibetan sheep

2.2 小麦替代玉米对藏系绵羊瘤胃消化酶活性的影响

从表3可见，相较于对照组，试验组瘤胃的胰蛋白酶活性显著提高（P＜0.05），两组间瘤胃的α-淀粉酶、纤维素酶、糜蛋白酶以及脂肪酶活性差异均不显著（P＞0.05）。

表3 小麦替代玉米对藏系绵羊瘤胃消化酶活性的影响Table 3 Effect of wheat replacing corn on digestive enzyme activity in rumen of Tibetan sheep

2.3 小麦替代玉米对藏系绵羊瘤胃抗氧化功能的影响

从表4可见，两组间瘤胃的总抗氧化能力，超氧化物歧化酶、谷胱甘肽过氧化物酶以及过氧化氢酶活性差异均不显著（P＞0.05）；而对照组瘤胃丙二醛含量却显著高于试验组（P＜0.05）。

表4 小麦替代玉米对藏系绵羊瘤胃抗氧化能力的影响Table 4 Effect of wheat replacing corn on antioxidant capacity in rumen of Tibetan sheep

2.4 小麦替代玉米对藏系绵羊瘤胃pH的影响

从图2可见，与对照组相比，试验组瘤胃的pH值差异不显著（P＞0.05），说明小麦替代玉米对藏系绵羊瘤胃pH值无明显影响。

图2 小麦替代玉米对藏系绵羊瘤胃pH的影响Figure 2 Effect of wheat replacing corn on pH of rumen of Tibetan sheep

3 讨论与小结

3.1 小麦替代玉米对藏系绵羊复胃形态发育的影响

胃具有储存食物、消化、吸收以及防御功能，其中瘤胃内栖居着大量微生物，能将饲料中蛋白质、淀粉和碳水化合物转化成挥发性脂肪酸，以满足宿主的能量需求[10]。而瘤胃组织形态的发育主要体现于解剖结构与生理变化，如瘤胃重量、体积以及胃壁厚度等的改变[11]。瘤胃的乳头长度和宽度是评价其形态发育的重要指标[12]。本试验对照组网胃的乳头长度、宽度显著小于试验组，推测其原因可能是小麦+玉米组合效应丰富了绵羊瘤胃微生物多样性，加速了有益微生物的生长繁殖，继而促进了网胃乳头的形态发育。本试验中，两组间各胃室的肌层厚度差异不显著，说明两组间各胃室的强烈收缩和舒张活动提供的动力无显著差异，可能是因为所有藏羊均为舍饲，限制其运动量，导致两组羔羊运动量基本相同所致。角质层作为物理屏障具有保护瘤胃底层上皮细胞的功能[13]。而本试验发现，对照组瘤胃的角质层厚度显著低于试验组，可能是因为小麦中含有较多的淀粉，提高了可发酵物质的含量，进而促进了瘤胃发酵功能所致。颗粒层无皮脂腺分泌，水分可以自由通过。在本试验中，两组间颗粒层的厚度差异不明显。本研究表明两组间前胃（瘤胃、网胃、瓣胃）的中央肌层厚度差异不显著。在羔羊初生时皱胃已发育到一定程度，出生后可立即执行消化功能，与其他胃室相比不易受日粮的影响。而本试验研究却证实，对照组皱胃的黏膜层厚度显著低于试验组，提示使用10%小麦替代玉米饲喂藏羊可以完善其黏膜结构，促进其形态发育。

