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小囊泡中的大学问*
——外泌体的前世今生

2017-07-06贝毅桦喻溥蛟肖俊杰

自然杂志 2017年3期
关键词:外泌体心肌细胞心脏

贝毅桦,喻溥蛟,肖俊杰

上海大学生命科学学院,上海 200444

自然论坛

小囊泡中的大学问*
——外泌体的前世今生

贝毅桦,喻溥蛟,肖俊杰†

上海大学生命科学学院,上海 200444

外泌体是一种直径为30~100 nm,主要由细胞内多泡体与细胞膜融合并释放到细胞外基质中的膜囊泡,可携带核酸、蛋白质等分子,具有强大的生物学功能。本文系统阐述了外泌体的发现历程、主要功能,及其在肿瘤生长、转移、免疫逃逸、诊断、治疗和在动脉粥样硬化、心肌梗死、心室重构、心脏再生等多种心血管生理和病理过程中的调控作用。总而言之,外泌体这个小小囊泡中蕴藏着大学问。

外泌体;肿瘤;心血管疾病

“我们每个人都有好奇心,对于这个世界都有一些问题想问,都想利用脑中或者手中的工具来找到答案。从这个层面来说,每个人都是一定程度的科学家。只不过科学家问的问题更根本,而且是之前从未被解答过的。”

——兰迪•谢克曼

北京时间2013年10月7日,在卡罗琳医学院的诺贝尔大厅,诺贝尔奖的评选委员会秘书长戈兰•汉松宣布,将当年的诺贝尔生理学或医学奖颁给三位杰出的科学家,即詹姆斯•E•罗斯曼(James E. Rothman)、托马斯•苏德霍夫(Thomas C. Südhof)以及兰迪•谢克曼(Randy W. Schekman),以表彰三人共同解答的一个科学问题:细胞如何组织运转其内部的一个重要的传输系统——囊泡传输系统?也正是他们的研究成果以及诺贝尔奖的巨大影响力,使小小的囊泡被纳入更多研究者的视线,随着后续进行的深入研究,如今这个小小的囊泡已然装满了大大的学问,其研究方向涵盖干细胞、免疫、靶向给药、非编码RNA(如微小RNA)、生物标记物、肿瘤治疗等热门研究领域,而其研究前景仍在被不断地开发。外泌体是目前这类囊泡传输系统中的研究热点,本文将就此介绍外泌体的前世今生。

1 外泌体的发现

早在1986年,Eberhard G. Trams和R. M. Johnstone两位科学家在体外培养的绵羊红细胞的培养基上清液中发现了一种具有膜结构的小囊泡,并将其命名为Exosome(外泌体)[1]。

在外泌体被发现的最初十几年中,它的生物学作用一直没有引起科学家的重视,甚至被认为是细胞产生的“垃圾”。直到1996年,有科学家发现B淋巴细胞能够分泌抗原提呈外泌体,这种外泌体携带有MHC-II类分子、共刺激因子和黏附因子,能够直接刺激效应CD4阳性的细胞产生抗肿瘤效应[2]。随后,越来越多的研究发现,外泌体中包含有DNA片段、mRNA、微小RNA、功能蛋白、转录因子等多种具有生物活性的物质,而其本身的膜结构还能表达多种抗原、抗体分子,从而产生生物学效应[3-4]。至此,一个在自然界默默传输关键生物信息的“快递员”渐渐露出了真容。

2 什么是外泌体?

目前,科学界将细胞外囊泡(extracellular vesicle)大致分为三大类:微泡(microvesicle)、凋亡小体(apoptotic body)和外泌体(exosome)(表1)。微泡是指由细胞分泌的一种直径为100~1000 nm的膜囊泡[5];凋亡小体是指细胞程序性死亡过程中所释放的一种直径为500~4 000 nm的膜囊泡[6-7];外泌体则是一种直径为30~100 nm、主要由细胞内多泡体与细胞膜融合并释放到细胞外基质中的膜囊泡,后者在电镜下表现为脂质双层包裹的扁平球体,呈特征性的杯状外形。同源性的外泌体形态均一、大小相近,而不同来源的外泌体直径可略有不同[8-11]。

表1 各种细胞外囊泡的区别

外泌体的形成是一个复杂而有序的动态过程。当活细胞经胞吞作用摄入外源性物质后,会在细胞内形成早期核内体(early endosome,EE),EE通过囊膜内陷、突入形成多个小囊泡,在选择性地接收细胞胞浆内的核酸、蛋白及脂质等物质后形成多泡内核体(multivesicular endosome,MVE)。后者主要有三个去向:①与溶酶体融合,最终被消化;②在接受病理性刺激后,MVE中的小囊泡与细胞膜融合,并将内容物表达在所在细胞的表面;③MVE与细胞膜融合后将小囊泡释放到细胞外基质中形成外泌体[12](图1)。

由外泌体的形成过程可以看出,外泌体的内含物在MVE的形成时期就已经初步确定。蛋白是外泌体内含物中的一大类物质,其含量与种类相当丰富。外泌体包含的蛋白可分为两类:一类是在外泌体普遍表达并可作为标记物用来识别外泌体的蛋白,包括热休克蛋白、TSG101、Alix、Foltillin、Rab蛋白等膜转运和膜融合蛋白以及四跨膜超家族(tetraspanin)的成员CD9、CD63、CD81蛋白分子[13-14];另一类是不同来源、不同环境外泌体各自拥有的特异性蛋白,如T细胞来源的外泌体可携带CD3分子[15],神经元来源的外泌体可表达谷氨酸受体等[16]。除蛋白以外,外泌体包含的另一大类重要物质就是核酸,包括DNA、mRNA、微小RNA、lncRNA等。外泌体所携带的核酸、蛋白等分子赋予外泌体丰富的生物学信息,通过外泌体传输到其他细胞发 挥特定的生物学 效应[3](图2)。

