王聪磊， 马明波， 董锁拽， 潘璐璐， 周文龙(.浙江理工大学 材料与纺织学院、丝绸学院，杭州 3008；.浙江出入境检验检疫局 丝检中心，杭州 300)

研究与技术

焙烘处理对鲜茧生丝多酚微量组分的影响

王聪磊1， 马明波1， 董锁拽2， 潘璐璐2， 周文龙1
(1.浙江理工大学 材料与纺织学院、丝绸学院，杭州 310018；2.浙江出入境检验检疫局 丝检中心，杭州 310012)

是否经历烘茧和煮茧工序是鲜茧和干茧缫丝工艺的本质区别，茧丝中水溶性的多酚类化合物属于热不稳定成分，在缫丝工序中易于变性或流失。因此，分析茧丝中的多酚类化合物来鉴别鲜茧/干茧生丝具备可行性，文章分析了焙烘处理过程中鲜茧生丝多酚微量组分的变化。以同一批次的鲜茧生丝作为研究对象，在不同条件下进行焙烘处理，采用高效液相色谱(HPLC)对焙烘后的生丝水提物进行检测，并利用紫外光谱和红外光谱对HPLC图中不同保留时间的组分进行定性分析。结果表明，较低的焙烘温度对鲜茧生丝微量组分的结构和含量影响不明显，高温焙烘会使鲜茧生丝中的多酚类物质大量流失，且焙烘5 h后保留时间为10～16 min微量组分接近于消失；紫外光谱和红外光谱分析结果表明保留时间为10.13 min和13.25 min的物质结构相似，均是多酚类化合物。

焙烘；鲜茧生丝；多酚；高效液相色谱；红外光谱

传统的缫丝工艺是将收购的鲜蚕茧经高温烘茧成为可储存的干茧，然后再经过渗透煮茧，最后缫丝、复摇整理成为一定卷装形式的生丝，这种生丝称为干茧生丝。反之，鲜蚕茧不再经过高温烘茧、煮茧等工序，仅通过低温储存真空渗透就直接缫制而成的生丝，称为鲜茧生丝[1-2]。鲜茧缫丝工序少，节省能耗，且蚕蛹可更为有效利用，综合效益高，因此越来越多的缫丝企业开始生产鲜茧生丝。但不少丝绸企业反映：鲜茧生丝织造性能较差，织物绸面容易出现质量问题[3]。所以，对茧丝属性(鲜茧生丝或者干茧生丝)的鉴定显得十分重要。目前国内已报道了多个可鉴别鲜茧生丝和干茧生丝的方法，其依据分别是基于生丝白度、单丝强度、含胶率等物理性能的差异[4-6]。这些方法具有一定的科学性，但不同产地、厂家缫制的生丝相关性质差异较大，因此，基于这些物理性质的鲜/干茧丝的检测方法不具备普适性，并不实用。

茧丝中除丝胶、丝素外，还有少量的蜡、色素、碳水化合物和无机物等物质[7]。桑蚕茧丝中含有一些多酚类化合物，如槲皮素、山柰酚等多种黄酮[8]。这些多酚类小分子附着在丝胶上，热稳定性差，水溶性较好，在干茧缫丝法烘茧、煮茧工序中，受到高温和浸润作用很容易变性、降解或溶失，导致其在茧丝中的含量减少。有研究表明，利用高效液相色谱对鲜茧生丝和干茧生丝中多酚微量组分进行分析，发现鲜茧生丝中多酚类组分成分多，含量高；而干茧生丝中的这些成分极少，证明利用液相色谱分析鲜/干茧生丝的多酚类成分来鉴别两者具有较好的可行性[9]。鉴于不同厂家所使用的缫丝工艺(主要是烘/煮茧温度和烘/煮茧时间)不同，因此研究鲜茧生丝多酚类小分子随焙烘温度和时间的变化很有必要。本文利用高效液相色谱分析了不同条件焙烘处理时鲜茧生丝中多酚类成分和含量的变化，以期完善基于分析茧丝中多酚类组成的鲜/干茧生丝的检测方法，为鲜/干茧生丝的商业鉴别和后续研究提供借鉴。

