任玉连, 陆梅, 范方喜, 彭淑娴



高原湿地沼泽化草甸土壤真菌与理化性质的关系

任玉连, 陆梅*, 范方喜, 彭淑娴

西南林业大学生态与水土保持学院, 云南 650224

以高原湿地纳帕海沼泽化草甸为研究对象, 采用稀释培养结合形态鉴定比较分析0—20 cm、20—40 cm土层的土壤真菌多样性及群落结构组成, 以及土壤理化性质对土壤真菌多样性及群落结构组成的影响。结果表明: 0—20 cm和20—40 cm土层中的真菌数量、Shannon-Wiener多样性指数()、均匀度指数(J)和丰富度指数(D)均表现为0—20 cm土层> 20—40 cm土层; 分别分离得到土壤真菌12属和10属, 其中木霉属、青霉属、腐霉属、曲霉属同为沼泽化草甸两个土层的优势类群, 表现出较高的相似性, 同时20—40 cm未发现枝孢菌属和壳囊孢属, 又表现出一定的差异性。经RDA冗余分析, 土壤有机质、全氮、速效钾、速效磷、pH、容重和自然含水率可能是影响沼泽化草甸土壤真菌群落结构组成的主要因子。

高原湿地; 沼泽化草甸; 土壤真菌; 土壤理化性质; 相关性

0 前言

纳帕海高原湿地位于长江中上游地区, 对调节中下游水位和水量具有特殊的生态意义[1]。该湿地受喀斯特型地貌和西南季风影响, 湖水退落后湖面大幅度缩小, 加之当地居民开挖排水沟使湖面减小, 导致湿地资源的保护与利用矛盾较为突出, 在人为活动和自然条件的共同作用下, 湿地呈现出原生沼泽→沼泽化草甸→草甸→垦后湿地的逆向演替格局。沼泽化草甸是纳帕海高原湿地的重要组成部分之一, 是一种介于草甸与沼泽之间的过渡类型, 具有涵养水源、调蓄水量、调节气候和保护生物多样性、维持生态平衡的作用[2]。土壤真菌作为土壤微生物中活跃的部分, 参与土壤有机物质分解、合成以及碳、氮等养分释放的全过程, 影响土壤一系列生物化学反应[3-5], 常作为检测土壤质量变化的敏感指标, 在评价湿地生态系统功能方面有着重要作用[6]。相关研究结果表明, 土壤真菌与土壤理化性质关系密切[7-10]。土壤真菌的数量和组成影响土壤理化性质的分布与转化, 土壤理化性质含量的高低影响湿地植物的生长及微生物的活动。作为生态系统健康指示物, 丰富的真菌群落是保持土壤生态系统稳定的重要因素之一, 其数量与分布在一定程度上反映了土壤肥力状况。因此, 探讨其与理化性质的关系对维护湿地生态系统平衡有重要意义。本课题组曹萍麟等人前期研究得知, 雨季纳帕海不同湿地类型上下层土壤有机质(SOM)、全氮(TN)、碳氮比(C:N)和pH值均有显著的差异性, 土壤真菌上层的真菌数量大于下层, 真菌的数量与pH值、SOM和TN呈极显著负相关, 与C:N呈显著正相关[11]。且缺少专门针对沼泽化草甸土壤真菌群落多样性和理化性质关系的研究, 本研究采集的土样与不同干扰强度下土壤真菌分布格局土样来自于同一采样区, 土壤真菌与不同的理化因子是否有它们独特的关系, 再此基础上, 为进一步深入了解沼泽化草甸土壤微生物群落特征, 以旱季沼泽化草甸为研究对象, 分析沼泽化草甸两个土层中真菌群落和土壤理化性质的关系。试图阐明沼泽化草甸土壤真菌群落结构、多样性、理化性质的垂直分布规律, 并进一步揭示主导土壤真菌群落变化的关键因子, 以期为分析高原湿地演替规律提供参考。

1 材料与方法

1.1 研究区概况

纳帕海高原湿地位于滇西北横断山脉中段香格里拉县境内(图1)[12], 地理坐标为27°47′—27°55′N, 99°35′—99°40′E, 海拔3260 m, 面积3100 hm2。水源补给主要以冰雪融水和湖两侧沿断裂带上涌的泉水为主。干湿季分明, 11月—次年5月为干季, 5月—11月为湿季。沼泽化草甸主要优势植物有矮地榆()、发草()、无翅苔草()、斑唇马先蒿()等。

