赵 敏 杨 宁 陈 璐 安炎黄 李文领 赵峰峰

(西北师范大学生命科学学院，兰州 730070)

植物在生长发育过程中经常会遭受逆境环境的影响，干旱作为一种重要的环境因素一直是国内外研究的热点[1]。植物体在干旱胁迫下水分代谢平衡失调，引起细胞失水，导致植物体外部形态和内部生理生化特征发生显著变化[2]。有研究表明[3]，干旱胁迫可导致植物产生包括渗透调节、伤害控制及修复等一系列信号转导过程，通过感知胁迫信号、传递至细胞、激活级联信号反应、促使相关基因表达以及调节参与防御和适应胁迫蛋白等过程从而适应胁迫。从植物本身出发，深入了解植物细胞内信号分子在生理和分子等水平响应抗旱的特性、揭示其抗旱机理，将会为改善旱地生态和节水农业的栽培问题及选育抗旱品种提供一些理论依据。

磷脂酶是位于细胞膜上可以水解磷脂酰胆碱的一类酶。根据水解磷脂位置的不同，可划分为磷脂酶D(phospholipase D，PLD)、磷脂酶C(phospholipase C，PLC)、磷脂酶A1(phospholipase A1，PLA1)和磷脂酶A2(phospholipase A2，PLA2)[4]，它们广泛分布于植物的根、茎、叶、种子等组织中，且萌发初期的幼苗、生长和代谢活跃的部位以及成熟初期的种子中含量更为丰富，并参与植物细胞中的信号转导和生理生化过程[5]。其中PLD是一个多基因家族的酶，己经发现拟南芥存在12种不同的基因，这12种不同的PLD根据其序列相似性、蛋白的结构特点、底物的亲和性、调节结构域的不同可以划分成6类：PLDα(3)，β(2)，γ(3)，δ，ε，ζ(2)[6～7]，PLDα有3条基因，PLDα1-3，其中PLDαl在已检测的植物中普遍存在且丰度最高，特别是在植物受到逆境环境时发挥作用。Sang等[8]的实验证明，干旱胁迫下，野生型拟南芥抗旱性高于PLDα缺失型植株，而PLDα基因抑制型植株叶片的蒸腾失水率显著高于野生型。PLDα1参与植物响应干旱、高盐和低温等胁迫，以及ABA调节的气孔运动[9]。PLD催化磷脂产生的磷脂酸(PA)作为第二信使在植物生长发育和各种胁迫方面发挥重要作用，包括种子萌发和幼苗发育、根毛生长和根的发育、气孔运动、叶片衰老及果实成熟等各个阶段的生长发育过程[10]。研究植物细胞中的PLD对于研究细胞膜的完整性、功能的稳定性以及探究植物的耐受性而言具有重要的意义。

除一氧化氮(NO)、一氧化碳(CO)之外，H2S已经被证明是第三种内源性气体信号分子[11]。在哺乳动物中，它介导胰岛素分泌、血管舒张、炎症反应、氧化应激以及细胞周期等多方面的生理过程，是一个分布普遍、功能多样的信号分子[12]。高等植物中NO和CO已经被证明是重要的信号分子，与动物中的功能有很多相似之处，相对而言，在植物体内关于H2S的作用的研究较为缓慢。植物内源H2S主要是以L-CDes)和D-CDes)催化分解L-半胱氨酸(L-Cys)和D-半胱氨酸(D-Cys)产生，LCD与DCD相比，LCD的催化活力更高[13]。早在40年前，就有在菜豆、玉米中检测到内源H2S释放的相关报道[14]。之后H2S相关的研究，也仅仅局限于生理指标的测定和一些现象的初步探讨，未从“气体信号分子”的研究方向去深入研究。近年有文献报道了植物H2S信号参与非生物胁迫抗性[15]、抗氧化胁迫[16]、根形态建成和种子萌发[17]等方面的报道。