1 实 验

1.1 材料与仪器

材料：桑蚕鲜茧丝及干茧生丝(浙江省杭州检验检疫局)，去离子水、超纯水、色谱纯甲醇(杭州高晶精细化工有限公司)。

仪器：R201D型旋转蒸发仪(上海亚荣仪器有限公司)，JP-100S型超声波清洗机(深圳洁盟超声清洗机有限公司)，DHG-9146A型电热恒温鼓风干燥箱(上海浦东荣丰科学仪器有限公司)，OHRUS电子分析天平(AR124CN，奥豪斯仪器上海有限公司)，TU-1950双光束紫外可见分光光度计(北京普析通用仪器有限公司)，FD-1A-50冷冻干燥机(上海比朗仪器有限公司)，Nicolet 5700傅里叶红外光谱仪(美国Thermo Nicolet公司)，Waters-E2695高效液相色谱仪(美国沃特斯科技有限公司)。

1.2 方 法

1.2.1 鲜茧生丝的焙烘

称取5.0 g鲜茧生丝样品4份(鲜茧生丝样品源于同一产地、同一批次)，每份样品均置于烘箱中焙烘，焙烘温度为80 ℃，时间分别为0、1、3 h和5 h。焙烘完成后取出生丝样品并剪碎至1 cm以下的小段。

重复上述操作，分别在90、100、105 ℃和110 ℃下对生丝样品进行焙烘处理，焙烘时间梯度同上。

1.2.2 鲜茧生丝提取液的制备

将焙烘后剪碎的茧丝样品置于200 mL烧杯中，加入125 mL去离子水并搅拌，使茧丝样品完全被浸润，并在超声波清洗机中(40 ℃，300 W)超声辅助提取90 min，抽滤。将滤液置于旋转蒸发仪上50 ℃旋转蒸发浓缩至干，再加入1 mL去离子水置于超声波清洗机中超声1～2 min加速溶解提取物，最后将制备得到的浅黄色提取液经0.45 μm过滤膜过滤，转移至HPLC样品瓶中，待测。

1.2.3 高效液相色谱检测

HPLC检测条件：色谱柱为Spursil C18(250×4.6 mm，3.5 μm)，柱温30 ℃，进样量20 μL，流速1 mL/min，检测波长280 nm。流动相为甲醇(A相)、水(B相)，梯度洗脱，流动相配比：0 min(15%A，85%B)；17 min(100%A，0%B)；20 min(100%A，0%B)；30 min(15%A，85%B)。

1.2.4 紫外-可见光谱检测

利用1.2.3方法制备鲜茧生丝的多酚类组分，收集一定量各流分的鲜茧生丝水提物(HPLC图中保留时间为10.13 min和13.25 min)，采用紫外可见分光光度计对流分进行检测，空白样为去离子水，检测波长为200～800 nm。

1.2.5 红外光谱测试

将收集到的各流分浓缩至黏糊状后冷冻干燥成粉末，取少量粉末与溴化钾混匀、压片，测试其红外吸收光谱。扫描波数范围为4 000～500 cm-1，扫描间隔为2 nm。

2 结果与分析

2.1 紫外光谱分析

多酚类物质极性大，易溶于水，故将纯水作为鲜茧生丝多酚类物质的提取溶剂。鲜/干茧生丝水提物的高效液相色谱图如图1所示，可以明显看出两种生丝的主要区别就在于是否含有保留时间为10～16 min组分色谱峰[9]，尤其以保留时间为10.13 min和13.25 min组分差异最为显著。因此对保留时间为10.13 min和13.25 min组分进行收集并分析其结构，两种组分的紫外吸收光谱如图2所示。

图1 鲜茧生丝和干茧生丝水提物的HPLC谱图Fig.1 HPLC chromatograms of water extracts from fresh raw silk and dry raw silk