图1 纳帕海湿地位置图

Figure 1 Site location of Napahai Wetland

1.2 样地设置和样品采集

于2015年1月(旱季)进行土壤样品采集, 在沼泽化草甸中随机布设3—5个定位点, 以原状土柱取样器采集土样。分别采集0—20 cm和20—40 cm土层土样, 去除石砾和其它杂物后同层采用四分法混合均匀并取土样约2 kg, 分别装入无菌自封袋并做好记录标签, 置于便携式冰箱带回实验室。将所采集的土样进行预处理; 一部分约1 kg经风干、研磨, 分别过1 mm和0.25 mm筛, 用于土壤理化性质的测定; 一部分约500 g保存于4 ℃冰箱中, 尽快做真菌分离培养。

1.3 土壤理化性质测定方法

土壤pH值测定采用电位法(LY/T1239-1999);土壤含水量测定采用烘箱法(GB7888-87); 土壤容重测定采用环刀法(GBT50123-99); 有机质测定采用重铬酸钾容量法(LY/T1237-1999); 土壤全氮测定采用开氏法(LY/T1228-1999); 速效氮测定采用碱解扩散法(LY/T1229-1999); 速效钾测定采用火焰光度法(LY/T1236-1999); 速效磷测定采用钼蓝比色法(GB12297-1990)。测定方法主要参照《土壤性质理化分析》[13]。

1.4 土壤真菌的计数、分离及形态鉴定

采用稀释平板法以稀释度为10-2、10-3和10-4土壤稀释液接种分离土壤中的真菌, 每稀释度设3个重复, 接种后将培养基倒置于25 ℃恒温箱中培养3—5 d计数[14-15]。以PDA培养基进行真菌的纯化, 纯化2—3次, 每隔24 h观察培养基菌落颜色、形态、大小。真菌形态鉴定依据菌落和个体形态特征, 参照《真菌的形态和分类》、《中国真菌志》和《真菌鉴定手册》[16-17]。

1.5 真菌多样性指数分析

真菌多样性的研究是根据鉴定土壤真菌和取样数据的类型及各测度指数的特点, 以及应用生态学评价方法, 用量化的指标来反应真菌区系结构状态。研究纳帕海沼泽化草甸土壤样品中真菌多样性及分布特征主要通过Shannon-Wiener()多样性指数、Pielou均匀度指数(J)、Margalef丰富度指数(D)、优势度(%)、真菌数量(×103cfu·g-1)等进行分析。

(1)Shannon-Wiener多样性指数():

(2)Pielou均匀度指数(J):

(3)Margalef丰富度指数(D) :

(4)优势度(%)=(某一真菌菌株数/分离得到的真菌菌株总数)×100%

(5)真菌菌落数(×103cfu·g-1)=(菌落平均数×稀释倍数)/(鲜土质量×)

公式中为第种的个体数占总个体数的比例,=;为第种物体个体数,为总个体数,为每个样品的物种总数,为水分系数。

1.6 数据处理

用Excel和SPSS 20.0进行数据处理分析, 数据差异采用独立样本T检验分析,<0.05表示差异显著。相关分析采用Pearson双变量分析,<0.05表示呈正相关,<0.01表示呈极显著正相关。理化性质对真菌群落结构的影响, 采用冗余分析(Canoco for Windows 4.5)(Redundancy analysis, RDA)来分析, 其中土壤理化性质数据作为环境变量, 真菌群落在属水平的相对多度作为物种数据。

2 结果与分析

2.1 土壤理化性质

由表1可知, 土壤有机质、全氮、速效氮、速效钾、速效磷、自然含水率均表现为0—20 cm土层> 20—40 cm土层, 土壤pH和容重随着土层加深逐渐增加, 表现为20—40 cm土层>0—20 cm土层, 土壤有机质(=0.00)、全氮(=0.022)、速效氮(=0.00)、速效钾(=0.002)、速效磷(=0.00)、pH(=0.007)、容重(=0.003)和自然含水率(=0.00)在土壤垂直剖面上差异显著(<0.05)。0—20 cm土层中, 有机质、全氮、速效氮、速效钾、速效磷和自然含水率分别分别是20—40 cm土层的2.42、1.60、3.56、1.40、1.67和1.07倍。20—40 cm土层中pH、容重分别是0—20 cm土层1.13和1.60倍。表明沼泽化草甸土壤养分表聚性明显[18-19]。