图1 外泌体的形成

图2 外泌体的结构与内容物

3 外泌体的作用

目前认为外泌体产生生物学效应的方式主要有两种:其一,外泌体可以通过其表面的蛋白分子或脂质配体直接激活目标细胞表面的受体;其二,外泌体可以与受体细胞的质膜融合并进入细胞,将自身包含的核酸、蛋白、脂质等分子释放入受体细胞,进而调控细胞的功能及生物学行为。外泌体在体内各个系统的生理学和病理生理学过程中发挥着重要的调控作用,是研究疾病发病机制和疾病治疗的重要靶点。这一类研究旨在寻找疾病发生发展的机制,干预疾病发展的过程。随着某些疾病的发生发展,外泌体包含的某些分子的表达量也会有不同程度的改变,这使得外泌体(包括循环血外泌体)有望成为诊断疾病、评估治疗反应性和患者预后的潜在生物标记物。

4 外泌体与肿瘤

恶性肿瘤是目前严重影响人类健康的重大疾病。在肿瘤发生发展的过程中,肿瘤的生长、转移、免疫逃逸等关键步骤均与外泌体有着莫大的联系。为了更加早期、精准地诊断肿瘤,更加有效、彻底地治疗肿瘤,了解外泌体在肿瘤发生发展中的作用机制和外泌体作为生物标记物的潜在可能性,对进一步完善肿瘤的诊断和治疗具有重要的意义。

4.1 外泌体与肿瘤生长

在前列腺癌、恶性胶质瘤、乳腺癌等肿瘤中,均有证据证明外泌体参与调控肿瘤的生长过程[17-19]。研究人员曾将乳腺癌患者血清提取的外泌体连同正常的内皮细胞注射到小鼠体内,使其长出肿瘤,而正常对照来源的外泌体则没有这种致癌作用[20]。前列腺癌细胞分泌的外泌体能够凭借其包含的蛋白、mRNA和微小RNA使得正常的脂肪干细胞转化为肿瘤细胞,这些外泌体还能促进附近的肿瘤细胞增殖,抑制细胞的衰老过程[21]。多发性骨髓瘤患者骨髓来源的间充质干细胞所分泌的外泌体富含多种可促癌发生的细胞因子和黏附分子[22]。因此,在肿瘤的微环境中,肿瘤细胞来源的外泌体本身就是一种可以介导正常细胞癌变的媒介,它不仅参与调控肿瘤细胞的生长与增殖,而且可以影响正常细胞的恶性转化。

肿瘤细胞犹如“特洛伊木马”一般,通过外泌体将能够改变细胞生存和凋亡能力的“间谍”物质释放到正常细胞的内部,进而调控增殖、凋亡相关基因,将正常细胞转变为肿瘤细胞。此外,肿瘤细胞自身的增殖和生长与细胞生存能力增加、凋亡能力减弱密切相关。Yang等[23]在膀胱癌的研究中发现,肿瘤细胞来源的外泌体能够抑制肿瘤细胞凋亡、促进肿瘤生长;相反,抑制外泌体的形成和分泌则使得细胞Caspase 3(一种介导细胞凋亡的蛋白)的表达水平显著上调,从而抑制肿瘤的生长。另有研究发现[24],肝癌来源的外泌体富含一种名为TUC339的lncRNA,后者可以促进肝癌细胞的增殖,而使用干扰RNA抑制TUC339 lncRNA的表达则能够抑制肝癌细胞的增殖。

由此可见,外泌体可以传输肿瘤细胞特有的生长信息,一方面影响周围或者远方的正常细胞,诱导其发生恶性转化,另一方面通过调控细胞生存和凋亡相关基因的表达、转录和翻译,影响肿瘤细胞自身的生长与增殖。

4.2 外泌体与肿瘤转移

对于肿瘤患者而言,肿瘤转移如同噩耗一般,严重影响患者的预后。上皮间质转化(epithelial-mesenchymal transition,EMT)是肿瘤转移的一个重要过程,这种转化能够赋予细胞迁移和入侵的能力。Josson等[25]研究发现,基质成纤维细胞来源的外泌体能够通过微小RNA-409促进上皮间质转化和前列腺癌的发生,外泌体同时富含转化生长因子(TGF-β)、肿瘤坏死因子(TNF-α)、白介素-6、AKt、基质金属蛋白酶等,也参与促进上皮间质转化的过程。

此外,外泌体自身携带的一些内容物本身就具有引导和协助肿瘤转移的能力。原发肿瘤在转移前会先派出外泌体到达即将转移的部位,进行适应肿瘤生长的微环境调整[26]。大鼠胰腺癌来源的外泌体携带有CD44v6,后者可到达淋巴结和肺部组织,形成有利于肿瘤转移的微环境,促进肿瘤的远处转移[27-29]。肿瘤来源的外泌体甚至可以穿过血脑屏障,促进肿瘤的颅内转移[30]。

另有研究发现,外泌体可以通过整合素调控肿瘤的转移方向。Hoshino等[31]发现不同亚型的整合素能在一定程度上决定恶性肿瘤朝着特定的组织器官转移。例如:整合素α6β4和α6β1参与肿瘤的肺转移,αvβ5参与肿瘤的肝转移。外泌体携带表达的这些整合素被受体细胞接受后,可以增强后者的黏附能力,促进Src磷酸化和促炎基因S100表达上调,最终介导肿瘤的转移。

4.3 外泌体与免疫逃逸

人体的细胞每一秒都经历着无数的生理变化,合成新的蛋白,产生新的细胞。这正如一个巨大的装配工厂,难免会有失败的装配产品,此时人体的监管部门——免疫系统则行使着它们的职责,铲平消除“不合格”的细胞和蛋白。其中,肿瘤细胞就是一种“失败”的装配产品。在大部分情况下,免疫系统能够识别这些异常的肿瘤细胞,并通过免疫细胞的杀伤作用在早期将其消灭。然而,偶尔会有部分狡猾的肿瘤细胞躲过层层安检最终发展壮大,这种现象就被称为“免疫逃逸”。