PLDα是拟南芥中含量最丰富的磷脂酶之一，也是细胞内催化产生PA的关键酶[18～19]，在其生长发育和逆境响应中发挥着重要的作用。已有实验结果表明，渗透胁迫下，PLDα1可作用于一氧化氮合酶促进一氧化氮释放，从而响应干旱胁迫[20]，相似地，同样作为气体信号分子的H2S是否也能通过PLDα1作用于L/D-DEs促进H2S生成以响应干旱胁迫；而且，气体信号分子H2S和PLDα1都可以调节植物的种子萌发、逆境响应、气孔运动、根生长等生理过程，但在干旱胁迫下H2S和PLDα1是如何响应的，以及二者之间的可能存在的信号关系研究暂未见国内外有报道。本研究中，我们选择哥伦比亚野生型拟南芥WT、PLDα1和H2S合成酶缺失型突变体pldα1-1、lcd-4为材料，以0.3 mol·L-1甘露醇模拟干旱胁迫，结合外源添加PLD下游产物PA以及H2S供体NaHS，利用生理指标结合分子手段的方法，探讨了PLDα1与H2S在拟南芥耐旱性中作用及关系，希望能够为揭示H2S、PLD响应干旱的信号通路以及为植物旱地生态防御机制提供依据。

1 材料与方法

1.1 拟南芥的培养

本试验以Col-0、pldα1-1(SALK_067533)和lcd-4(SALK_082099)突变体拟南芥为研究材料。其中，Col-0型种子由本课题组提供，pldα1-1和lcd-4 T-DNA插入突变体种子均购自美国俄亥俄州立大学拟南芥生物资源中心(ABRC)。

将拟南芥种子用无菌水浸泡后，放置于4℃冰箱中春化3 d。将种子用无菌水冲洗30 s，75%乙醇吹打30 s，无菌水冲洗30 s，随后用0.5%次氯酸钠溶液清洗2 min，无菌水冲洗3次。接种于MS+30 g·L-1蔗糖、pH5.8的琼脂培养基中，在温度23℃、光照2 000 lux、光周期为16/8 h的培养箱中培养16 d。土培苗按照土∶蛭石=2∶1的栽培方法，光周期为16/8 h，每周浇两次营养液，待生长至5周进行实验处理。

选择生长一致的拟南芥植株以0.3 mol·L-1的甘露醇进行干旱处理，处理时间为：6、12、24、48、72 h。实验以0 h作为空白对照，未添加甘露醇处理的作为阴性对照组，添加甘露醇处理为实验组。

1.2 突变体鉴定

1.2.1 拟南芥总DNA提取

取生长4周的拟南芥新鲜叶片，按照Easy Pure® Plant Genomic DNA Kit提取总DNA。

1.2.2 突变体鉴定引物

根据http://signal.salk.edu/tdnaprimers.2.html设计特异性引物。

表1鉴定突变体特异性引物

Table1IdentificationofmutantprimersforPCRinthemanuscription

引物名称Primer name基因序列Gene sequenceLBa15'-TGGTTCACGTAGTGGGCCATCG-3'AtPLDα1 LP5'-CCAAAAGAGTTGTCGCTGAAG-3'AtPLDα1 RP5'-CATTCTCTCACCACGTCATTG-3'Atlcd LP5'-GATTGAGGGATGGAGAGGAAG-3'Atlcd RP5'-AGTCGGAGTTTCTTACTCGCC-3'

1.2.3 PCR体系

PCR采用20 μL体系：1 μLpldα1、lcd上游引物，1 μL下游引物，WT、pldα1、lcdDNA模板1 μL，2×Taq PCR Star Mix with Loading Dye 10 μL，ddH2O 7 μL。PCR循环条件为：

pldα1程序设定为：94℃ 10 min，30个循环(94℃ 30 s，55℃ 30 s，72℃ 30 s)，72℃ 1 min。

lcd程序设定为：94℃ 10 min，30个循环(94℃ 30 s，54℃ 30 s，72℃ 30 s)，72℃ 1 min。

采用1%的琼脂糖凝胶电泳，溴化乙锭(EB)染色，UVI凝胶图像分析系统观察照相。

1.3 拟南芥RNA提取

使用TaKaRa公司的Trizol试剂盒进行提取，所有提取用品在121℃高压灭菌25 min，试验过程均在超净工作台进行，提取出的RNA用TaKaRa公司的PrimerScriptTMRT reagent Kit With gCDNA Eraser(Perfect Real Time)反转录试剂盒反转录成为cDNA。

