李湘++吕芳楠++朱洪平++螯琴++孙建波

摘要：通过单因素和正交试验对鱼腥草（Houttuynia Cordata）根总黄酮的超声波辅助提取工艺进行优化，采用ABTS·+、·OH和H2O2清除试验，结合亚油酸乳化体系和猪油，研究了鱼腥草根总黄酮的体外抗氧化活性。结果表明，鱼腥草根总黄酮提取工艺为在超声功率200 W下，按固液比1∶60（g/mL），加入60%乙醇，55 ℃下提取35 min，总黄酮提取率达2.00%；鱼腥草根总黄酮的ABTS·+清除率随着浓度的升高而逐渐趋于稳定，·OH、H2O2清除率与浓度具有线性正相关性，均高于同浓度的VC溶液；鱼腥草根总黄酮可有效抑制亚油酸的过氧化反应，提高猪油的贮藏稳定性。综上所述，鱼腥草根总黄酮具有很好的体外抗氧化活性和脂质过氧化抑制效应。

关键词：鱼腥草（Houttuynia Cordata）根；总黄酮；提取；抗氧化；脂质过氧化

中图分类号：TQ461 文献标识码：A 文章编号：0439-8114（2017）10-1928-06

DOI：10.14088/j.cnki.issn0439-8114.2017.10.032

Ultrasonic Assisted Extraction of Flavonoids from Houttuynia Cordata Roots

and Its Antioxidation in Vitro

LI Xiang， LV Fang-nan， ZHU Hong-ping， AO Qing， SUN Jian-bo

（College of Biological Science and Technology，Hubei University for Nationalities，Enshi 445000，Hubei，China）

Abstract： The single factor and orthogonal design experiments were used to optimize the ultrasonic assisted extraction of flavonoids from Houttuynia Cordata roots and its antioxidant acitivities were evaluated in vitro by scavenging capabilities of ABTS·+，·OH and hydrogen peroxide and the lipid peroxidation inhibition in both linoleic acid-in-water emulsion and lard models.Results showed the highest extraction yield of flavonoids from Houttuynia Cordata roots could obtain to be 2.00%，using ethanol concentration of 60%（v/v） as feed-to-liquid ratio of 1∶60（g/mL） extracted for 35 min at 55 ℃ assisted with ultrasound of 200 W. The ABTS·+ scavenging rate of flavonoids was improved to a stable value with the increasing concentration. The ·OH and hydrogen peroxide scavenging rates of flavonoids were significantly positive correlation with concentration，and both higher than Vc solution with the same concentration. Lipid peroxidation in linoleic acid was effectively inhibited by flavonoids，as well as the storage stability of lard was improved. It was indicated that the flavonoids from Houttuynia Cordata roots possessed good vitro antioxidation and lipid peroxidation inhibition.

Key words： Houttuynia Cordata roots； flavonoids； extraction； antioxidation； lipid peroxidation

研究表明，長期的氧化应激状态可导致生物体细胞内DNA、蛋白质、糖类、脂类等大分子物质的积累性氧化损伤，从而加速细胞衰老，造成机体损伤与破坏，诱发炎症、心血管疾病、癌症和神经性疾病等慢性病[1]，而摄入外源抗氧化剂可有效缓解机体的氧化应激，增强机体抗氧化防御体系的能力，预防或缓解相关疾病的发生与发展[2]。随着人们食品安全意识的增强，追求健康、崇尚天然食品已成为现代生活的一种潮流，从自然界寻找天然、高效、多能的食源性抗氧化剂已引起各国科学家的重视，具有广阔的发展前景和深远意义。

鱼腥草（Houttuynia cordata Thunb）又名蕺菜、侧耳根，属三白草科蕺菜属多年生草本植物，因全草带鱼腥味而得名，是国家卫生部确认的“药食兼用型”植物，具有丰富的营养价值[3]和良好的保健功能[4-6]。近年来，随着人们回归自然、喜食山野菜之风的盛行，凉拌鱼腥草根因其口感爽脆、食之齿颊生香，已由民间传统美食堂而皇之地登上了餐馆和酒楼的餐桌，并在凉拌的基础上开发出系列风味菜肴，深受顾客欢迎。鱼腥草的人工种植规模随之扩大，地下茎产量也成为栽培的主要目标[7，8]。研究表明，鱼腥草的品种[9，10]、产地[11，12]、种植方式[8]均能影响总黄酮的含量与组成，并且叶的总黄酮含量高于根[13]，但根的鱼腥味较轻、口感独特，食用时更受消费者欢迎。然而，现有文献大多集中于鱼腥草总黄酮和叶总黄酮的提取、鉴定与活性研究[14-17]。因此，本研究将对鱼腥草根总黄酮的超声辅助提取工艺与体外抗氧化活性进行研究，为将鱼腥草根开发为功能性食品与食源性天然抗氧化剂提供参考。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