越来越多的研究发现[32],外泌体能够通过多种方式协助肿瘤细胞完成免疫逃逸。在卵巢癌患者腹水中的外泌体含有高水平的FasL,后者不仅可以通过抑制CD3和JAK3诱导T细胞凋亡,而且可以激活凋亡通路,介导免疫逃逸[33-34]。乳腺癌细胞来源的外泌体包含有微小RNA-146a、微小RNA-29a和微小RNA-21,能够抑制淋巴细胞的发育和激活[35]。TW03鼻咽癌细胞来源的外泌体能够抑制Th1和Th17细胞的增殖和分化,抑制免疫反应[36]。此外,TS/A肿瘤细胞来源的外泌体可以下调NKG2D的表达,使穿孔蛋白的分泌增加,抑制自然杀伤细胞的功能[37-38]。

4.4 外泌体与肿瘤诊断

癌症的早期诊断一直以来是临床上比较棘手的问题,密切关系到癌症患者的治疗和预后。遗憾的是,多数临床患者出现症状已处于癌症晚期,因此寻求肿瘤早期诊断的标记物具有重要的意义。作为肿瘤细胞的“亲密战友”,肿瘤细胞分泌的外泌体在促进肿瘤发生发展的同时,也暴露了肿瘤细胞。近年来,越来越多的科学家在转录组学、蛋白组学和代谢组学等层面对外泌体作为肿瘤早期诊断的标记物进行了深入的探索。

Machida等[39]发现胰胆管癌患者唾液样本外泌体来源的两种微小RNA(微小RNA-4644和微小RNA-1264)的含量远高于正常对照,其受试者工作特征曲线(ROC)下面积可达0.833,提示这两个来自于外泌体的微小RNA是诊断胰胆管癌的潜在的生物标记物。另有研究从膀胱癌患者尿液提取的外泌体入手,鉴定出了8种不同于正常人群的蛋白[23]。此外,在胃癌患者多种体液提取的外泌体中,HER2/neu以及MAGE-1的mRNA水平显著升高[40](表2)。

表2 外泌体作为肿瘤诊断的生物标记物

4.5 外泌体与肿瘤治疗

由于外泌体在肿瘤的发生发展中起着重要作用,基于外泌体的治疗也有望成为一种潜在的治疗肿瘤的方法。总之,外泌体作为肿瘤治疗的方法具有以下优点:①相比传统的研究对象,外泌体包含核酸、蛋白等大量重要的生物学信息;②外泌体广泛存在于人体的各个组织、器官及几乎所有的体液中,并且具有很高的稳定性;③在体内和体外水平,外泌体均能够稳定地携带药物;④使用外泌体携带药物能在循环中具有较长的半衰期;⑤外泌体能够直接透过细胞膜向目标细胞传递生物活性物质;⑥外泌体可以具备独特的定向性迁移,并且能够通过血脑屏障,这使其准确、无障碍地到达治疗部位。

外泌体独特的功能是其能够携带外源性的RNA(如干扰RNA、微小RNA),通过细胞膜融合将其内含物传送入目标细胞的内部,在转录水平及转录后水平调控肿瘤细胞的生物学行为,这使得外泌体有望在未来成为重要的载体实现精确的基因治疗。同样重要的是,外泌体不易被免疫系统识别,这种特性有助于其躲避机体的排异反应[56-58]。在一项以外泌体为载体介导患者细胞产生抗肿瘤效应的I期临床试验中,60%的受试者产生了具有抗肿瘤效应的T细胞,并且表现出良好的治疗耐受性[59]。通过电穿孔法将阿霉素添加到未成熟树突状细胞来源的外泌体中,这种外泌体能够通过整合素相关的途径直达乳腺癌细胞、黑色素瘤细胞及肝癌细胞,将阿霉素释放到肿瘤细胞内达到治疗效果[60]。姜黄素对于肿瘤细胞有一定的杀伤作用,但是其稳定性及生物活性极差,通过外泌体包装能够极大地增加其稳定性以便于临床应用[61]。

5 外泌体与心血管疾病

心血管疾病是全球范围内致死致残率极高的一大类疾病,由缺血性心肌病造成的死亡人数位居世界首位,所有心血管疾病的最终归宿——慢性心力衰竭的5年生存率与恶性肿瘤相仿[62]。尽管心血管疾病的药物治疗日益完善,但是仍无法阻止其继续掠夺生命。近年来的研究发现,外泌体能够在心肌细胞、心脏成纤维细胞、内皮细胞及心脏干细胞间进行分子信号传导以及生物信息的传递,广泛参与了细胞存活、心肌梗死、心室重构及心脏再生等心血管系统的生理和病理生理过程。

5.1 外泌体与动脉粥样硬化

动脉粥样硬化是缺血性心肌病的主要病因之一,也是缺血性卒中的病因之一。研究发现,来源于血小板、内皮细胞、单核/巨噬细胞的外泌体在动脉粥样硬化形成的过程中起着重要的调节作用,外泌体内含物的细微变化甚至可以早于动脉粥样硬化的临床发生。

许多针对动脉粥样硬化的研究将目光聚焦于血小板源性的外泌体,这类外泌体在已确诊有严重外周动脉粥样硬化的患者中显著升高[63]。血小板源性的外泌体能够黏附于内皮细胞以及内皮细胞前体,在内皮细胞受损时募集血小板,同时促进白介素-1、白介素-6、白介素-8等炎症因子的释放,影响内皮细胞和单核细胞的功能,最终促进动脉粥样硬化的形成[64-65]。内皮源性的外泌体在动脉粥样硬化的形成中同样重要,这类外泌体被证实与肥胖[66]、2型糖尿病[67]、冠心病[68]密切相关。研究发现,在糖尿病患者内皮源性的外泌体中NADPH酶的活性显著升高,参与介导了内皮炎症和内皮功能紊乱,促进了动脉粥样硬化的形成[69]。