表1 纳帕海沼泽化草甸不同土层土壤理化性质

注: 同列比较中**标记代表显著水平(<0.05); 数据为平均值±标准误差。

2.2 土壤真菌多样性

由表2可知, 土壤真菌数量、Shannon-Wiener指数()、均匀度指数(J)和丰富度指数(D)均表现为0—20 cm土层﹥20—40 cm土层, 且真菌数量(=0.00)、均匀度(=0.01)和丰富度(=0.00)指数间差异显著(<0.05), 多样性(=0.14)指数间差异不显著(＞0.05)。0—20 cm土层真菌数量、、J、D分别为20—40 cm土层的5.67、1.09、1.25和1.54倍, 表明0—20和20—40 cm土层真菌多样性具有差异性, 且真菌数量和D差异较大。

2.3 土壤真菌群落组成

由图2可知, 在0—20 cm和20—40 cm土层中分别分离到12属和10属土壤真菌, 其群落组成极为相似。根据优势属划分原则[20], 0—20 cm土层的优势属为木霉属()、青霉属()、腐霉属()、曲霉属()和根霉属()等5属; 毛霉属()、脉孢菌属()、粪壳属()、镰刀菌属()、酵母类群()等5属为常见属; 枝孢菌属()和壳囊孢属()等2属为稀有属。20—40 cm土层的优势属为木霉属、青霉属、腐霉属、曲霉属等4属; 其它根霉属、毛霉属、脉孢菌属、粪壳属、镰刀菌属、酵母类群等6属为常见属, 表明两个土层中真菌优势类群组成具有较高的相似性。同时在20—40 cm土层未发现枝孢菌属和壳囊孢属等稀有属, 又表现出一定的差异性。

表2 纳帕海沼泽化草甸不同土层土壤真菌多样性

注: 同列比较中**标记代表显著水平(<0.05); 数据为平均值±标准误差。

图2 纳帕海沼泽化草甸不同土层土壤真菌群落组成

Figure 2 Composition of soil fungal community of different soil layers swamp meadow in Napahai

2.4 相关性分析

2.4.1 土壤理化性质与真菌多样性的相关性

影响0—20 cm和20—40 cm土层土壤真菌多样性与土壤理化因子存在一定的相关性(表3)。0—20 cm土层中, 真菌数量与速效钾、速效磷和自然含水率呈显著正相关;与速效钾、速效磷呈极显著正相关, 与自然含水率呈显著正相关;J与自然含水率呈极显著正相关, 与速效钾、速效磷和pH呈显著正相关;D与速效磷和自然含水率呈极显著正相关, 与速效钾和pH呈显著正相关。20—40 cm土层中, 真菌数量与速效磷呈显著正相关;与速效钾、速效磷呈显著正相关;J与有机质、全氮、pH呈极显著正相关, 与速效氮呈显著正相关, 与自然含水率呈极显著负相关, 与容重呈显著负相关;D与速效氮呈极显著正相关, 与有机质、全氮呈显著正相关, 与容重、自然含水率呈极显著负相关。表明真菌多样性与土壤理化性质关系密切, 且随着垂直剖面深度的变化, 理化因子随之改变, 从而也影响了真菌多样性的组成与分布。

表3 纳帕海沼泽化草甸不同土层土壤理化性质与真菌多样性相关系数

*表示差异显著(<0.05), **表示差异极显著(<0.01)。

2.4.2 土壤理化性质与真菌群落结构的相关性

由图3可知, 土壤不同理化因子影响其不同真菌类群的生存繁殖。0—20 cm土壤中, 第Ⅰ轴和第Ⅱ轴真菌群落特征-土壤理化因子关系累计解释量高达65%以上(图3 a)。有机质、全氮、速效磷与壳囊孢属和腐霉属呈正相关, 与青霉属、根霉属、曲霉属、毛霉属呈负相关。速效氮与镰刀菌属、酵母类群呈正相关; 与脉孢菌属、毛霉属呈负相关。速效钾与镰刀菌属、酵母类群和枝孢菌属呈正相关; 与脉孢菌属、木霉属呈负相关。pH与枝孢菌属、镰刀菌属、酵母类群呈正相关; 与脉孢菌属呈负相关。容重与枝孢菌属、镰刀菌属呈正相关; 与脉孢菌属、木霉属、粪壳属呈负相关。自然含水率与青霉属、枝孢菌属、镰刀菌属呈正相关; 与木霉属、粪壳属呈负相关。