图2 不同保留时间流分的紫外吸收光谱Fig.2 UV spectrograms of the fractions with different retention time

桑叶富含多酚类化合物，幼蚕食桑叶长大，吐丝结茧，因此茧丝中含有少量的来源于桑叶中的天然多酚类物质。多酚类化合物虽然种类繁多，结构比较复杂，但其甲醇溶液在相应的紫外区却有特定的吸收峰，因此可通过紫外吸收大致判断化合物种类。从图2中保留时间为10.13 min和13.25 min组分的紫光吸收光谱可见，两者均在220 nm及280 nm左右处含有芳香族化合物所具有的E带及B带紫外特征吸收，符合多酚类化合物的紫外吸收特征，说明这两种物质很可能是多酚类化合物[10]。

2.2 红外光谱分析

图3是保留时间为10.13 min和13.25 min组分的红外吸收光谱图。从图3可以看出，保留时间为10.13 min的组分在3 425 cm-1左右处有强而宽的—OH伸缩振动吸收峰；该物质在2 930 cm-1和2 850 cm-1处有较弱的C—H伸缩振动吸收峰，可归因于苯环及杂环上的次甲基及亚甲基；在1 600、1 402 cm-1处的吸收归因于苯环骨架的伸缩振动；1 250 cm-1处可能为酚羟基C—O伸缩振动吸收峰；1 101 cm-1处有明显的醚键伸缩振动，归因于苯环-杂环连接处的Ar—O—C的吸收；而在870 cm-1处很可能是苯环上孤立H的伸缩振动吸收。从红外吸收光谱推测，该物质完全符合多酚类化合物的红外光谱特征。

保留时间为13.25 min组分的红外光谱，显示出该物质在3 430 cm-1左右处的吸收很强且宽，可能是酚羟基及杂环上的R—OH的伸缩振动；在2 900 cm-1左右处有两个吸收峰，可能是亚甲基或次甲基的C—H伸缩振动；在1 600、1 510 cm-1和1 430 cm-1显示出明显的苯环骨架的振动吸收峰；在1 300 cm-1处显示含有较少的亚甲基面外弯曲振动；1 090 cm-1处的吸收归属于醚键的伸缩振动，且吸收峰较强；877 cm-1处为苯环上孤立H的伸缩振动吸收峰。从红外光谱可以推测出保留时间为13.25 min的物质也符合多酚类化合物的特征。

图3 不同保留时间流分的红外吸收光谱Fig.3 FT-IR spectrograms of fractions with different retention times

从以上分析可以看出，保留时间不同的两种物质的红外光谱均符合多酚类化合物红外光谱的特征，且两者在1 700 cm-1左右处没有吸收峰，表明两者均不含有羰基[11]，说明两者不属于黄酮类化合物(黄酮类化合物含有酮基)。这与两者的紫外吸收光谱特征一致，表明两者很可能是除黄酮类化合物的其他多酚类化合物。

2.3 鲜茧生丝水提物的液相色谱图

图4为鲜茧生丝经不同条件焙烘处理后其水提物的高效液相色谱图。从HPLC图可以看出，在保证进样浓度相同时，经过不同条件焙烘处理后，鲜茧生丝水提物色谱图中没有出现新的色谱峰，保留时间为2.42 min左右处的色谱峰稳定存在，而保留时间为10～16 min组分色谱峰强度有不同程度的减弱。

图4 不同焙烘条件鲜茧生丝水提物的HPLC谱图Fig.4 HPLC chromatograms of water extracts from fresh raw silk under different baking treatment conditions

从图4(a)(b)可以看到，在实验室温度80、90 ℃下，鲜茧生丝经过不同时间焙烘处理后，保留时间为2.42 min组分色谱峰稳定存在且具有很强的检测信号，而保留时间为10～16 min组分色谱峰也能较稳定的存在，其吸收峰强度只是略微降低，变化并不明显。说明低温焙烘对鲜茧生丝微量组分的影响并不大。