5.2 外泌体与心肌梗死

为心脏供血的冠状动脉发生粥样硬化一般而言有两个结局:其一,粥样硬化缓慢进展,逐渐减少部分血管周围的血供,进而慢慢闭塞,这种情况下由于心肌长期缺血会代偿性地形成侧支循环以勉强维持心功能,但长期也会发展为心力衰竭;其二,在粥样硬化缓慢形成的过程中,由于一些因素造成粥样斑块破裂,进而形成急性血栓和血管急性闭塞,引起短时间内心肌缺血坏死,即临床常见的心肌梗死。心肌梗死发生时,心肌细胞会大量坏死,炎症因子激活,极易造成心脏的电活动紊乱及心功能丧失,甚至死亡。

研究发现,梗死的心肌能够释放包含有特殊物质的外泌体进入循环血,例如微小RNA-126、微小RNA-199a、微小RNA-1、微小RNA-133a等在心肌梗死发生的早期就能在循环血提取的外泌体中被检测出来[56,70-71]。除血液样本外,急性心肌梗死患者尿液提取的外泌体中的微小RNA-1和微小RNA-208也显著高于正常对照。这些发现意味着外泌体有望作为一种新的生物标记物应用于心肌梗死的早期诊断[72]。

尽管心肌梗死在急性期的首选处理方式,如溶栓、冠脉旁路移植、冠脉介入等药物及物理治疗,已日益完善,但目前仍缺乏可以有效修复心肌细胞、抑制和延缓心室重构的治疗措施。外泌体作为一种细胞与细胞间生物学信息传递的重要载体,在心肌梗死治疗中的潜力与价值已越来越多地受到科学家的关注。研究发现,间充质干细胞来源的外泌体能够显著降低小鼠心肌缺血再灌注损伤的梗死面积。这类外泌体不仅能够提高急性期心肌的ATP和NADH水平、降低氧化损伤、保护线粒体功能,而且还可以激活Akt/ GSK-3信号通路、降低c-JNK磷酸化水平进而保护受损的心肌[73]。另有研究发现,心脏祖细胞来源的外泌体能够替代心脏祖细胞的治疗效果,在体外促进血管新生和心肌细胞存活[74-76]。此外,经遗传或蛋白质修饰的外泌体可能进一步增强其心肌保护的效应,如GATA-4过表达的间充质干细胞分泌的外泌体能够释放多种微小RNA激活细胞生存通路,改善心脏的收缩舒张功能,降低心肌梗死的面积[77]。更有趣的是,正常血浆来源的外泌体本身就可以激活Toll样受体-4和热休克蛋白70相关的信号通路,保护心肌缺血再灌注损伤[78-79]。近年来热门研究的对象——缺血预处理,也被证实可以通过外泌体携带微小RNA-144来减少心肌梗死带来的损伤[46]。

5.3 外泌体与心室重构

心室重构是心力衰竭的重要病理基础,其过程涉及心脏的炎症反应、心肌细胞肥大、心肌细胞凋亡和坏死、心脏间质纤维化等。目前的研究发现这些复杂的过程也受到了外泌体携带的生物活性物质的调控。心脏成纤维细胞来源的外泌体含有高表达的微小RNA-21-3p,后者可以经旁分泌作用影响邻近的心肌细胞,下调细胞内SORBS2和PDLIM5蛋白的表达,诱导病理性心肌肥厚[80]。在压力负荷增加的情况下,肾素-血管紧张素-醛固酮系统被激活,心肌细胞会同时分泌高表达1型血管紧张素II受体(AT1R)的外泌体,这种外泌体参与介导了血管紧张素II诱导的血压升高和心力衰竭[81]。

外泌体在心室重构治疗中的研究和应用也日益增多。研究发现,间充质干细胞来源的外泌体可以改善心肌损伤后的心脏微环境,促进血管新生,减轻炎症反应,抑制心室重构,外泌体包含的微小RNA-221和微小RNA-22还能分别抑制P53诱导的心肌细胞凋亡和减轻心肌纤维化,这一系列保护效应与激活IGF-1/PI3K/Akt信号通路密切相关[82]。心脏前体细胞来源的外泌体富含微小RNA-210和微小RNA-132,微小RNA-210可以抑制心肌细胞凋亡,而微小RNA-132促进血管新生,两者共同参与改善心脏重构[83]。

5.4 外泌体与心脏再生

在过去,心脏一度被认为是终末分化的脏器,不具备再生的能力。然而,这一观点已在近年被推翻。事实上,成年心脏确实具有一定的再生能力,尽管这项能力微乎其微。研究表明,在心脏遭受急性损伤时,部分心脏干细胞会被激活并募集到受损部位分化形成新的心肌细胞[84]。遗憾的是,这种心肌再生的能力极其有限。相对而言,在心脏损伤修复的过程中,更多以心脏成纤维细胞为主。区别于病理性心肌肥大,生理性心肌肥大不会出现心肌细胞的凋亡和坏死、心脏间质的纤维化和心功能下降,被认为对心脏具有保护作用。在生理性心肌肥大时,心脏也会产生新的心肌细胞。研究发现,运动可以通过多种途径诱导生理性心肌肥大,表现为有功能的心肌细胞体积增大(肥大)以及数量增加(新的心肌细胞形成)[85]。其中,心肌细胞增殖和心脏干细胞活化共同参与形成新的心肌细胞,提高心脏的再生能力可能为治疗心血管疾病、防治心力衰竭提供了新的思路[86-88]。

在缺血性心脏病和心室重构的治疗中,干细胞来源的外泌体被报道可以通过促进心肌细胞存活、抑制心肌凋亡、促进血管新生等方式发挥保护心脏的作用。此外,心球样细胞(cardiosphere-derived cell,CDC)来源的外泌体还被证实可以通过其富含的微小RNA-146a起到增强心肌细胞增殖的作用[89]。

6 展望

自外泌体的生物学作用被发现至今,这个小小的囊泡在人类健康与疾病中的作用被日益挖掘。外泌体在各种生理和病理生理过程中的调控作用为各种疾病的诊断与治疗提供了众多新的研究靶点。