鱼腥草根购于湖北省恩施市土桥坝三孔桥农贸市场；槲皮素标准品购于国药集团化学试剂有限公司；ABTS粉末（生物试剂）购于上海华蓝化学科技有限公司；猪油是由市购猪板油在实验室经高温提炼制得；亚油酸（生物试剂）购于安庆中创生物工程有限公司；其他试剂均为分析纯，购于国药集团化学试剂有限公司。

1.2 试验设备

UV765紫外可见分光光度计，瑞士Tecan infinite M200PRO光栅型多功能酶标仪，Mettler AL104型电子分析天平，KQ5200型超声波清洗器，GZX-9140MBE电热鼓风干燥箱，800B离心机。

1.3 试验方法

1.3.1 总黄酮提取 ①提取方法。鱼腥草根去除根须、洗净、切碎、70 ℃烘干、粉碎。称取2.0 g鱼腥草粉，置于圆底烧瓶中，按不同固液比加入不同体积分数的乙醇，200 W超声提取一定时间后过滤，离心取上清液，即得样品提取液。②工艺优化。选取固液比、乙醇体积分数、提取时间、提取温度作为影响鱼腥草根总黄酮提取率的研究对象，在单因素试验的基础上进行L9（34）正交试验（表1），并对最优工艺参数进行验证。③总黄酮提取率的测定。采用Al（NO3）3-NaNO2比色法测定样品提取液中的总黄酮含量。吸取样品提取液20 mL于50 mL容量瓶中，加入30%乙醇5.0 mL、5% NaNO2溶液2.0 mL，摇匀；放置6 min后加10% Al（NO3）3溶液2.0 mL，摇匀；放置6 min后加1 mol/L的NaOH溶液20 mL，最后加水至刻度处，摇匀；放置15 min后于500 nm下测定其吸光度（以提取液作参比）。根据槲皮素标准曲线回归方程（y=18.571x+13.333，R2=0.992 2），求得每毫升样品溶液的总黄酮含量，然后计算总黄酮提取率：

1.3.2 体外抗氧化活性测定 以最优工艺制备的样品提取液为原液，经1、2、3、4、5倍稀释后，进行体外抗氧化活性评价。

1）ABTS·+清除活性。吸取7 mmol/L ABTS溶液5 mL，加入140 mmol/L K2S2O8溶液88 μL，混合后于室温下避光过夜，制得ABTS·+储备液（OD734=0.70±0.02）。移取不同浓度的鱼腥草总黄酮溶液50 μL于96孔板中，再加入ABTS·+溶液150 μL，混匀，放置10 min后，在734 nm处测吸光度（At）；以无水乙醇50 μL+ABTS·+150 μL为空白试剂，在734 nm处测得吸光度（A0）；以总黄酮50 μL+无水乙醇150 μL为对照试剂，以排除总黄酮和乙醇本身吸光度的影响，在734 nm处测得吸光度（Ac）。以VC作阳性对照，计算样品溶液的ABTS·+清除率：

2）·OH清除活性。移取10 mmol/L水杨酸-乙醇溶液1 mL、1.5 mmol/L FeSO4溶液溶液1 mL、6 mmol/L的H2O2溶液1 mL于试管中，加入不同体积的鱼腥草总黄酮稀释液，用乙醇补足至4 mL，于510 nm处测定吸光度（Ax）；另取两组试管中，其中一组不加鱼腥草总黄酮稀释液，于510 nm处测定吸光度（A0），另一组不加H2O2溶液，于510 nm处测定吸光度（Axo）；归零管中试剂为水杨酸-乙醇1 mL、FeSO4溶液1 mL、80%乙醇溶液2 mL，于510 nm处测定吸光度（A′）。以VC作阳性对照，计算样品溶液的·OH清除率：