1.4 RT-qPCR反应

RT-qPCR反应体系：按照TAKARA公司的SYBR Premix Ex TaqTMⅡ(Tli RNaseH Plus)操作说明书于25 μL反应体系中进行PCR扩增。反应体系如下：SYBR Premix Ex TaqTMⅡ(Tli RNaseH Plus)12.5 μL，正反向引物各1 μL，模板DNA 1 μL，ddH2O加至25 μL，反应在IQ5 Multicolor Real-time PCR Detection System中进行。RT-qPCR反应程序为：Cycle 1(1×)：95.0℃ 10 min；Cycle 2(40×)：95.0℃ 15 sec，60.0℃ 30 sec；Cycle3(81×)：72.0℃ 30 sec。至少进行3次独立重复实验。定量引物用DNAstar软件PrimerSelect模块，设计特异性引物。

表2基因特异性引物

Table2ListofallgenesforRT-PCRinthemanuscript

引物名称Primer name基因序列Gene sequenceActin LP5'-TGTGCCAATCTACGAGGGTTT-3'Actin RP5'-TTTCCCGCTCTGCTGTTGT-3'AtPLDα1 LP5'-CACTCCGTTCCACTCCTTGTTCA-3'AtPLDα1 RP5'-CCACCCTGCTTGCTCCATCTCT-3'AtLCD LP5'-TGTATGTGAGGAGGAGGC-3'AtLCD RP5'-GTTTCATACTGATGCTGCTC-3'AtDCD LP5'-CATGCCATGGCAATGAGAGGACGAAGCTTGACACTCTC-3'AtDCD RP5'-CGGGATCCCTAGAACATTTTCCCAACACCATCTT-3'

1.5 PLD、L/D-DEs酶活以及H2S含量测定

PLD酶活性、H2S含量由上海酶联生物公司的试剂盒测定，L/D-DEs酶活性测定采用亚甲基蓝法[21]，略有改动。具体方法如下：称取不同处理的拟南芥莲座叶0.2 g，加入2 mL 20 mmol·L-1Tris-HCl缓冲液研磨(pH7.4)，离心后取上清。1 mL的反应体系为：0.8 mmmol·L-1L/D-Cys，2.5 mmmol·L-1DTT，100 mmmol·L-1Tris-HCl pH9.0/pH8.0和100 μL上清液，在37℃孵育15 min后，加入30 mmmol·L-1FeCl3与20 mmmol·L-1N,N-二甲基对苯二胺各100 μL终止反应。室温避光反应15 min后，670 nm测定OD值。代入标准曲线计算L/D-DEs酶活性。

1.6 种子萌发率测定

选择均匀饱满的种子，每个处理设3个重复，每个重复有50颗种子，从开始光照培养时起，观察并统计萌发的种子数目，以胚根突破种皮1 mm即视为萌发，计算萌发百分率。

1.7 数据统计

数据采用SPSS 17.0对组间随时间变化的差异性多重比较采用LSD法分析，作图在Orgin pro 9.0中进行。每次试验至少进行3次独立重复试验。

2 结果与分析

2.1 pldα1与lcd纯合突变体的筛选

以WT为对照，通过3引物法对突变体进行鉴定，纯合突变体中用基因特异性引物无法扩增出条带，用T-DNA特异性引物可以扩增出目的带，结果如图1所示，从而筛选出lcd与pldα1纯合突变体，扩繁并用于后续实验。

图1 lcd、pldα1纯合突变体的筛选 1.WT(LP+RP)；2.lcd(LP+RP)；3.lcd(LB+RP)；4.WT(LP+RP)；5.pldα1(LP+RP)；6.pldα1(LB+RP)Fig.1 Identification of pldα1 and lcd homozygous strains 1.WT(LP+RP)；2.lcd(LP+RP)；3.lcd(LB+RP)；4.WT(LP+RP)；5.pldα1(LP+RP)；6.pldα1(LB+RP)

2.2 干旱胁迫对拟南芥生长的影响

由图2可知，萌发10 d后，野生型拟南芥WT、pldα1、lcd突变体积极响应干旱胁迫，其生长明显受到抑制，而且干旱对种子萌发也有一定的抑制作用。

图2 干旱胁迫对WT、pldα1、lcd拟南芥生长的影响Fig.2 Effects of drought stress on the growth of WT,pldα1 and lcd Arabidopsis thaliana

2.3 干旱胁迫对野生型拟南芥PLD、H2S含量及L/D-DEs酶活性的影响

干旱胁迫下PLD活性随处理时间的变化如图3A所示，从图中可以看出，在不同的干旱胁迫时间下，PLD活性均显著高于空白对照组。与对照组相比，0.3 mol·L-1甘露醇处理6～72 h，PLD活性分别在24 h最低，48 h达到最大值。