作为潜在的生物标记物,这种能够时刻反映机体状况的“细作”是早期诊断隐匿性疾病的绝佳候选,尤其是肿瘤这类早期缺乏症状而晚期极其棘手的疾病。外泌体同时也是评估慢性疾病远期预后和疾病治疗反应性的潜在标记物。以心血管疾病为例,对众多患者进行疾病的危险分层以更好地实施个体化治疗对患者、医生、甚至社会公共卫生事业都具有重要的意义。无论是诊断疾病、治疗疾病、评估治疗反应性还是判断预后,都需要明确外泌体在疾病发病机制中所发挥的作用。同样重要的是,如果要将这类生物标记物应用于临床,还需要进一步优化基于外泌体的检测手段。

作为一种治疗的载体,外泌体不仅自身包含丰富的生物活性物质,而且可以装载外源性药物,保持药物分子在体内的稳定性。同时,外泌体没有强烈的免疫排斥反应,外泌体表达的基因或蛋白还能在一定程度上引导其定向移动,到达目标组织发挥治疗效应,这些优点使得外泌体成为科学家梦寐以求的理想治疗载体。然而,距离外泌体作为治疗载体真正运用于临床还有很长一段距离,如何对外泌体的内含物进行修饰,如何批量地在外泌体中加入药物,如何大规模地制造外泌体,如何对不同病灶进行精准定位等是科学家面临和必须解决的一系列难题。

不可否认,外泌体在医学研究的发展前景迷人,然而也任重道远。最初发现外泌体的科学家并没有意识到它们在囊泡运输中的重要作用,而在被发现的数十年以后,外泌体的生物学作用才逐步受到科学家的关注。好奇是驱使文明进步最主要的动力,有问题则进而去探索,有兴趣则进而去钻研,有困难则进而去克服。谁也不知道一个小小的发现在将来会有多大的意义,正如外泌体这个小小囊泡中蕴藏着的大学问。

(2017年2月1日收稿)

[1] JOHNSTONE R M, ADAM M, HAMMOND J R, et al. Vesicle formation during reticulocyte maturation. Association of plasma membrane activities with released vesicles (exosomes) [J]. Journal of Biological Chemistry, 1987, 262: 9412-9420.

[2] RAPOSO G, NIJMAN H W, STOORVOGEL W, et al. Blymphocytes secrete antigen-presenting vesicles [J]. Journal of Experimental Medicine, 1996, 183: 1161-1172.

[3] VALADI H, EKSTROM K, BOSSIOS A, et al. Exosome-mediated transfer of mRNAs and microRNAs is a novel mechanism of genetic exchange between cells [J]. Nature Cell Biology, 2007, 9: 654-659.

[4] SLUIJTER J P, VERHAGE V, DEDDENS J C, et al. Microvesicles and exosomes for intracardiac communication [J]. Cardiovascular Research, 2014, 102: 302-311.

[5] MURALIDHARAN-CHARI V, CLANCY J W, SEDGWICK A, et al. Microvesicles: mediators of extracellular communication during cancer progression [J]. Journal of Cell Science, 2010, 123: 1603-1611.

[6] BERDA-HADDAD Y, ROBERT S, SALERS P, et al. Sterile inf l ammation of endothelial cell-derived apoptotic bodies is mediated by interleukin-1α [J]. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2011, 108: 20684-20689.

[7] HRISTOV M, ERL W, LINDER S, et al. Apoptotic bodies from endothelial cells enhance the number and initiate the differentiation of human endothelial progenitor cells in vitro [J]. Blood, 2004, 104: 2761-2766.

[8] DISTLER J H W, HUBER L C, GAY S, et al. Microparticles as mediators of cellular cross-talk in inflammatory disease [J]. Autoimmunity, 2006, 39: 683-690.

[9] GYÖRGY B, SZABÓ T G, PÁSZTÓI M, et al. Membrane vesicles, current state-of-the-art: emerging role of extracellular vesicles [J]. Cellular and Molecular Life Sciences, 2011, 68: 2667-2688.

[10] THERY C, OSTROWSKI M, SEGURA E. Membrane vesicles as conveyors of immune responses [J]. Nature Reviews Immunology, 2009, 9: 581-593.

[11] VILLARROYA-BELTRI C, GUTIÉRREZ-VÁZQUEZ C, SÁNCHEZMADRID F, et al. Analysis of microRNA and protein transfer by exosomes during an immune synapse [M]// KOSAKA N (ed). Circulating MicroRNAs: Methods and Protocols. Totowa, NJ: Humana Press, 2013: 41-51.

[12] RAPOSO G, STOORVOGEL W. Extracellular vesicles: exosomes, microvesicles, and friends [J]. Journal of Cell Biology, 2013, 200: 373-383.

[13] MATHIVANAN S, SIMPSON R J. ExoCarta: a compendium of exosomal proteins and RNA [J]. Proteomics, 2009, 9: 4997-5000.

[14] KHARAZIHA P, CEDER S, LI Q, et al. Tumor cell-derived exosomes: a message in a bottle [J]. Biochimica et Biophysica Acta, 2012, 1826, 103-111.

[15] BLANCHARD N, LANKAR D, FAURE F, et al. TCR activation of human T cells induces the production of exosomes bearing the TCR/ CD3/zeta complex [J]. Journal of Immunology, 2002, 168: 3235-3241.

[16] FELICETTI F, DE FEO A, COSCIA C, et al. Exosome-mediated transfer of miR-222 is sufficient to increase tumor malignancy in melanoma [J]. Journal of Translational Medicine, 2016, 14: 56.

[17] HOSSEINI-BEHESHTI E, CHOI W, WEISWALD L B, et al. Exosomes confer pro-survival signals to alter the phenotype of prostate cells in their surrounding environment [J]. Oncotarget, 2016, 5: 14639-14658.

[18] LIU Z M, WANG Y B, YUAN X H. Exosomes from murine-derived GL26 cells promote glioblastoma tumor growth by reducing number and function of CD8+T cells [J]. Asian Pacific Journal of Cancer Prevention Apjcp, 2013, 14: 309-314.