3）H2O2清除活性。选取5支25 mL試管，向其中分别加入不同浓度的鱼腥草总黄酮溶液3.4 mL、40 mmol/L H2O2溶液0.6 mL，于230 nm处测得吸光度（AX′）；另取两组试管，其中一组以0.1 mmol/L pH7.4磷酸缓冲液代替H2O2溶液，于230 nm处测得吸光度（AC′），另一组以蒸馏水代替总黄酮溶液，于230 nm处测得吸光度（AO′）；调零管中加入3.4 mL蒸馏水和0.6 mL磷酸缓冲液。以VC作阳性对照，计算样品溶液的H2O2清除率：

1.3.3 脂质过氧化分析 1）亚油酸过氧化模型。采用硫氰酸铁法测定亚油酸乳化体系的过氧化程度。取不同浓度的鱼腥草总黄酮4.0 mL，加入2.5%亚油酸（95%乙醇配制）4.1 mL、磷酸缓冲溶液（pH 6.86）8.0 mL、蒸馏水3.9 mL，放入40 ℃恒温培养箱中，分别于30 min、24 h、48 h后平行取样；向10 mL试管中加入0.1 mL油样、9.7 mL 95%乙醇、0.1 mL 30%硫氰酸铵溶液、0.1 mL的0.02 mol/L FeSO4溶液（0.02 mol/L盐酸配制），室温下精确反应3 min后，于500 nm下测吸光度（At）；对照组中不加入鱼腥草总黄酮溶液，以95%乙醇代替，测得吸光度（A），计算脂质过氧化抑制率：

抑制率=■×100% （5）

2）猪油氧化模型。采用Schaal烘箱法进行加速氧化试验。将鱼腥草总黄酮原提液按油样质量的0.02%、0.05%、0.20%、0.50%、1.00%加入到猪油中，混合均匀，敞口放置于65 ℃烘箱中，每12 h搅拌一次，每天定时取样一次；根据GB/T 5009.37-2003，采用硫代硫酸钠滴定法测定油样的过氧化值（POV），同时以未加鱼腥草总黄酮溶液的新鲜油样为空白对照，分析鱼腥草总黄酮提取液对猪油加速氧化过程的抑制情况。

2 结果与分析

2.1 鱼腥草总黄酮的超声辅助提取

总黄酮是鱼腥草中除挥发油之外的主要功效成分，总黄酮提取率的高低与活性强弱直接决定着鱼腥草的品质及其高效开发与利用。植物总黄酮的常用提取溶剂有水、甲醇、乙醇、丙酮、乙酸乙酯等，其中以水和乙醇的安全性最好，通过乙醇-水的比例调节可实现对植物总黄酮的高效提取，选择适宜的干燥、粉碎、辅助提取方式有利于提高鱼腥草总黄酮的溶出量与活性。

本研究选择在超声波功率200 W下考察固液比、乙醇体积分数、提取时间、提取温度对鱼腥草根总黄酮提取率的影响。由图1可知，鱼腥草根总黄酮提取率随着溶剂的增加而提高，但当溶剂增加至70后表现出下降趋势；当乙醇体积分数达到50%后，总黄酮提取率提高，且随着提取时间的延长、提取温度的升高，总黄酮提取率提高。由表2、表3可知，影响鱼腥草根总黄酮提取率的主要因素是固液比，其次为乙醇体积分数、提取温度、提取时间；鱼腥草根总黄酮提取的最优工艺组合为A2B2C3D2，即固液比1∶60、乙醇体积分数60%、提取时间35 min、提取温度55 ℃。验证试验表明该工艺稳定可行（RSD=1.53%），总黄酮提取率达2.00%，明显高于张剑等[13]的研究结果，这可能主要与试验材料的来源有关，鱼腥草的品种[9]和种植方式[8，12]均能影响其总黄酮含量与组成。

2.2 体外抗氧化活性评价

2.2.1 ABTS·+清除能力 ABTS·+清除反应属典型的单电子转移途径，但ABTS·+非生物体内自由基，因此ABTS·+清除率常用来定性评价生物样品的抗氧化能力[12]。本研究利用ABTS粉末与K2S2O8反应建立ABTS·+生成体系，然后通过测定OD734 nm来定性评价鱼腥草根总黄酮的ABTS·+清除活性。由图2可知，在65～109 μg/mL范围内，鱼腥草根总黄酮的ABTS·+清除率高于同浓度的VC溶液；之后，随着浓度的升高，鱼腥草根总黄酮的ABTS·+清除率渐趋于稳定值（90%），略低于同浓度的VC溶液；鱼腥草总黄酮的ABTS·+清除活性与浓度之间呈指数相关性，其回归方程为y=6.444 7lnx+80.892（R2=0.967 3），ABTS·+半数清除率为27.79 μg/mL。这些表明，鱼腥草根总黄酮在ABTS·+清除反应中具有较强且稳定的供电子能力。

