汪静杰 ，刘志新 ，位秀丽 ，杨靖，，李健，，谭华炳，刘龙 ，△

发热伴血小板减少综合征（Severe fever with thrombocytopenia syndrome，SFTS）是由发热伴血小板减少综合征病毒（Severefeverwith thrombocytopenia syndrome virus，SFTSV）感染引起的严重的传染性疾病，主要临床症状为发热、白细胞及血小板减少、胃肠道症状和肝肾功能异常等［1］，致死率达到10%～15%［2］。有数据显示，从 2010—2013年，中国的SFTS病例数逐年上升，已经有15个省份出现了该病例［3］，并且在亚洲的日本和韩国也有报道［4-5］，已经发展为严重的公共卫生问题。为系统了解SFTSV感染及致病机制，为SFTS的临床诊断和预防控制提供借鉴，本文对SFTSV病原学、致病机制、流行病学特征和临床诊断及检测方法等进行全面综述。

1 病原学特征

1.1 病毒结构 SFTSV属于布尼亚病毒科（Bunyaviridae）、白蛉病毒属（Phlebovirus），这一病毒属的其他成员还包括裂谷热病毒（RVFV）和乌库涅米病毒病毒（UUKV）。SFTSV是基因组分节段的包膜病毒，呈球状，其基因组包含L、M、S三个单股负链RNA片段［6］。全长的L片段长6 368个核苷酸（bp），主要编码RNA依赖的RNA聚合酶（RdRp），其主要在病毒基因组复制和转录过程中发挥作用；M片段长3 378 bp，编码的膜蛋白前体裂解为糖蛋白Gn和Gc，Gn结合到细胞表面的非肌肉肌球蛋白重链，从而完成病毒的早期感染［7］；长1 744 bp的S片段是双义RNA，分别编码核蛋白（NP）和非结构蛋白Ns，NP蛋白能够把病毒核酸包装成核糖核蛋白复合物（ribonucleoprotein complexes，RNP），防止病毒核酸被外源核酸酶或者宿主的免疫系统降解［8］。SFTSV基因组片段的5′和3′端均含有比较短的非编码区，且部分核苷酸序列互补形成平末端结构，这些结构在病毒复制和与N蛋白的结合过程中发挥着重要作用［9］。

1.2 病毒复制和发病机制 SFTSV繁殖发生于细胞质中，Barr等［10］采用反向遗传学的方法证实布尼亚病毒复制的特点是复制伴随着转录和蛋白质翻译过程。SFTSV感染细胞后，核糖核蛋白RNPs释放进入细胞质并在病毒RNA聚合酶L的催化作用下进行早期转录，随后合成病毒蛋白NP、Ns等；接下来进行基因组复制，以产生的互补RNA（complemented RNA，cRNA）为模板得到子代病毒基因组RNA（viral RNA，vRNA）。新合成的cRNA、vRNA分别与NP和L蛋白结合形成RNPs，然后进一步合成新的mRNA和病毒蛋白，vRNP与新合成的蛋白组装形成子代病毒粒子［6］。在SFTSV感染易感细胞7 d后可以检测到病毒核酸，10 d后可以检测到NP蛋白［1］。

SFTSV具有广嗜性，该病毒可以感染人、动物和蜱等多种宿主，可以同时感染人和动物的多种器官，包括肝、肺、肾、子宫和卵巢等［11］。在SFTSV感染C57BL/6小鼠早期，主要是脾脏和骨髓发生组织病理学改变，巨核细胞数量增加，淋巴细胞数量先减少，2周后又逐渐恢复；在感染的后期阶段，肝脏和肾脏细胞出现大量退化和坏死，出现病理学改变与损伤［12］。另一研究报道，在小鼠脾脏和小肠淋巴结样本中检测到大量SFTSV，表明病毒复制的主要器官位于淋巴组织，包括脾脏和小肠淋巴结［13］。另外，Yu等［1］在体外研究中发现，SFTSV能够结合血小板而激活巨噬细胞的吞噬作用，动物实验也提示SFTSV能够通过脾脏巨噬细胞的清除作用而减少血小板的数量，这可能与人感染SFTSV后发病的机制类似。

1.3 细胞受体与病毒侵入 细胞受体是病毒侵入宿主细胞的关键因子，病毒糖蛋白与细胞受体的相互作用在病毒黏附后细胞趋向、内吞和膜融合过程中发挥着至关重要的作用。现已确定有多种膜因子参与SFTSV的侵入过程，包括树突细胞特异性黏附分子（DC-SIGN）、硫酸乙酰肝素（HS）和非肌肉肌球蛋白重链ⅡA（NMMHC-ⅡA）［14］。HS属于胺聚糖（GAG），可连接到膜蛋白形成蛋白聚糖。研究证实RVFV、克里米亚-刚果出血热病毒（CCHFV）和汉坦病毒（HTNV）依靠受体HS进行有效的侵入［15］，而HS在SFTSV侵入过程中的作用仍需进一步证实。目前有研究通过免疫共沉淀、过量表达和RNAi试验证实NMMHC-ⅡA 是 SFTSV 的黏附因子［16］。由于NMMHC-ⅡA在血小板细胞表面高丰度表达，对血小板的正常功能也至关重要，因此NMMHC-ⅡA有利于SFTSV的侵入并导致宿主出现血小板减少等症状。