20—40 cm土壤中, 第Ⅰ轴和第Ⅱ轴真菌群落特征-土壤理化因子关系累计解释量高达91%以上(图3 b)。有机质与青霉属呈正相关; 与木霉属、毛霉属呈负相关。全氮与根霉属、粪壳属、曲霉属、镰刀菌属、酵母类群呈正相关; 与腐霉属、脉孢菌属呈负相关。速效氮与木霉属、毛霉属呈正相关; 与青霉属呈负相关。速效钾与青霉属、根霉属、粪壳属、曲霉属、镰刀菌属、酵母类群呈正相关; 与腐霉属、脉孢菌属、木霉属、毛霉属呈负相关。速效磷与镰刀菌属、酵母类群呈正相关; 与腐霉属呈负相关。pH与根霉属、粪壳属、曲霉属、镰刀菌属、酵母类群呈负相关。容重与根霉属、粪壳属、曲霉属、镰刀菌属、酵母类群呈正相关; 与腐霉属和脉孢菌属呈负相关。自然含水率与毛霉属、木霉属、脉孢菌属、腐霉属呈正相关; 与青霉属呈负相关。

注: 图中OM代表有机质; TN代表全氮; AN代表速效氮; AK代表速效钾; AP代表速效磷; pH代表酸碱度; BD代表容重; NMC代表自然含水率。

Figure 3 Redundancy analysis of soil environmental factors and soil fungi community structure of different soil layers swamp meadow in Napahai

在0—20 cm土层, 有机质、全氮和速效磷等理化因子对50%以上的菌群具有促进或抑制作用, 是影响真菌群落结构的重要因子, 而20—40 cm土层影响其真菌群落结构的是速效钾、全氮、容重、自然含水率和pH等理化因子。说明土壤理化因子在决定土壤真菌群落结构分布中起着重要的作用。

3 讨论

3.1 不同土层土壤真菌多样性及其差异

Shannon-Wiener多样性指数()、均匀度指数(J)和丰富度指数(D)可用来衡量某一生境中物种的多样性, 生境条件越适宜, 多样性就越高[21]。本研究结果表明, 纳帕海沼泽化草甸0—20 cm和20—40 cm土层土壤中都存在着丰富的真菌资源, 且多样性存在差异, 表现为0—20 cm土层>20—40 cm土层, 具明显的表聚性, 这与王震宇[22]、辛远征[23]、余悦[3]、CONG[24]等研究结论一致。在0—20 cm土层, 土壤含水量低, 孔隙度大, 通气状况良好, 与空气热交换快, 土壤表面温度高, 有利于真菌的繁殖, 其多样性丰富, 而20—40 cm土层土壤有机质含量低, 土壤较紧实, 通气性差, 减弱真菌生理活性, 使得一些好气性的真菌不能生存和繁殖, 因此其真菌多样性低。

3.2 不同土层土壤真菌群落组成及其差异

木霉属、青霉属、腐霉属和曲霉属对环境适应性较强, 受生态条件影响较小, 是土壤中重要的优势种群[25]。沼泽化草甸0—20 cm和20—40 cm土层中共有上述优势菌属, 与徐严[26]、殷明亮[27]等研究结论相似。根霉属也是0—20 cm土层中的优势属, 但在20—40 cm土层中为常见属, 与Ananyeva[28]等人研究结论一致。对于常见属, 毛霉属、脉孢菌属、粪壳属、镰刀菌属和酵母类群等5属在0—20 cm和20—40 cm土层中普遍分布, 可见不同土层菌类组成相似性极高。枝孢菌属和壳囊孢属是沼泽化草甸0—20 cm土层中的稀有属, 其中枝孢菌属与pH值、速效氮、速效钾、自然含水率和容重有关(图3 a), 壳囊孢属则与速效磷、有机质、全氮有关, 说明它们对湿地土壤环境有特殊的要求。