2.2.2 ·OH清除能力 生物体内的活性氧主要包括O2·-、·OH、H2O2[18]，其中以·OH的化学性质最活泼，对生物体的毒性和危害最大。因此，·OH清除活性是评价功能性食品体外抗氧化能力的重要指标。本研究利用Fenton反应建立·OH生成体系，然后以水杨酸为·OH捕获剂，通过分光光度法来监测体系中·OH的消除程度。

由图3可知，不同浓度条件下，鱼腥草根总黄酮的·OH清除率均高于VC，其·OH半数清除率为30.63 μg/mL；鱼腥草根总黄酮的·OH清除活性随着浓度的升高呈线性增强趋势，其相关回归方程为y=5.802 7x+60.991（R2=0.980 8），这与前人研究结果相似[13，14]。這些研究表明，鱼腥草根总黄酮的供氢能力强于VC。鱼腥草总黄酮属总黄酮醇类化合物[6，15，19]，总黄酮醇化合物分子中B-环酚羟基、C-环醇羟基的活性均高于VC分子中的烷羟基，从而使鱼腥草根总黄酮表现出较强的·OH清除活性。

2.2.3 H2O2清除能力 H2O2是机体内氧化代谢的主要产物，也是一种活性氧，易穿透细胞膜，在细胞内通过Fenton反应生成·OH，进而引发一系列的机体损伤或破坏[20，21]。本研究中鱼腥草根总黄酮提取液的H2O2清除能力检测结果见图4。由图4可知，试验范围内鱼腥草根总黄酮对H2O2的清除率高于VC，并表现一定的剂量依赖性（y=6.262x+62.349，R2=0.964 2），IC50值为29.01 μg/mL；在327 μg/mL时，鱼腥草根总黄酮溶液对H2O2的清除率最高（93.43%），比VC高27.69%。由此可见，H2O2在pH 7.4（正常体液的pH）环境下表现有较强的氧化性，而鱼腥草根总黄酮对H2O2的清除活性明显高于VC，这暗示了鱼腥草根类药膳有利于缓解和消除机体的氧化应激，恢复生物体内氧化-抗氧化体系的动态平衡能力，从而实现对机体损害状态的改善和治疗[4，22，23]。

2.3 脂质过氧化抑制效应

2.3.1 亚油酸过氧化抑制活性 细胞是生物体基本的结构和功能单位，而细胞膜中脂肪酸的组成与结构稳定性对于维持细胞的结构与功能发挥着重要作用[24]。当机体处于氧化应激状态时，活性氧从脂膜中不饱和脂肪酸的亚甲基上夺取活性氢[25]，引发脂质过氧化反应，破坏生物膜的结构和功能，导致疾病的发生[24，26]。亚油酸是人和动物的必需脂肪酸，含有两个双键，极易发生脂质过氧化反应[25，27]，形成的脂质过氧化产物在酸性条件下可使Fe2+氧化为Fe3+，进一步反应生成红色的硫氰酸铁络合物。因此，通过对硫氰酸铁络合物在500 nm处吸光度的测定，常用来衡量亚油酸乳化体系中脂质自由基链式反应的进程。

本研究利用乙醇裂解反应产生的·OH来启动亚油酸的脂质过氧化反应，然后采用硫氰酸铁法来观察鱼腥草根总黄酮对亚油酸过氧化反应的抑制活性。由图5可知，在反应起始阶段，109～327 μg/mL范围内，鱼腥草根总黄酮的过氧化抑制活性随着浓度的增加而增强，脂质过氧化抑制率可达35.71%；加速氧化反应24、48 h后，不同浓度的鱼腥草根总黄酮溶液对脂质过氧化的抑制效应相当（87.30%～90.96%），且109、163 μg/mL时表现有较高的过氧化抑制活性。而250 μg/mLBHA、水溶性VE在亚油酸乳化体系加速氧化60 h后的过氧化抑制率分别约为88.0%和83.5%[20]。这表明，鱼腥草根总黄酮具有较强的供氢能力，能及时清除亚油酸自氧化过程中产生的活性粒子，从而能有效阻断脂质自由基的链式反应。