由图3B可知，干旱胁迫可诱导野生型拟南芥叶片H2S含量的增加，同时显著提高了拟南芥叶片中L/D-CDes活性(图3:C～D)，且酶活性的变化与H2S水平的变化趋势相一致，均高于对照组。其中干旱胁迫下H2S含量较对照组随时间变化显著升高，且H2S含量、L/D-CDes活性在胁迫72 h后达到最大值，较对照增高55.49%。由此得出H2S响应干旱胁迫，且L/D-CDes与干旱诱导的H2S合成密切相关。

图4表明，PLDα1和LCD基因的缺失会显著影响拟南芥中H2S的产生，与对照组WT相比，pldα1和lcd拟南芥突变体中H2S含量显著下降，pldα1和lcd拟南芥突变体中H2S含量分别下降17.42%和72.49%，H2S产生量WT>pldα1>lcd，表明干旱诱导了H2S的合成，PLDα1和LCD均参与了H2S合成途径。与空白对照组相比，在干旱胁迫条件下，3种拟南芥的H2S含量均显著上升。

图3 干旱胁迫对野生型拟南芥PLD活性(A)、H2S含量(B)、L-Des(C)以及D-Des(D)活性的影响 图中小写字母表示同一时间不同浓度在P<0.05时的显著性差异；大写字母表示不同时间同一浓度在P<0.05时的显著性差异 下同。Fig.3 Effects of PLD activity(A), H2S content(B), L-DEs(C) and D-DEs(D) activity in Col-0 type Arabidopsis on drought stress The lower case letters indicate the same time different concentrations at P<0.05 when the significant difference between the capital letters that the same concentrations at the different time in the P<0.05 significant difference The same as below.

图4 干旱胁迫对WT、pldα1和lcd中H2S产生的影响Fig.4 Effects of H2S production in WT,pldα1 and lcd on drought stress

图5 干旱胁迫对LCD(A)、DCD(B)和PLDα1(C)基因相对表达量的影响Fig.5 Relative expression of LCD(A),DCD(B) and PLDα1(C) on drought stress

2.4 干旱胁迫对拟南芥LCD、DCD和PLDα1基因相对表达量的影响

图5A表明，LCD基因相对表达量随干旱胁迫时间的变化情况。在所研究的干旱处理时间范围内，LCD基因相对表达量总体表现逐渐增加的趋势，但在48 h处略有下降，但仍显著高于阴性对照组，变化趋势与L-DEs酶活性基本保持一致。LCD基因表达在胁迫72 h时达到最大值。图5B中，在6～24 hDCD相对表达量随干旱胁迫时间呈增加趋势，在24 h时达到最大值。图5C表示PLDα1基因相对表达量随干旱胁迫时间的变化情况，PLDα1基因在6～72 h相对表达量随干旱胁迫时间的延长进一步增加，呈现波动趋势，分别在6 h达到最小和在48 h最大值。转录水平分析表明，干旱胁迫可能通过诱导LCD、DCD与PLDα1基因的表达，促进L/D-CDes、PLD酶活性升高，从而增加拟南芥內源H2S的释放。

2.5 干旱胁迫下，外源添加PA、NaHS对拟南芥中H2S含量的影响

当PLDα1，LCD缺失后造成其下游产物的减少，因此通过外源添加PLD下游产物PA以及H2S供体NaHS从而来补偿PLDα1和LCD的缺失。

如图6所示，干旱胁迫下，外源添加80 μmol·L-1PA，150 μmol·L-1NaHS后，随着处理时间，H2S含量会显著上升。说明，PLD下游产物PA和H2S供体NaHS显著影响野生型拟南芥H2S产生。

图6 干旱胁迫下，外源添加PA、NaHS对WT中H2S含量的影响Fig.6 Effects of exogenous PA and NaHS on H2S content on drought stress

2.6 干旱胁迫对pldα1和lcd拟南芥种子萌发率及H2S含量的影响

萌发实验中，0.3 mol·L-1甘露醇处理2 d后，WT和pldα1、lcd突变体的种子萌发发生显著改变，随着干旱处理时间的延长pldα1和lcd种子萌发率始终低于WT，且干旱胁迫对lcd种子萌发的抑制作用更加显著(图7)。进一步说明PLDα1和LCD基因参与调控种子萌发。