3.3 土壤理化因子与真菌的关系

土壤理化性质与土壤真菌多样性相互影响、共同作用[7]。如速效磷与真菌孢子密度呈显著的正相关[29], pH值与土壤真菌多样性包括丰富度显著相关[30], 均表明土壤真菌多样性与土壤理化性质有密切关系。曹萍麟等人[11]研究表明土壤真菌数量与有机质、全氮和pH呈极显著负相关, 与碳氮比呈显著正相关, 与之不同的是, 沼泽化草甸上下层土壤真菌数量与有机质、全氮、速效氮和pH值不呈一定的相关性, 上层主要与磷素、钾素和自然含水率有关, 下层与磷素有关, 随着土壤磷钾素含量增加其真菌数量逐渐增加, 说明影响土壤真菌数量的主要养分因子是土壤磷素和钾素, 可能因沼泽化草甸受季节更替影响, 旱季淹水环境逐渐改善, 但土壤通透性差且氧气含量低, 尽管高含量的土壤有机质、全氮和适宜的pH值为土壤真菌提供良好生存条件, 但这种湿地环境不利于好氧真菌的生长。随着湿地淹水环境不断丧失, 人为活动促使土壤中磷钾素含量增加, 从而为真菌资源提供了丰富的营养条件。不同的理化因子与真菌多样性是否有它们独特的关系, 本文予以查明, 0—20 cm土层土壤速效钾、速效磷和自然含水率与真菌数量和多样性呈显著和极显著正相关; 速效钾、速效磷、pH和自然含水率与J均匀度和D物种丰富度呈显著和极显著正相关。20—40 cm土层真菌数量仅与速效磷呈显著正相关; 真菌多样性与速效磷和速效钾呈显著正相关; 均匀度指数与有机质、全氮、速效氮呈显著和极显著正相关, 与pH、容重和自然含水率呈负相关; 物种丰富度与有机质、全氮、速效氮呈显著和极显著正相关, 与容重和自然含水率呈负相关(表3)。说明不同土层影响真菌多性的理化因子不尽相同, 同时相同因子的促进或抑制作用也会发生变化, 如容重和自然含水率成为20—40 cm土层土壤真菌的限制因子。真菌通常更喜好生长在通气性好的环境[31], 并随着土层的加深而呈递减的趋势[32]。在土壤的不同土层中, 土壤养分、水分、容重和pH值等理化因子的变化差异及不同真菌的特异性是导致真菌多样性在垂直变化上呈现不同分布趋势的主要原因[33], 其理化因子是限制高原湿地土壤真菌生长和繁殖的重要生态因子[34]。Tang认为淹水时间、速效氮含量变化是微生物群落变化的主要原因[35], 土壤全氮是影响土壤真菌的群落结构的主要生态因子之一[36]。不同理化因子与真菌群落结构相关性结果表明, 在0—20 cm土层, 有机质、全氮和速效磷是影响沼泽化草甸真菌群落结构的重要因子, 20—40 cm土层影响其群落结构的是速效钾、全氮、容重、自然含水率和pH(图3 a,b)。pH随着土层加深从酸性转为偏碱性, 从而抑制了真菌生长。随着土层加深, 土壤有机质、全氮和速效磷显著降低, 优势属中的木霉属、腐霉属和曲霉属相对丰度增加, 而青霉属、根霉属相对丰度降低。因此, 有机质、全氮、速效钾、速效磷、pH、容重和自然含水率是影响沼泽化草甸土壤真菌群落结构组成的重要因子。

综上讨论, 沼泽化草甸土壤真菌多样性呈明显的垂直分布特征, 群落结构组成极为相似, 但也存在一定差异。土壤理化性质与真菌多样性关系密切, 随着土层加深土壤理化性质对真菌多样性影响较大, 也是影响土壤真菌群落结构的重要因子。因此, 本次研究为分析真菌分布提供参考依据, 为研究理化因子变化影响真菌群落组成分布的机制提供理论依据。

[1] 赖建东, 田昆, 赵一鹤, 等. 禁牧对高原湿地纳帕海退化草甸土壤理化性质的影响[J]. 西部林业科学, 2013, 42(02): 43–48.

[2] 中国科学研究院“中国植物志”编辑委员会. 中国植物志[M]. 北京: 科学出版社, 2010, 33–34.

