张英慧

摘要[目的]研究铅对蚕豆根尖细胞诱导产生的各种染色体畸变。[方法]用不同浓度的PbCl2溶液培养蚕豆种子，以蒸馏水培养作为对照，培养4～7 d，每天随机取根尖固定、染色、压片后镜检，观察各种染色体畸变，并统计相应的数目。[结果]培养第4～7天，1.0×10-4～5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的各种染色体畸变数目都高于对照组的染色体畸变数目，且Pb2+浓度越大，染色体畸变数目越多。[结论]Pb2+对蚕豆根尖细胞染色体畸变的影响程度与Pb2+处理浓度以及处理时间有关。

关键词铅；蚕豆；染色体畸变

中图分类号S188文献标识码A文章编号0517-6611（2017）35-0130-06

Abstract[Objective] To study the effects of Pb2+ on the different chromosomal aberrations of Vicia faba root tip cells. [Method] Vicia faba seeds were cultured with PbCl2 solutions at different concentration， and distilled water treatment as control. The root tips were fixed， dyed and squashed for microscopic examination. [Result] When seeds were treated with 1.0×10-4-5.0×10-4 mol/L Pb2+ when culturing 4-7 days，the chromosomal aberrations of Vicia faba were higher than the control group.The chromosomal aberrations increased successively with increasing Pb2+ concentration. [Conclusion] The influence degree of Pb2+ on chromosomal aberrations of Vicia faba root tip cells is related to Pb2+ concentration and treating time.

Key wordsPb2+；Vicia faba；Chromosomal aberration

染色体形态在细胞周期中是动态变化的，在细胞周期不同时相中染色体形态各不相同。分裂中后期的染色体是研究细胞遗传毒理的重要材料。染色体畸变是外界环境有害因子作用于机体或培养的细胞后所致最常见的细胞染色体损伤指标之一，是细胞遗传毒理学研究中最常用的检测手段之一。

铅是植物的非必需元素，当它与植物接触后就会对植物产生一定的毒害作用，轻则使植物体内的代谢过程发生紊乱，生长发育受到抑制，重则导致植物死亡。目前，已有很多关于铅对蚕豆根尖有丝分裂指数的影响和铅诱发蚕豆根尖细胞微核形成等方面的研究[1]。笔者以蚕豆为试验材料，研究了铅对蚕豆根尖细胞染色体畸变率的影响，以便更好地探讨铅对植物的毒害机理。

1材料与方法

1.1材料

供试蚕豆品种为“成胡15”（Vicia faba，2n=12）。

1.2方法

蚕豆种子经0.5%次氯酸钠（分析纯，北京北化精细化学品有限责任公司）表面消毒，蒸馏水洗净，分别在10×10-4、2.5×10-4、50×10-4 mol/L PbCl2（分析纯，温州市化学用料厂）溶液中进行水培，以蒸馏水培养作为对照。每组培养200粒蚕豆，每组用8个培养皿，每皿25粒，培养时间为7 d。培养4～7 d，每天定时从每组中随机取出2培养皿蚕豆，切取根尖，改良Carnoys固定液室温固定，0.1 mol/L盐酸解离，改良苯酚品红染色，压片，Nikon FX-35WA光学显微镜下观察蚕豆根尖分生组织区细胞有丝分裂，每组观察8个根尖，每个根尖观察500个以上细胞（每组共观察4 000个以上细胞），观察微核和染色体畸变。

2结果与分析

2.1铅处理蚕豆根尖细胞后导致多种类型的染色体变异

铅处理蚕豆根尖细胞后可导致多种类型的变异，包括微核的出现和染色体畸变，染色体畸变包括染色体断片、染色体桥、落后染色体、多极分裂和染色体环等多种类型。正常的蚕豆根尖细胞如图1、2所示。

铅对蚕豆根尖分生组织细胞有丝分裂产生影响，在细胞周期中的间期、前期、中期、后期及末期均发现异常现象。

2.1.1微核。细胞分裂间期的异常主要表现为微核，各组间期微核占间期异常的百分比均为100%，其中有单微核和双微核（图3，4），有些细胞只见微核（图5）。细胞分裂前期和中期也有微核的出现。细胞分裂后期的微核有的位于分向两极的2组染色体之间（图6），有的位于2组染色体一侧（图7），有的位于细胞边缘（图8，9）。

2.1.2

染色体断片。有丝分裂后期许多细胞中出现了染色体断片，有的细胞含有1个断片（图10），有的细胞含有2个断片（图11），有的细胞含有3个断片（图12），数量最多的是1个细胞含有1个断片。

2.1.3

染色体桥。染色体桥的形成是细胞分裂异常和染色体畸变的主要特征之一。桥是由于染色体断裂再融合形成的，当2个染色单体的着丝粒已经分别移向相对的两极后，二者的臂仍黏在一起，形成后期桥。Pb2+诱发的蚕豆根尖细胞的染色体桥有单桥（图13）、双桥（图8）、三桥（图9）等类型。

2.1.4落后染色體。有丝分裂后期，正常细胞的染色体都移向两极，而经过Pb2+处理的细胞有个别染色体或染色体片段滞留于两极之间（图14，15，16），与染色体的主体部分移向两极的速度和进程不同。也有些落后染色体不是滞留在两极中间，而是偏在一侧，有三极分裂的趋势（图17）。