图7 干旱胁迫对WT、pldα1和lcd萌发率的影响Fig.7 Effects of germination rate of WT,pldα1 and lcd under drought stress

图8 干旱胁迫下，外源添加PA或NaHS对WT、pldα1和lcd萌发率(A)及H2S含量(B)的影响Fig.8 Effects of exogenous PA or NaHS on the germination rate(A) and H2S content(B) of WT,pldα1 and lcd under drought stress

如图8A所示，0.3 mol·L-1甘露醇的处理显著抑制了拟南芥种子的萌发率，150 μmol NaHS可以促进干旱胁迫下WT、pldα1和lcd的种子萌发，且对lcd作用最为明显；80 μmol PA可以促进干旱胁迫下WT和pldα1的种子萌发，但对lcd的种子萌发率没有显著的影响。说明H2S位于PA的下游。外源添加NaHS或PA后，pldα1和lcd均没有恢复到WT的萌发水平，说明调控种子萌发过程的不只是PLDα1和LCD参与。图8B进一步说明了干旱胁迫能诱导WT、pldα1和lcd拟南芥內源H2S的释放，且外施NaHS可以促进干旱胁迫下pldα1和lcd中的H2S产生，PA促进干旱胁迫下pldα1的H2S的含量，但对lcd中H2S的产生促进作用不明显，证实了H2S位于PA的下游。

3 讨论

干旱对植物生长的各个时期都会产生胁迫影响，通过对植物干旱条件下抗旱机制的研究，可减少全球变暖日益严峻的大环境下造成的区域性干旱威胁，是缓解干旱造成的作物减产、维持干旱地区生态等的重要途径之一。植物中，PLD是一类磷脂水解酶，不仅能催化磷脂的水解，而且在维持膜结构和功能方面具有重要的重要[22]。有关研究表明，植物受到胁迫时会激活PLD，它是引起植物系统磷脂降解反应的初始酶类[23]。磷脂酶是调控细胞磷脂代谢的关键酶，磷脂酶的活动与功能对植物细胞的生长发育过程起着非常重要的作用。拟南芥细胞膜在各种胁迫条件下受损，这就被作为评价膜伤害的指标之一。在干旱胁迫下对PLDα1的研究主要集中在ABA诱导的气孔关闭过程中[24]，对其在干旱胁迫下的信号转导中的作用研究相对较少。植物内源H2S主要以L-半胱氨酸(L-Cys)为底物，通过半胱氨酸脱巯基酶(CDes)的作用产生。目前拟南芥中已经克隆了一些CDes编码基因。第一个报道的是以L-Cys为底物的L-cysteine desulphydrase(LCD)编码基因(At3962130)，另一个是以D-Cys为底物的称为D-cysteine desulphydrase(DCD)编码基因(At1g48420)[25]。目前，LCD和DCD是植物内源H2S产生过程中功能最明确的两个CDes酶。大量动物实验表明,H2S能够作为一种信号分子参与动物神经系统以及心脑血管系统的生长发育[26]，但H2S在植物中的具体作用及其机制研究尚不清楚。H2S是涉及植物生长发育和生物及非生物胁迫应答中重要的气体信号分子[27]，且NaHS被常用于植物H2S供体研究。已有研究证明，外源H2S能够促进小麦种子萌发，并可以通过调节活性氧代谢减缓铜离子胁迫所引起的氧化损伤[28]。最近的研究表明渗透胁迫调节H2S合成的表达水平，进一步增强了L/D-DEs酶活性，导致产生更多H2S和提高植物耐受性[29]。已知PLDα1与H2S都会在逆境环境下做出响应，那么PLDα1、H2S是否参与植物对干旱应答的信号转导过程？如果参与了，它们在干旱胁迫过程中又扮演着什么样的角色呢？

本研究发现，以0.3 mol·L-1甘露醇进行干旱处理，PLDα1基因与PLD活性对干旱胁迫做出积极的响应，变化趋势先升高后下降再升高(图3A)。这与何文平等[30]研究低温胁迫对高山离子芥PLD活性影响趋势一致。可能是由于在胁迫早期，PLD响应干旱胁迫而被激活，因而PLD活性上升，胁迫一定时间后，植物可能对胁迫产生了一定程度的适应，PLD活性随之下降，随着胁迫时间的延长，细胞膜受到损害，PLD活性再次上升。