[3] 余悦. 黄河三角洲原生演替中土壤微生物多样性及其与土壤理化性质关系[D]. 济南: 山东大学, 2012.

[4] YANARDAG I H, ZORNOZA R, BASTIDA F, et al. Native soil organic matter conditions the response of microbial communities to organic inputs with different stability[J]. Geoderma, 2017, 295: 1–9.

[5] 艾超. 长期施肥下根际碳氮转化与微生物多样性研究[D]. 北京: 中国农业科学院, 2015.

[6] 唐玉姝, 魏朝富, 颜廷梅, 等. 土壤质量生物学指标研究进展[J]. 土壤, 2007, 39(02): 157–163.

[7] 薄国栋, 申国明, 张继光, 等. 秸秆还田对植烟土壤养分及真菌群落多样性的影响[J]. 土壤通报, 2016, 47(01): 137–142.

[8] NDAYEYAMIYE A, COTE D. Effect of long-term pig slurry and solid cattle manure application on s-oil chemical and biological properties[J]. Canadian Journal of Soil science, 1989, 69(1): 39–47.

[9] 肖烨, 黄志刚, 武海涛, 等. 三江平原典型湿地类型土壤微生物特征与土壤养分的研究[J]. 环境科学, 2015, 36(5): 1842–1848.

[10] CHOOI-HUA G, DEBORA F V, ADRIENNE B N, et al. The impact of beneficial plant-associated microbes on plant phenotypic plasticity[J]. Journal of Chemical Ecology, 2013, 39(7): 826–839.

[11] 曹萍麟, 陆梅, 田昆, 等. 纳帕海高原湿地不同干扰强度下土壤真菌的分布格局[J]. 植物生态学报, 2014, 38(11): 1166–1173.

[12] 田昆. 云南纳帕海高原湿地土壤退化过程及驱动机制[D].北京: 中国科学院研究生院, 2004.

[13] 中国科学院南京土壤所. 土壤理化性质分析[M]. 上海: 上海科技出版社, 1987, 62-93, 132–135.

[14] 中国科学院南京土壤所微生物室. 土壤微生物研究法[M]. 北京: 科学出版社, 1985.

[15] 中国科学院. 土壤微生物分析方法手册[M]. 北京: 科学出版社, 1960.

[16] 戴芳澜. 中国真菌总汇[M]. 北京: 科学出版社, 1979.

[17] 魏景超. 《真菌鉴定手册》[M]. 上海: 科学技术出版社, 1979.

[18] 国家林业局. 中华人民共和国林业行业标准: 森林土壤分析方法[S]. 中国标准出版社出版, 2000, 7:74–136.

[19] 丁国昌, 何宗明, 林宇, 等. 木麻黄迹地不同更新树种土壤剖面的变化特征及表聚性特征[J]. 江西农业大学学报, 2012, 34(01): 66–71.

[20] 韩彩霞, 张丙昌, 张元明, 等. 古尔班通古特沙漠南缘苔藓结皮中可培养真菌的多样性[J]. 中国沙漠, 2016, 36(4): 1050–1055.

[21] ARYA A, BUCH H, MANE V. Diversity of arbuscular mycorrhizal fungal spores present in the rhizospheric soil of four different grasses in Gujarat, India[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences, India Section B: Biological Sciences, 2013, 83(2): 265–270.

[22] 王震宇, 辛远征, 李锋民, 等. 黄河三角洲退化湿地微生物特性的研究[J]. 中国海洋大学学报(自然科学版), 2009, 39(5): 1005–1012.

[23] 辛远征. 黄河三角洲退化湿地微生物群落特性及影响因素初探[D]. 青岛: 中国海洋大学, 2009.

[24] CONG Mingyang, CAO Di, SUN Jingkuan, et al. Soil microbial community structure evolution along halophyte succession in Bohai Bay Wetland[J]. Journal of Chemistry, 2014, 1–8.

[25] YU Hailing, GAO Qiang, SHAO Zeqiang, et al. Decreasing nitrogen fertilizer input had little effect on microbial communities in three types of soils[J]. Plos One, 2016, 11(3): 1–12.

[26] 徐严. 若尔盖高原湿地土壤真菌的初步研究[D]. 雅安: 四川农业大学, 2008.