从图4(c)(d)(e)可以看出，经较高温度焙烘后，保留时间为10～16 min组分相对含量随着焙烘时间的延长而逐渐降低，尤其以保留时间在10.13 min和13.25 min组分色谱峰强度下降得最为明显，在焙烘5 h后，这些色谱峰接近于消失。这说明高温焙烘处理对鲜茧生丝微量组分具有显著影响。这些多酚类小分子物质附着于茧丝表面丝胶层中，稳定性较差，高温焙烘后大部分物质受热会分解，导致茧丝中相应的微量组分大部分流失。在传统干茧缫丝工艺中，蚕茧需要经过高温烘茧杀蛹，且烘茧过程更加复杂，时间更长[12]，因此，高温烘茧在实际缫丝工艺中对茧丝的微量组分影响可能更大。

图5是鲜茧生丝水提物HPLC图中保留时间为10～16 min组分相对含量与焙烘时间的关系图。从图5可以看出，在80 ℃和90 ℃下焙烘，保留时间为10～16 min组分色谱峰峰面积占比变化并不明显，即使在90 ℃焙烘5 h，其相对含量也仅降低了8%。当温度升高到100～110 ℃时，随着焙烘时间延长，这部分物质峰面积占比减少明显。从总体相对含量占比分析，焙烘温度越高，时间越长，保留时间为10～16 min组分流失量越大。

图5 保留时间为10～16 min组分相对含量与焙烘时间的关系Fig.5 Relationship between relative amount of components with retention time of 10-16 min and baking treatment time

3 结 论

1)鲜茧生丝中含有一些干茧生丝不具有的成分，在本文的HPLC分析条件下，鲜茧生丝的这些特征成分的保留时间集中于10～16 min段。其中，两种最主要的组分(保留时间为10.13 min和13.25 min)为除黄酮类化合物以外的其他多酚类化合物。

2)低温(90 ℃以下)焙烘对鲜茧生丝多酚微量组分影响并不大，而高温焙烘会使得鲜茧生丝大部分多酚类物质流失。实际缫丝时，烘茧杀蛹的温度一般处于100～110 ℃内，烘茧会使茧丝多酚类组分变性。加上后续的煮茧工序使得多酚类组分进一步流失，使干茧生丝及鲜茧生丝中的多酚类组分含量差异更明显。因此，可以通过检测茧丝中这些多酚类物质的相对含量对茧丝是否经历高温烘茧作出判断，进而可以鉴别未知生丝是鲜茧生丝还是干茧生丝。

[1]盖国平,蒋小葵,陈兴灿,等.鲜茧丝的品质分析[J].丝绸,2015,52(10):25-29.

GE Guoping, JIANG Xiaokui, CHEN Xingcan, et al. Quality analysis of fresh cocoon silk[J]. Journal of Silk,2015,52(10):25-29.

[2]盖国平,李艳,蒋小葵,等.鲜茧生丝与干茧生丝的耐微脱胶性对比[J].丝绸,2016,53(2):26-31.

GE Guoping, LI Yan, JIANG Xiaokui, et al. A comparative study of anti-microdegumming property of fresh cocoon raw silk and dried cocoon raw silk[J]. Journal of Silk,2016,53(2):26-31.

[3]乔铁军,王仑,张秀琍,等.干茧丝与鲜茧丝抱合指标的差异性实验与分析[J].丝绸,2009(10):32-33.

QIAO Tiejun, WANG Lun, ZHANG Xiuli, et al. The cohesive force difference experiment and analysis between drying-cocoon silk and fresh-cocoon silk[J]. Journal of Silk,2009(10):32-33.

[4]朱良均.测色仪检验鲜茧生丝的方法:103115873A[P].2015-05-22.

ZHU Liangjun. Method of testing fresh cocoon raw silk by color measuring instrumeny:10115873A[P]. 2015-05-22.

[5]朱良均.单丝拉伸检验鲜茧生丝方法:103091165A[P].2015-05-08.