另外，本研究发现，0.3 mol·L-1甘露醇处理能够引起拟南芥叶片中H2S含量(图3B)、LCD和DCD基因表达量(图5:A～B)、L/D-CDes酶活性升高(图3:C～D)。表明H2S参与了拟南芥响应的干旱胁迫，并且H2S含量的上升与L-DEs及D-DEs活性的增高有关，其中L-DEs的活性明显高于D-DEs，说明L-DEs是干旱胁迫下H2S产生的主要途径。LCD和DCD两个基因表达量与L/D-DEs活性在干旱胁迫下的上升趋势基本相同，其中LCD的表达量显著高于DCD的表达量，与其酶活变化一致，说明干旱胁迫下L/D-DEs活性的上升与LCD和DCD两个基因的表达有关，且LCD发挥着更为重要的作用。

利用WT、pldα1以及lcd检测內源H2S含量，研究干旱胁迫下PLDα1、LCD与H2S合成的关系。实验发现，pldα1、lcd与WT相比，H2S含量明显下降(图4)，且LCD缺失后，H2S含量下降较为明显，说明PLDα1、LCD可参与H2S的合成过程。PLDα1、LCD缺失后，最直接的效应是产物减少，因此我们向培养基中添加PLD的下游产物PA和H2S供体NaHS，进行补偿实验。干旱胁迫下，WT中通过外源添加80 μmol·L-1PA，150 μmol·L-1NaHS，在不同处理时间下，都会促进H2S的产生，说明PA以及NaHS参与干旱胁迫下H2S合成，暗示着PLD与H2S之间有一定的联系(图6)。

萌发率实验的结果表明，干旱胁迫明显抑制拟南芥种子萌发。如图7所示，我们发现pldα1与lcd两个突变体植株对干旱胁迫更加敏感，且种子萌发较WT相比延迟萌发，随后的几天萌发率缓慢增加，但差异一直存在，pldα1和lcd种子萌发率始终低于WT，且干旱胁迫对lcd种子萌发抑制作用更显著，说明PLDα1、LCD基因参与种子萌发过程。之前的实验已经验证PLDα1、LCD缺失会影响H2S的合成，且外源PA、NaHS参与干旱胁迫下H2S产生过程。那么PLDα1和LCD究竟在发挥怎样的作用？我们利用WT、pldα1和lcd，通过外源添加PA以及NaHS进行补偿实验，如图8A，结果表明，WT与pldα1中80 μmol·L-1PA和150 μmol·L-1NaHS处理均可以不同程度的促进干旱胁迫下种子的萌发，且外源PA的作用更为显著，lcd中外源添加150 μmol·L-1NaHS可以显著的缓解干旱胁迫对lcd萌发的抑制，但是外源PA处理却对它没有显著影响，推测干旱胁迫下，H2S信号的转导可能位于PA下游。为了验证这一结论，进一步研究了PA和NaHS对WT、pldα1以及lcd中H2S含量的影响，发现PA能促进WT和pldα1中H2S的生成，但对lcd中的H2S的产生没有显著的促进作用(图8B)。在分别补偿NaHS和PA后，pldα1和lcd并没有恢复到WT的萌发水平及H2S产生量，说明调控种子萌发及H2S产生不仅仅是通过L-CDes和PLDα1途径，还可能存在其它调控途径。以上结果表明，PLDα1的产物PA主要通过L-CDes来促进H2S的产生进而促进干旱胁迫下拟南芥的种子萌发，干旱胁迫下H2S信号在PA的下游起作用。

综上所述，信号分子H2S、L/D-DEs和PLD对干旱胁迫均能做出响应，PLD、L/D-Des活性变化与PLDα1、LCD和DCD基因的表达有关；L-CDes是干旱胁迫下H2S的主要产生途径，干旱胁迫下H2S信号可能位于PLDα1信号的下游发挥作用。可能的作用机制为：干旱胁迫下PLDα1的下游产物PA通过促进L-CDes的活性进而促进H2S的释放来影响拟南芥的种子萌发。后期将对信号分子H2S、PLDα1以及L/D-CDes等在干旱胁迫下的作用机制继续进行深入研究，以期为干旱地区的作物生产、抗旱品种的筛选以及旱地生态环境的改善提供一定的理论依据。

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