[27] 殷明亮. 湛江红树林滩涂真菌群落的分离鉴定和资源调查研究[D]. 湛江: 广东海洋大学, 2010.

[28] ANANYEVA N D, STOLNIKOVA E V, SUSYAN E A, et al. The fungal and bacterial biomass (selective inhibition) and the production of CO2and N2O by soddypodzolic soils of postagrogenic biogeocenoses[J]. Eurasian Soil Science, 2010, 43(11): 1287–1293.

[29] NILOUFAR H D, MOSLEM A, NASER S, et al. Community analysis of persian oak fungal microbiome under dust storm conditions[J]. Fungal Ecology, 2017, 29: 1–9.

[30] WANG Juntao, ZHENG Yuanming, HU Hangwei, et al. Soil pH determines the alpha diversity but not beta diversity of soil fungal community along altitude in a typical Tibetan forest ecosystem[J]. Journal of soils and Sediments, 2015, 15(5): 1224–1232.

[31] 李金前, 赵静杰, 王吉, 等. 3种园林植物土壤真菌群落结构及影响因子[J]. 南昌大学学报, 2015, 39(5): 492– 497.

[32] ROBINSON CLARE H, SZARO TIMOTHY M, IZZO ANTONIO D, et al. Spatial distribution of fungal communities in a coastal grassland soil[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2009, 41(2): 414–416.

[33] 陈文新. 土壤和环境微生物学[M]. 北京: 农业大学出版社, 1989, 10–43.

[34] 田昆, 莫剑锋, 陆梅, 等. 人为活动干扰对纳帕海湿地环境影响的研究[J]. 长江流域资源与环境, 2004, 13(03): 292–295.

[35] TANG Y S L, WANG J W, JIA X H, et al. Response of soil microbial community in Jiuduansha wetland to different successional stages and its implications for soil microbial respiration and carbon turnover[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2011, 43: 638–646.

[36] 刘新. 增氮增雨对贝加尔针茅草甸草原土壤真菌群落结构与多样性的影响[D]. 长春: 东北师范大学, 2016.

The relationship between soil fungi and physico-chemical properties in swamp meadow of plateau wetlands

REN Yulian, LU Mei*, FAN Fangxi, PENG Shuxian

College of Ecology and Water and Soil Conservation of Southwest Forestry University, Yunnan Kunming 650224, China

In swamp meadow of Napahai Plateau Wetland, the fungal diversity and community structure in 0-20cm and 20-40cm soil layers were analyzed using dilution culture combined with morphological identification methods, and the effects of soil physico-chemical properties on fungal diversity and community structure were studied.The results showed that the number of fungi, Shannon-Wiener diversity index (), Pielou index (J) and Margalef index (D) were all higher in 0-20cm soil layers than in 20-40cm soil layers.Twelve genera and ten genera of soil fungi were isolated in 0-20cm and 20-40cm soil layers, respectively. Among them,,,andwere all dominant taxa in swamp meadow soils, which showed high similarity between two soil layers. Meanwhile, the taxaandwere not found in 20-40cm layers, which showed some kinds of differences between two soil layers.Redundancy analysis showed that soil organic matter, total nitrogen, available potassium, available phosphorus, pH, bulk density and natural water content may be the main factors affecting the community structure of soil fungi in swamp meadow.

Napahai Plateau Wetlands; swamp meadow; soil fungi; soil physical and chemical properties; correlation

10.14108/j.cnki.1008-8873.2019.01.006

X172; S153

A

1008-8873(2019)01-042-08

2017-09-13;

2017-11-24

云南省应用基础研究面上项目(2013FB053); 云南省高校优势特色重点学科(05000511311); 西南林业大学科技创新(C17129)

任玉连(1992—), 女, 贵州盘县人, 硕士, 主要从事土壤微生物生态研究, E-mail: 954216442@qq.com

陆梅, 女, 博士, 副教授, 主要从事湿地生态及土壤微生物生态研究, E-mail:lumeizx@126.com

任玉连，陆梅，范方喜,等. 高原湿地沼泽化草甸土壤真菌与理化性质的关系[J]. 生态科学, 2019, 38(1): 42-49.

REN Yulian, LU Mei, FAN Fangxi, et al. The relationship between soil fungi and physico-chemical properties in swamp meadow of Plateau Wetlands[J]. Ecological Science, 2019, 38(1): 42-49.