ZHU Liangjun. Test method of fresh cocoon raw silk by monofilament tensile test:103091165A[P]. 2015-05-08.

[6]朱良均.一种通过丝胶溶解性鉴别鲜茧生丝与干茧生丝的方法：104614277A[P].2015-05-13.

ZHU Liangjun. A method for distinguishing fresh cocoon raw silk and dry cocoon raw silk by solubility of sericin:104614277A [P]. 2015-05-13.

[7]GULRAJANI M L. Degumming of silk[J]. Review of Progress in Coloration and Related Topics,1992,22(1):79-89.

[8]HIRAYAMA C, ONO H, TAMURA Y, et al. Regioselective formation of quercetin 5-O-glucoside from orally administered quercetin in the silkworm, Bombyx mori[J]. Phytochemistry,2008,69(5):1141-1149.

[9]周文龙,马明波.快速鉴别鲜茧缫生丝和干茧缫生丝的方法:105116065A[P].2015-12-02.

ZHOU Wenlong, MA Mingbo. Rapid identification of fresh cocoon raw silk and dry cocoon raw silk:105116065A[P]. 2015-12-02.

[10]宋立江,狄莹,石碧.植物多酚研究与利用的意义及发展趋势[J].化学进展,2000,12(2):161-170.

SONG Lijiang, DI Ying, SHI Bi. The significance and development trend in research of plant polyphenols[J]. Progress in Chemistry,2000,12(2):161-170.

[11]何肖,马明波,鲁庚,等.薯莨水溶提取组分的初步分析[J].纺织学报,2015,36(5):63-68.

HE Xiao, MA Mingbo, LU Geng, et al. Primary analysis on pigment components of Dioscorea Cirrhosa roots[J]. Journal of Textile Research,2015,36(5):63-68.

[12]臧伦越.烘茧最佳温度的测查报告[J].丝绸,1998(12):18-21.

ZANG Lunyue. Test report on optimum temperature of cocoon drying[J]. Journal of Silk,1998(12):18-21.

Effectofbakingtreatmentonpolyphenolstracecomponentsinfreshrawsilk

WANGConglei1,MAMingbo1,DONGSuozhuai2,PANLulu2,ZHOUWenlong1
(1. College of Materials and Textiles, Institute of Silk, Zhejiang Sci-Tech University, Hangzhou 310018, China;2. Silk Inspection Center, Zhejiang Entry-Exit Inspection & Quarantine Bureau, Hangzhou 310012, China)

The essential difference between fresh raw silk and dry raw silk is whether the raw silk undergoes the dry heat treatment and cooking cocoon. The water-soluble polyphenols in raw silk are thermo-unstable components which are denatured or lost in the reeling process. Therefore, it is feasible to identify fresh raw silk and dry raw silk through analyzing the polyphenols in raw silk. The change of polyphenol trace components in fresh raw silk during baking treatment was researched in this paper. The same batch of fresh raw silk was used as the research object, and baking treatment was carried out under different conditions. The water extracts of fresh raw silk were detected by high performance liquid chromatography (HPLC), and the components with different retention time in HPLC were qualitatively analysed via UV and FT-IR spectroscopy. The results indicate that the structure and content of polyphenol trace components in fresh raw silk have no significant change after baking treatment at low temperature. However, Baking treatment at high temperature results in a great loss of polyphenols in fresh raw silk, and trace components are close to disappear after baking for 5 h and the retention time of 10-16min; The UV and FT-IR spectrums analysis results show that the structures of the components with the retention times of 10.13 min and 13.25 min are similar, which are polyphenols.

baking treatment; fresh raw silk; polyphenols; HPLC; FT-IR

TS102.33

A

1001-7003(2017)10-0001-06 < class="emphasis_bold">引用页码

页码: 101101

10.3969/j.issn.1001-7003.2017.10.001

2016-12-28;

2017-09-01

浙江省质检总局科技项目(2016IK282)