[19] SHI J, REN Y, ZHEN L, et al. Exosomes from breast cancer cells stimulate proliferation and inhibit apoptosis of CD133+ cancer cells in vitro [J]. Molecular Medicine Reports, 2014, 11: 405-409.

[20] THOMAS L M, SALTER R D. Activation of macrophages by P2X7-induced microvesicles from myeloid cells is mediated by phospholipids and is partially dependent on TLR4 [J]. Journal of Immunology, 2010, 185: 3740-3749.

[21] ABD ELMAGEED Z Y, YANG Y, THOMAS R, et al. Neoplastic reprogramming of patient-derived adipose stem cells by prostate cancer cell-associated exosomes [J]. Stem Cells, 2014, 32: 983-997.

[22] ROCCARO A M, SACCO A, MAISO P, et al. BM mesenchymalstromal cell-derived exosomes facilitate multiple myeloma progression [J]. Journal of Clinical Investigation, 2013, 123: 1542-1555.

[23] YANG L, WU X H, WANG D, et al. Bladder cancer cell-derived exosomes inhibit tumor cell apoptosis and induce cell proliferation in vitro [J]. Mol Med Rep, 2013, 8: 1272-1278.

[24] KOGURE T, YAN I K, LIN W L, et al. Extracellular vesicle-mediated transfer of a novel long noncoding RNA TUC339: a mechanism of intercellular signaling in human hepatocellular cancer [J]. Genes Cancer, 2013, 4: 261-272.

[25] JOSSON S, GURURAJAN M, SUNG S Y, et al. Stromal fi broblastderived miR-409 promotes epithelial-to-mesenchymal transition and prostate tumorigenesis [J]. Oncogene, 2015, 34: 2690-2699.

[26] LIU Y, CAO X. Organotropic metastasis: role of tumor exosomes [J]. Cell Research, 2016, 26: 149-150.

[27] GUNTHERT U, HOFMANN M, RUDY W, et al. A new variant of glycoprotein CD44 confers metastatic potential to rat carcinoma cells [J]. Cell, 1991, 65: 13-24.

[28] JUNG T, CASTELLANA D, KLINGBEIL P, et al. CD44v6 dependence of premetastatic niche preparation by exosomes [J]. Neoplasia, 2009, 11: 1093-1105.

[29] WANG H, RANA S, GIESE N, et al. Tspan8, CD44v6 and alpha6beta4 are biomarkers of migrating pancreatic cancer-initiating cells [J]. International Journal of Cancer, 2013, 133: 416-426.

[30] TOMINAGA N, KOSAKA N, ONO M, et al. Brain metastatic cancer cells release microRNA-181c-containing extracellular vesicles capable of destructing blood-brain barrier [J]. Nature Communications, 2015, 6: 6716.

[31] HOSHINO A, COSTA-SILVA B, SHEN T L, et al. Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis [J]. Nature, 2015, 527: 329-335.

[32] SYN N, WANG L, SETHI G, et al. Exosome-mediated metastasis: from epithelial-mesenchymal transition to escape from immunosurveillance [J]. Trends in Pharmacological Sciences, 2016, 37: 606-617.

[33] TAYLOR D D, GERCEL-TAYLOR C. Tumour-derived exosomes and their role in cancer-associated T-cell signalling defects [J]. British Journal of Cancer, 2005, 92: 305-311.

[34] COE G L, REDD P S, PASCHALL A V, et al. Ceramide mediates FasL-induced caspase 8 activation in colon carcinoma cells to enhance FasL-induced cytotoxicity by tumor-specif i c cytotoxic T lymphocytes [J]. Scientif i c Reports, 2016, 6: 30816.

[35] CEREGHETTI D M, LEE P P. Tumor-derived exosomes contain microRNAs with immunological function: implications for a novel immunosuppression mechanism [J]. Microrna, 2014, 2: 194-204.

[36] CAZZOLI R, BUTTITTA F, DI NICOLA M, et al. microRNAs derived from circulating exosomes as noninvasive biomarkers for screening and diagnosing lung cancer [J]. Journal of Thoracic Oncology, 2013, 8: 1156-1162.

[37] EISELE G, WISCHHUSEN J, MITTELBRONN M, et al. TGF-beta and metalloproteinases differentially suppress NKG2D ligand surface expression on malignant glioma cells [J]. Brain, 2006, 129: 2416-2425.

[38] BAGINSKA J, VIRY E, PAGGETTI J, et al. The critical role of the tumor microenvironment in shaping natural killer cell-mediated antitumor immunity [J]. Frontiers in Immunology, 2013, 4: 490.

[39] MACHIDA T, TOMOFUJI T, MARUYAMA T, et al. miR1246 and miR4644 in salivary exosome as potential biomarkers for pancreatobiliary tract cancer [J]. Oncology Reports, 2016, 36: 2375-2381.

[40] BARAN J, BAJKRZYWORZEKA M, WEGLARCZYK K, et al. Circulating tumour-derived microvesicles in plasma of gastric cancer patients [J]. Cancer Immunology, Immunotherapy, 2010, 59: 841-850.

[41] HONG C S, MULLER L, BOYIADZIS M, et al. Isolation and characterization of CD34+ blast-derived exosomes in acute myeloid leukemia [J]. PLoS ONE, 2014, 9: e103310.

[42] SUGIMACHI K, MATSUMURA T, HIRATA H, et al. Identification of a bona fi de microRNA biomarker in serum exosomes that predicts hepatocellular carcinoma recurrence after liver transplantation [J]. British Journal of Cancer, 2015, 112: 532-538.

[43] BECKHAM C J, OLSEN J, YIN P N, et al. Bladder cancer exosomes contain EDIL-3/Del1 and facilitate cancer progression [J]. Journal of Urology, 2014, 192: 583-592.