虽然SFTSV病毒粒子的结构鲜有研究，但UUKV冷冻电镜结果显示该病毒呈二十面立体对称结构，囊膜表面镶嵌的糖蛋白Gn与Gc呈规则排列［17］。Gn与Gc结合细胞受体介导SFTSV进入，并在细胞的内吞作用下诱导病毒和细胞膜融合［14］。RVFV Gc发生融合前与SFTSV Gc融合后的结构对比表明，在膜融合过程中Gc结构域Ⅰ和结构域Ⅱ存在较大的构象变化［14］，而激活SFTSV Gc构象变化的先决条件是病毒被宿主细胞的胞内体摄入［15］。在以前的研究中，SFTSV进入可能被发动蛋白抑制剂dynasore阻断［18］，表明SFTSV侵入细胞取决于以发动蛋白为核心的网格蛋白依赖的内吞过程。然而UUKV的内化过程与细胞网格蛋白无关［19］。以上结果表明，布尼亚病毒通过多样的内化机制进入细胞，涉及的详细机制仍有待进一步研究。

2 流行病学特点

2.1 流行区域 白蛉热病毒主要流行于非洲、欧洲和阿拉伯半岛地区。从2007年开始，在我国河南省出现以发热和血小板减少为特征的疑似无形体（HGA）感染病例［20］，2008年安徽省也有报道［21］，其后2009年在河南、湖北几地爆发多例此类病例，最终确定是SFTSV感染所致［1］。截至2014年底，我国报告了5 352例SFTS病例，死亡人数423人［22］，这些病例主要分布于中国东部和中部省份。SFTS的高发地区主要位于植被良好、灌木丛生的山地、丘陵地区，呈高度散发，发病季节多在每年的3—11月，5—7月的病例数达到峰值［23］。该病发生的季节性分布可能与蜱虫的季节消长和宿主活动范围有关。

2.2 传播途径与致病因素 通过对SFTSV自然宿主和传播媒介的研究，蜱虫和家养动物被认为可能与SFTSV在自然界的传播有关［24］。目前认为长角牛蜱（Haemaphysalis longicornistick）可能是SFTSV传播的主要载体［25］。在调查的家养动物中，SFTSV抗体阳性率为45.2%，但仅有1.7%～5.3%的动物血清中检测到了SFTSV的核酸，且病毒含量较低［26］。对SFTSV序列的系统发育研究表明，鸟类的迁徙可能是SFTSV扩散和地理扩展的潜在因素［27］。表明SFTSV在蜱和动物之间的循环是其广泛传播的基础。另外，山东、河南、江苏和安徽等多个省份均报道过家庭成员直接接触患者血液后未消毒导致感染［28-29］。综合来看，传播SFTSV可能的危险因素包括蜱虫叮咬、亲密接触家养动物、接触SFTS患者的血液或分泌物等。

2.3 易感人群 任何年龄段的人群对SFTSV均易感，特别是常在丘陵、山林、草丛等地带劳动或活动的人群，感染SFTSV的风险更高。另外，饲养牛、羊等动物可能感染SFTSV的机会较大［26］。同时，SFTS患者血清抗体阳性人群的年龄大多为50～60岁，且SFTS发病和死亡多见于老年群体［30］，表明老年人是SFTSV感染的高危人群。

3 诊断及检测

3.1 临床特征 SFTSV潜伏期为1～2周，SFTS患者发病后的典型症状包括发热、无力、肌痛、精神不振，并伴有呕吐、腹泻等特征，体表上出现浅表淋巴结肿大、腹部压痛等［1］。少数特殊患者出现肌肉疼痛、蛋白尿或血尿等症状；部分重症患者出现呼吸困难、消化系统出血、中枢神经系统异常，甚至出现多脏器损伤［31］。