2.3.2 油脂贮藏稳定性 油脂是人类膳食和食品工业的主要原料之一，然而油脂在储运和加工利用过程中极易发生氧化酸败，产生氢过氧化物及其分解产物，降低油脂及含油食品的感官品质、营养价值和加工性能，并危害人和动物的机体健康，严重地导致死亡，造成经济损失，并给畜产品带来安全隐患[28]。然而，油脂的氧化稳定性因其品种和存放条件的不同而存在差异[29，30]，正确合理地使用抗氧化剂能有效抑制油脂的氧化酸败。

鱼腥草根总黄酮提取液对猪油贮藏稳定性的影响见图6。由图6可知，随着贮藏时间的延长，猪油的氧化酸败程度加剧，72 h时POV为17.88 meq/kg，之后迅速上升至126.54 meq/kg（120 h），POV与贮藏时间之间的曲线拟合方程为y=0.606 2e0.884 2x（R2=0.990 5）；添加鱼腥草根总黄酮能有效降低猪油的POV，且与其添加量呈正相关，当鱼腥草根总黄酮提取液的添加量达到0.20%以上时，猪油在65 ℃下存放120 h的POV均不高于13.24 meq/kg，符合GB 10146-2015《食用动物油脂》的要求（POV≤15.76 meq/kg）。研究表明，鱼腥草总黄酮对猪油氧化酸败具有较好的抑制作用，其作用机理主要是鱼腥草总黄酮属多酚类化合物，可通过B环-3′、4′-OH和A环-5-OH供氢来降低脂质自由基的活性，并将自身转变为较稳定的酯式自由基或半醌杂化物[31]，然后酯式自由基可通过分子内电子重排、或半醌杂化物进一步与过氧化自由基结合，形成相对稳定的产物，从而阻断或抑制油脂的链式自由基反应；鱼腥草总黄酮属总黄酮醇类化合物，3-OH在阻止油脂自动氧化反应时起决定性作用，可联合4位羧基与油脂中的金属离子发生螯合作用[31，32]，从而消除金属离子的促氧化作用。

3 结论

1）在200 W超声波辅助条件下，鱼腥草根总黄酮提取的最佳工艺参数为固液比1∶60（g/mL）、乙醇体积分数60%、提取时间35 min、提取温度55 ℃，总黄酮提取率达2.00%；工艺参数的影响效应依次为固液比、乙醇体积分数、提取温度、提取时间。

2）鱼腥草根总黄酮对ABTS·+、·OH和H2O2的清除活性随着浓度的升高而增强，ABTS·+、·OH和H2O2清除率分别达89.2%、88.78%、93.43%，IC50分别为27.79、30.63、29.01 μg/mL。

3）鱼腥草根总黄酮能有效抑制亚油酸乳化体系中脂质自由基的链式反应，提高猪油加速氧化反应中的氧化稳定性。

参考文献：

[1] HALLIWELL B. Role of free radicals in the neurodegenerative diseases：The rapeutic implications for antioxidant treatment[J].Drugs Aging，2001，18（9）：685-716.

[2] 郑瑞生，封 辉，戴聪杰，等.植物中抗氧化活性成分研究进展[J].中国农学通报，2010，26（9）：85-90.

[3] 莫云容，赵 凯，邓明华.不同产地野生鱼腥草根、茎、叶中常量和微量元素含量的比较研究[J].湖南生态科学学报，2015，2（2）：1-5.

[4] 薛兴阳，付腾飞，邵方元，等.鱼腥草总黄酮对人肿瘤细胞的抗肿瘤活性作用[J].现代中西医结合杂志，2013，22（23）：2509-2511.

[5] 邱江匀，杨亚玲，杨国荣，等.鱼腥草中总黄酮提取及其抗过敏活性的研究[J].云南大学学报（自然科学版），2005，27（3）：239-244.

[6] FU J，DAI L，LIN Z，et al.Houttuynia cordata Thunb： A revies of phytochemistry and pharmacolgy and quality control[J].Chinese Medicine，2013，4（3）：101-123.

[7] 蒋向辉，伍贤进，佘朝文，等.鱼腥草主要数量性状对地下茎产量的通径分析[J].湖北农业科学，2006，45（4）：486-489.

[8] 蒋向辉，伍贤进，黄星群，等.不同施肥配比对鱼腥草地下茎黄酮含量的影响[J].湖北农业科学，2007，46（2）：215-217.