[44] RABINOWITS G, GERÇELTAYLOR C, DAY J M, et al. Exosomal microRNA: a diagnostic marker for lung cancer [J]. Clinical Lung Cancer, 2009, 10: 42-46.

[45] EICHELSER C, STÜCKRATH I, MÜLLER V, et al. Increased serum levels of circulating exosomal microRNA-373 in receptor-negative breast cancer patients [J]. Oncotarget, 2014, 5: 9650-9663.

[46] LIU J, SUN H, WANG X, et al. Increased exosomal microRNA-21 and microRNA-146a levels in the cervicovaginal lavage specimens of patients with cervical cancer [J]. International Journal of Molecular Sciences, 2014, 15: 758-773.

[47] OGATAKAWATA H, IZUMIYA M, KURIOKA D, et al. Circulating exosomal microRNAs as biomarkers of colon cancer [J]. PLoS ONE, 2014, 9: e92921.

[48] YOSHIOKA Y, KOSAKA N, KONISHI Y, et al. Ultra-sensitive liquid biopsy of circulating extracellular vesicles using ExoScreen [J]. Nature Communications, 2014, 5: 3591.

[49] MATSUMURA T, SUGIMACHI K, IINUMA H, et al. Exosomal microRNA in serum is a novel biomarker of recurrence in human colorectal cancer [J]. British Journal of Cancer, 2015, 113: 275-281.

[50] LOGOZZI M, DE M A, LUGINI L, et al. High Levels of exosomes expressing CD63 and Caveolin-1 in plasma of melanoma patients [J]. PLoS ONE, 2009, 4: e5219.

[51] TANAKA Y, KAMOHARA H, KINOSHITA K, et al. Clinical impact of serum exosomal microRNA-21 as a clinical biomarker in human esophageal squamous cell carcinoma [J]. Cancer, 2013, 119: 1159-1167.

[52] LI Q, SHAO Y, ZHANG X, et al. Plasma long noncoding RNA protected by exosomes as a potential stable biomarker for gastric cancer [J]. Tumor Biology, 2015, 36: 2007-2012.

[53] MADHAVAN B, YUE S, GALLI U, et al. Combined evaluation of a panel of protein and miRNA serum-exosome biomarkers for pancreatic cancer diagnosis increases sensitivity and specif i city [J]. Int J Cancer, 2015, 136: 2616-2627.

[54] TAYLOR D D, GERCEL-TAYLOR C. MicroRNA signatures of tumor-derived exosomes as diagnostic biomarkers of ovarian cancer [J]. Gynecologic Oncology, 2008, 110: 13-21.

[55] SKOG J, WÜRDINGER T, VAN R S, et al. Glioblastoma microvesicles transport RNA and proteins that promote tumour growth and provide diagnostic biomarkers [J]. Nature Cell Biology, 2008, 10: 1470-1476.

[56] ALVAREZ-ERVITI L, SEOW Y, YIN H F, et al. Delivery of siRNA to the mouse brain by systemic injection of targeted exosomes [J]. Nature Biotechnology, 2011, 29: 341-345.

[57] OHNO S, TAKANASHI M, SUDO K, et al. Systemically injected exosomes targeted to EGFR deliver antitumor microRNA to breast cancer cells [J]. Molecular Therapy, 2013, 21: 185-191.

[58] SHTAM T A, KOVALEV R A, VARFOLOMEEVA E Y, et al. Exosomes are natural carriers of exogenous siRNA to human cells in vitro [J]. Cell Communication and Signaling, 2013, 11: 1-10.

[59] DAI S, WAN T, WANG B, et al. More efficient induction of HLAA*0201-restricted and carcinoembryonic antigen (CEA)-specif i c CTL response by immunization with exosomes prepared from heat-stressed CEA-positive tumor cells [J]. Clinical Cancer Research, 2005, 11: 7554-7563.

[60] TIAN Y, LI S, SONG J, et al. A doxorubicin delivery platform using engineered natural membrane vesicle exosomes for targeted tumor therapy [J]. Biomaterials, 2014, 35: 2383-2390.

[61] SUN D, ZHUANG X, XIANG X, et al. A novel nanoparticle drug delivery system: the anti-inflammatory activity of curcumin is enhanced when encapsulated in exosomes [J]. Molecular Therapy, 2010, 18: 1606-1614.

[62] 王菲,DAS S. 基于循环血微小RNA预测心脏再同步化治疗疗效[J]. 上海大学学报(自然科学版), 2016, 22: 265-269.

[63] TAN K T, TAYEBJEE M H, LYND C, et al. Platelet microparticles and soluble P selectin in peripheral artery disease: relationship to extent of disease and platelet activation markers [J]. Annals of Medicine, 2005, 37: 61-66.

[64] MERTEN M, PAKALA R, THIAGARAJAN P, et al. Platelet microparticles promote platelet interaction with subendothelial matrixin a glycoprotein IIb/IIIa-dependent mechanism [J]. Circulation, 1999, 99: 2577-2582.

[65] BARRY O P, PRATICÒ D, SAVANI R C, et al. Modulation of monocyte-endothelial cell interactions by platelet microparticles [J]. Journal of Clinical Investigation, 1998, 102: 136-144.

[66] TAYLOR D D, AKYOL S, GERCEL-TAYLOR C. Pregnancyassociated exosomes and their modulation of T cell signaling [J]. Journal of Immunology, 2006, 176: 1534-1542.

[67] FENG B, CHEN Y, LUO Y, et al. Circulating level of microparticles and their correlation with arterial elasticity and endothelium-dependent dilation in patients with type 2 diabetes mellitus [J]. Atherosclerosis, 2010, 208: 264-269.

[68] WERNER N, WASSMANN S, AHLERS P, et al. Circulating CD31+/annexin V+ apoptotic microparticles correlate with coronary endothelial function in patients with coronary artery disease [J]. Arteriosclerosis Thrombosis and Vascular Biology, 2006, 26: 112-116.

[69] JANSEN F, YANG X, FRANKLIN B S, et al. High glucose condition increases NADPH oxidase activity in endothelial microparticles that promote vascular inf l ammation [J]. Cardiovascular Research, 2013, 98: 94-106.