在发病初期（症状发作后第3～6天）为发热期，这一阶段患者大多出现高热、单核细胞数降低、血小板和白细胞数减少、恶心、腹泻等症状，生化指标包括天冬氨酸氨基转移酶（AST）、血尿素氮（BUN）、乳酸脱氢酶（LDH）和嗜中性粒细胞百分比（NEU%）等水平较健康者显著升高［32］。大部分轻症患者在发热期后病毒载量开始下降，上述症状开始消退，血小板数量和生化指标在发病2周后逐渐恢复至正常水平。少部分重症患者发病6 d后进入多器官功能障碍期，这个阶段病毒载量处于较高水平，血小板数量持续下降，淋巴结肿大，出现呼吸道和消化道出血、肝肾等多器官功能紊乱，合并有神经系统症状，表现为烦躁、谵妄、不自主的四肢颤动、意识障碍等，该症状是关键的死亡预测指标，大多数神经系统症状常常在疾病晚期（发病时间超过6 d）出现［31］。此阶段约有10%～15%的重症患者死亡［1-2，22］。

3.2 诊断标准 SFTS的早期临床诊断主要是基于患者的流行病学史、临床表现和实验室检查等。流行病学史包括发病前2周被蜱虫叮咬史、流行季节在丘陵等地带工作、生活或旅行史。和大多数病毒感染确诊一样，SFTSV实验室检查包括病毒核酸和患者血清学检测。确诊病例至少需要满足以下条件之一：（1）从病人的血清中分离出病毒。（2）在患者血液或血清中检测到SFTSV的核酸。（3）在患者血清中检测到SFTSV的IgG抗体阳转或恢复期滴度较急性期有4倍以上升高［2］。

3.3 检测方法

3.3.1 病毒分离 从患者体液中分离得到病毒，是证明病毒感染的最有力的证据。采集SFTS患者急性期血液标本体外接种于Vero E6细胞，通过显微镜和分子生物学手段可以确认接种效果。有研究报道，将患者血样或蜱虫匀浆接种到单层Vero E6细胞中，37℃温育数小时后更换维持液，盲传3代可以分离得到病毒［33］。SFTSV分离实验操作通常需在Ⅲ级生物安全实验室进行，需要专业技术人员操作，且需耗时1～2周，因此并不常用于临床实验室检测。

3.3.2 ELISA检测SFTSV特异性抗体 血清中和试验和ELISA可以检测SFTS患者血清中的SFTSV特异性抗体。由于血清中和试验比较耗时，且成本较高，因此不常用于临床实验室检测；间接ELISA用于检测患者血清中SFTSV的IgG抗体，双抗原夹心ELISA检测SFTSV特异性抗体的敏感性更高。Jiao等［34］利用双抗原夹心ELISA检测发现35例恢复期SFTS患者血清中的SFTSV抗体全部为阳性，而65例对照组全部为阴性，检测敏感度和特异度分别达到100%和99.57%。该方法广泛用于现场或急诊的快速检测中，具有操作简便快速、结果可靠等特点。

3.3.3 SFTSV核酸检测 在SFTS急性期患者的血清中可以检测到SFTSV核酸，检测SFTSV RNA的方法有很多，临床上常用的包括逆转录PCR（RTPCR）、荧光定量PCR（qPCR）、逆转录环介导等温扩增（RT-LAMP）等方法［35-37］。RT-PCR和qPCR均能够快速检测到SFTSV核酸，但后者较前者敏感度和特异度更高。RT-LAMP技术操作要求简单、费用低，可广泛用于临床的快速检测。有研究者还发明了逆转录交叉引物恒温扩增技术（RT-CPA），主要用于检测SFTSV的M片段，敏感度为94.1%，特异度达到100%［38］。该方法操作简便、无需特殊仪器，广泛应用于现场、基层医院和贫困地区的检测。

4 SFTSV存在的问题与防控措施

由于部分SFTS患者会致死，目前虽然对SFTSV的研究取得了一定的进展，但仍有诸多问题尚未解决。首先，SFTSV感染出现的症状与其他一些病原体感染的症状类似，例如嗜吞噬细胞无形体、普氏立克次体和汉坦病毒等［39］。因为在一些患者体内并未检测到SFTSV核酸，因此诊断时如何区别这些病原体感染仍是一个难点。其次，SFTSV的传播媒介和传播方式并未完全明确，目前仍未证实蚊虫、螨虫和沙蝇等是否是SFTSV从储存宿主到人类的传播媒介，也仍未确定家畜是否是重要的潜在宿主；除了受污染的血液和分泌物外，某些情况下是否可能通过气溶胶传播、母婴传播或粪-口途径传播仍然未知。另外，SFTS疫区仍在扩大，目前并无有效的抗病毒药物，也没有安全高效的SFTSV疫苗。

针对以上各方面的问题，目前亟须做到：第一，提高医务人员诊断和治疗能力，以及加强实验室检测水平；同时应加强动物模型研究，包括小鼠和灵长类动物。第二，疾控人员应加强宣传教育，提高民众尤其是高危人群的预防意识，同时做好媒介控制工作。第三，针对易感人群和高风险人群，应加紧研发生产SFTSV疫苗。