3.2 小麦替代玉米对藏系绵羊瘤胃消化酶活性的影响

当绵羊进食后，饲料首先会在瘤胃内进行微生物发酵，再流入其他胃室进行消化吸收[14]。消化酶在消化、吸收和利用营养物质上发挥着重要作用[15]。瘤胃内微生物数量、活力决定了消化酶活性以及饲料消化速率[16]。其中纤维素酶活性可直观评估瘤胃纤维分解菌的数量以及能力[17]。本试验表明，两组间瘤胃的纤维素酶活性差异不显著，其原因可能是由于两组饲料中纤维水平相近所致。在本试验中，对照组瘤胃的胰蛋白酶活性显著低于试验组，表明与对照组相比，试验组藏羊的瘤胃能够使蛋白质发生水解生成更多的氨基酸以满足机体需要。另外，本研究也发现两组间瘤胃的糜蛋白酶活性差异不显著。α-淀粉酶活性与动物的采食量、淀粉的摄入量均有关[18]。从本试验研究结果来看，α-淀粉酶活性差异不显著，可能是由于两组藏羊的采食量、淀粉的摄入量基本一致所造成。脂肪酶能将饲料中的甘油三酯水解成脂肪酸、甘油二酯与甘油单酯，从而被机体所吸收。本试验表明，两组间瘤胃的脂肪酶活性差异不显著，揭示10%小麦替代玉米未对藏羊瘤胃的脂肪酶活性产生不利影响。由于目前脂肪酶合成与分泌的机理尚不明确，加上有关小麦与绵羊胃肠道消化酶活性的关系报道较少，因而小麦对绵羊瘤胃中脂肪酶作用机理还有待进一步的深入研究。

3.3 小麦替代玉米对藏系绵羊瘤胃抗氧化特性的影响

由于活性氧和活性氮的生成量增加、酶活性受损或外源性物质摄入减少而产生的过量自由基从而引起氧化应激反应[19]。所以，通过检测羔羊瘤胃的谷胱甘肽过氧化物酶、过氧化氢酶以及超氧化物歧化酶活性，可以用来衡量机体抗氧化损伤能力。在正常生理条件下，谷胱甘肽过氧化物酶、过氧化氢酶及超氧化物歧化酶活性越大表明机体抗氧化能力越强[20]。本研究证实，两组间瘤胃的谷胱甘肽过氧化物酶、过氧化氢酶及超氧化物歧化酶活性差异均不显著，表明精料中使用10%小麦替代玉米对藏羊瘤胃的抗氧化酶活性无负面影响。丙二醛能够直接衡量脂质过氧化与细胞受损的程度，其含量越高表明细胞膜脂质过氧化程度越高，细胞膜遭受的伤害也就越严重[21]。在本试验中，对照组瘤胃的丙二醛含量显著高于试验组，说明使用10%小麦替代精料补充料中玉米能够明显减轻瘤胃脂质氧化程度。总抗氧化能力是衡量机体总体抗氧化能力的综合性指标，能够代表机体的总抗氧化防御水平[22]。而本研究条件下，两组间瘤胃的总抗氧化能力含量无显著差异，揭示了饲喂10%小麦替代精料中部分玉米对瘤胃总抗氧化能力无明显影响。

3.4 小麦替代玉米对藏系绵羊瘤胃pH的影响

pH是反刍动物瘤胃发酵参数的重要指标之一，同时可以用来衡量瘤胃的生理状况[23]。瘤胃pH值主要受多种因素的影响，如饲粮组成、流通速度以及唾液分泌量等。pH值高低影响瘤胃消化酶的活性，而消化酶活性的高低又反映反刍动物对养分的吸收能力，从而影响机体生长发育。研究证实，瘤胃pH在5.8以上，说明瘤胃微生物菌群较为稳定[24]，然而pH低于5.8时，瘤胃微生物菌群结构则处于失衡状态[25]。以牦牛为研究对象[26]，结果发现放牧组瘤胃液中pH极显著低于补饲组，其原因可能是经过补饲精料后，非纤维性碳水化合物在牦牛瘤胃中迅速发酵产生大量的挥发性脂肪酸，故造成瘤胃液pH显著下降，这与本试验结果不一致。在本试验条件下，两组藏羊瘤胃pH值均处于正常范围内，且试验组羔羊瘤胃pH值低于照组，但未达到显著水平，分析其原因可能是小麦替代玉米的比例不足以引起瘤胃挥发性脂肪酸升高造成pH值显著下降，表明饲喂10%小麦替代玉米具有降低高原型藏羊瘤胃pH值的趋势。

综上，在精料补充料中使用10%小麦替代玉米可促进高原型藏羊复胃形态发育，同时能增强瘤胃消化酶活性和抗氧化能力。