[70] JANSEN F, YANG X, PROEBSTING S, et al. MicroRNA expression in circulating microvesicles predicts cardiovascular events in patients with coronary artery disease [J]. Journal of the American Heart Association, 2014, 3: A9724-A9724.

[71] KUWABARA Y, ONO K, HORIE T, et al. Increased microRNA-1 and microRNA-133a levels in serum of patients with cardiovascular disease indicate myocardial damage [J]. Circulation Cardiovascular Genetics, 2011, 4: 446-454.

[72] CHENG Y, WANG X, YANG J, et al. A translational study of urine miRNAs in acute myocardial infarction [J]. Journal of Molecular and Cellular Cardiology, 2012, 53: 668-676.

[73] ARSLAN F, LAI R C, SMEETS M B, et al. Mesenchymal stem cellderived exosomes increase ATP levels, decrease oxidative stress and activate PI3K/Akt pathway to enhance myocardial viability and prevent adverse remodeling after myocardial ischemia/reperfusion injury [J]. Stem Cell Research, 2013, 10: 301-312.

[74] ASAHARA T, MASUDA H, TAKAHASHI T, et al. Bone marrow origin of endothelial progenitor cells responsible for postnatal vasculogenesis in physiological and pathological neovascularization [J]. Circulation Research, 1999, 85: 221-228.

[75] VRIJSEN K R, BALKOM B W M V, NOORT W A, et al. Cardiomyocyte progenitor cell-derived exosomes stimulate migration of endothelial cells [J]. Journal of Cellular and Molecular Medicine, 2010, 14: 1064-1070.

[76] MALLIARAS K, ZHANG Y, SEINFELD J, et al. Cardiomyocyte proliferation and progenitor cell recruitment underlie therapeutic regeneration after myocardial infarction in the adult mouse heart [J]. EMBO Molecular Medicine, 2013, 5: 191-209.

[77] YU B, KIM H W, GONG M, et al. Exosomes secreted from GATA-4 overexpressing mesenchymal stem cells serve as a reservoir of antiapoptotic microRNAs for cardioprotection [J]. International Journal of Cardiology, 2015, 182: 349-360.

[78] MALIK Z A, KOTT K S, POE A J, et al. Cardiac myocyte exosomes: stability, HSP60, and proteomics [J]. American Journal of Physiology Heart & Circulatory Physiology, 2013, 304: 954-965.

[79] VICENCIO J M, YELLON D M, SIVARAMAN V, et al. Plasma exosomes protect the myocardium from ischemia-reperfusion injury [J]. Journal of the American College of Cardiology, 2015, 65: 1525-1536.

[80] BANG C, BATKAI S, DANGWAL S, et al. Cardiac fibroblast–derived microRNA passenger strand-enriched exosomes mediate cardiomyocyte hypertrophy [J]. Journal of Clinical Investigation, 2014, 124: 2136-2146.

[81] PIRONTI G, STRACHAN R T, ABRAHAM D, et al. Circulating exosomes induced by cardiac pressure overload contain functional angiotensin II type 1 receptors [J]. Circulation, 2015, 131: 2120-2130.

[82] BARILE L, MOCCETTI T, MARBÁN E, et al. Roles of exosomes in cardioprotection [J]. European Heart Journal, 2016: ehw304.

[83] BARILE L, LIONETTI V, CERVIO E, et al. Extracellular vesicles from human cardiac progenitor cells inhibit cardiomyocyte apoptosis and improve cardiac function after myocardial infarction [J]. Cardiovascular Research, 2014, 103: 530-541.

[84] BERGMANN O, BHARDWAJ R D, BERNARD S, et al. Evidence for cardiomyocyte renewal in humans [J]. Science, 2009, 324: 98-102.

[85] BERNARDO B C, WEEKS K L, PRETORIUS L, et al. Molecular distinction between physiological and pathological cardiac hypertrophy: experimental findings and therapeutic strategies [J]. Pharmacology & Therapeutics, 2010, 128: 191-227.

[86] LIU X, XIAO J, ZHU H, et al. miR-222 is necessary for exerciseinduced cardiac growth and protects against pathological cardiac remodeling [J]. Cell Metabolism, 2015, 21: 584-595.

[87] BOSTRÖM P, MANN N, WU J, et al. C/EBPβ controls exerciseinduced cardiac growth and protects against pathological cardiac remodeling [J]. Cell, 2010, 143: 1072-1083.

[88] 贝毅桦, 肖俊杰. 运动诱导心脏再生:治疗心血管疾病的新途径[J].上海大学学报(自然科学版), 2016, 22: 293-301.

[89] IBRAHIM A G, CHENG K, MARBÁN E. Exosomes as critical agents of cardiac regeneration triggered by cell therapy [J]. Stem Cell Reports, 2014, 2: 606-619.

(编辑:段艳芳)

Big knowledge in small vesicles: preexistence and this life of exosomes

BEI Yihua, YU Pujiao, XIAO Junjie
School of Life Sciences, Shanghai University, Shanghai 200444, China

Exosomes are endosomes derived extracellular vesicles of 30~100 nm size range, which carry nucleic acid and protein. Exosomes have powerful biological functions. Here we described the discovery and functions of exosomes. In addition, we also summarized the roles of exosomes in cancer growth, metastasis, immune escape, diagnosis, and treatment. Besides, functions of exosomes in a variety of cardiovascular physiological and pathological processes including atherosclerosis, myocardial infarction, ventricular remodeling, and cardiac regeneration are reported. In summary, a big knowledge is contained in these small vesicles.

exosome, cancer, cardiovascular disease

10.3969/j.issn.0253-9608.2017.03.006

*上海市人才发展资金、国家自然科学基金青年项目(81400647)、国家自然科学基金面上项目(81570362)和国家自然科学基金重大研究计划培育项目(91639101)资助

†通信作者,E-mail: junjiexiao@shu.edu.cn

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