[9] 蔡文国，吴 卫，代 沙，等.不同种质鱼腥草总酚、黄酮含量及其抗氧化活性[J].食品科学，2013，34（7）：42-46.

[10] 蓝云龙.不同种源鱼腥草产量和质量评价[J].中草药，2012， 43（6）：1195-1198.

[11] 陈 黎，郑有良，吴 卫，等.不同来源鱼腥草中槲皮素含量差异比较研究[J].药物分析杂志，2007，27（8）：1232-1235.

[12] 刘 雷，吴 卫，郑有良，等.峨眉山不同海拔高度鱼腥草居群槲皮素含量变化[J].时珍国医国药，2007，18（7）：1601-1603.

[13] 张 剑，曾虹燕，黄 炎.超声波协同提取鱼腥草黄酮及其抗氧化性[J].广西植物，2010，30（1）：141-144.

[14] 何 洁，何 芮，严奉伟.鱼腥草总黄酮的提取方法与抗氧化活性研究[J].食品科技，2014，39（3）：198-201.

[15] 叶 春，阚建全，谭书明，等.鱼腥草叶总黄酮的提取分离[J].农业工程学报，2008，24（10）：227-232.

[16] 李海云，郝再彬，李文兰，等.大孔树脂对鱼腥草总黄酮的吸附分离及其抗氧化作用研究[J].食品研究与开发，2008，29（1）：47-51.

[17] 郭艷华，许江扬.鱼腥草总黄酮的提取纯化及黄酮类型的初步鉴定[J].食品科学，2007，28（9）：287-291.

[18] LUSHCHAK V I. Free radicals， reactive oxygen species， oxidative stress and its classification[J].Chemico-Biological Interactions，2014，224（5）：164-175.

[19] 张婷婷，吴 毅，杭太俊.鱼腥草黄酮类成分HPLC指纹对照法研究[J].中药材，2009，32（5）：687-690.

[20] 陈红艳，耿 淼，胡亚卓.过氧化氢对SH-SY5Y细胞线粒体膜电位的影响[J].国际检验医学杂志，2011，32（15）：1665-1667.

[21] CL？魪MENT M V，PERVAIZ S.Intracellular superoxide and hydrogen peroxide concentrations：A critical balance that determines survival or death[J].Redox Report，2001，6（4）：211-214.

[23] HSU C，YANG H，HO J，et al.Houttuynia cordata aqueous extraction attenuated glycative and oxidative stress in heart and kidney of diabetic mice[J].European Journal of Nutrition，2016， 55（2）：845-854.

[24] KIM J H，CHO Y J，PAN J H，et al. Antiatherogenic and antioxidative effects of Houttuynia cordata extracts in rats fed a high-fat diet[J].Food Science and Biotechnology，2014，23（6）：2069-2074.

[25] CURRIE E，SCHULZE A，ZECHNER R，et al. Cellular fatty acid metabolism and cancer[J].Cell Metabolism，2013，18（2）：153-161.

[26] FARMER E E，MUELLER M J. ROS-mediated lipid peroxidation and RES-activated signaling[J].Annual Review of Plant Biology，2013，64（1）：429-450.

[27] NOWAK J Z. Oxidative stress，polyunsaturated fatty acids-derived oxidation products and bisretinoids as potential inducers of CNS diseases：Focus on age-related macular degeneration[J].Pharmacological Reports，2013，65（2）：288-304.

[28] 王卫东，沈金虎，王俊玲，等.紫外辐射对亚油酸氧化反应影响的拉曼光谱分析[J].光谱学与光谱分析，2010，30（11）：2989-2992.

[29] 王改琴，王 恬.油脂氧化酸败对畜禽机体功能影响及其氧化防控措施[J].中国油脂，2010，35（7）：46-50.

[30] SILVA L，PINTO J，CARROLA J，et al.Oxidative stability of olive oil after food processing and comparison with other vegetable oils[J].Food Chemistry，2010，121（4）：1177-1187.

[31] KARGAR M，SPYROPOULOS F，NORTON I T. The effect of interfacial microstructure on the lipid oxidation stability of oil-in-water emulsions[J].Journal of Colloid and Interface Science，2011，357（2）：527-533.

[32] 馮 涛，庄海宁.黄酮类化合物结构特征与抗氧化性关系研究进展[J].粮食与油脂，2008（10）：8-11.