2.1.5染色體环。染色体环是由于染色体断裂再融合形成的，在细胞分裂中期（图18）和分裂后期（图19，20）均有染色体环出现。

2.1.6多极分裂。正常的有丝分裂后期，染色体在纺锤丝的牵引下，均等地分向两极，而经Pb2+处理的蚕豆根尖细胞有丝分裂后期则出现了不均等的三极异常分布的分裂相（图21，22，23），还有四极分裂（图16），有些细胞高达六极分裂（图24）。此外，在染色体的多极分裂相中还发现个别染色体游离在各极之间（图16）。

2.2铅处理蚕豆根尖细胞后各种类型的染色体畸变数目

对有丝分裂后期各种类型的染色体畸变数目进行统计，每个处理组观察染色体400组左右，统计结果如表1～4所示，从表中可以看出，各种类型的染色体畸变中，以染色体断片的比例最大，其次是染色体桥和落后染色体，再次是多极分裂，所占比例最小的是染色体环。培养第4天，1.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体断片数占总染色体畸变数的67.24%，染色体桥、落后染色体、多极分裂、染色体环数分别占总染色体畸变数的13.79%、10.34%、6.90%、1.72%；25×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体断片数占总染色体畸变数的70.49%，染色体桥、落后染色体、多极分裂、染色体环数分别占总染色体畸变数的8.20%、11.48%、6.56%、328%；5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体断片数占总染色体畸变数的70.27%，染色体桥、落后染色体、多极分裂、染色体环数分别占总染色体畸变数的9.46%、10.81%、676%、270%（表1）。培养第5天，1.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体断片数占总染色体畸变数的73.02%，染色体桥、落后染色体、多极分裂、染色体环数分别占总染色体畸变数的1111%、11.11%、4.76%、0%；2.5×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体断片数占总染色体畸变数的62.03%，染色体桥、落

后染色体、多极分裂、染色体环数分别占总染色体畸

变数的

10.13%、17.72%、6.33%、3.80%；5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体断片数占总染色体畸变数的62.79%，染色体桥、落后染

色体、多极分裂、染色体环数分别占总染色体畸变数的1279%、15.12%、6.98%、2.33%（表2）。培养第6天，1.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体断片数占总染色体畸变数的67.57%，染色体桥、落后染色体、多极分裂、染色体环数分别占总染色体畸变数的13.51%、12.16%、405%、270%；2.5×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体断片数占总染色体畸变数的59.66%，染色体桥、落后染色体、多极分裂、染色体环数分别占总染色体畸变数的13.45%、1765%、420%、504%；5.0×10-4mol/L Pb2+处理组的染色体断片数占总染色体畸变数的63.01%，染色体桥、落后染色体、多极分裂、染色体环数分别占总染色体畸变数的1507%、1233%、616%、3.42%（表3）。培养第7天，1.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体断片数占总染色体畸变数的68.18%，染色体桥、落后染色体、多极分裂、染色体环数分别占总染色体畸变数的1667%、6.06%、6.06%、3.03%；2.5×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体断片数占总染色体畸变数的69.89%，染色体桥、落后染色体、多极分裂、染色体环数分别占总染色体畸变数的11.83%、11.83%、4.30%、215%；5.0×10-4mol/L Pb2+处理组的染色体断片数占总染色体畸变数的64.44%，染色体桥、落后染色体、多极分裂、染色体环数分别占总染色体畸变数的15.56%、11.11%、519%、370%（表4）。

从表中还可以看出，染色体断片数随着Pb2+浓度的升高而增大，具有明显的浓度效应，培养第4天，1.0×10-4、2.5×10-4、5.0×10-4mol/L Pb2+处理组的染色体断片数分别为39、43、52；培养第5天，1.0×10-4、2.5×10-4、5.0×10-4mol/L Pb2+处理组的染色体断片数分别为46、49、54；培养第6天，1.0×10-4、2.5×10-4、5.0×10-4mol/L Pb2+处理组的染色体断片数分别为50、71、92；培养第7天，1.0×10-4、2.5×10-4、5.0×10-4mol/L Pb2+处理组的染色体断片数分别为45、65、87。染色体桥、落后染色体、多极分裂、染色体环数也随着Pb2+浓度的升高而增大，也具有浓度效应，只是效果不如染色体断片数明显。培养第4、5、6天，染色体断片数还随着处理时间的延长而增大，具有时间效应，1.0×10-4mol/L Pb2+培养第4、5、6天的染色体断片数分别为39、46、50，2.5×10-4mol/L Pb2+培养第4、5、6天的染色体断片数分别为43、49、71，5.0×10-4mol/L Pb2+培养第4、5、6天的染色体断片数分别为52、54、92。培养第7天后，1.0×10-4、2.5×10-4、5.0×10-4mol/L Pb2+处理组的染色体断片数分别为45、65、87，不但没有超过培养第6天的染色体断片数，反而比第6天稍微低一些，原因在于培养第6天后，蚕豆根尖细胞的有丝分裂水平下降。染色体桥、落后染色体、多极分裂、染色体环的规律和染色体断片的规律基本一致，在培养第4、5、6天，随着培养时间的延长，数目增多，具有时间效应，只是效果不及染色体断片明显，培养第7天，和染色体断片数一样，数目稍低于培养第6天，原因同前。

3讨论

已有研究结果表明，重金属进入植物体后主要积累在根部[2]，产生遗传毒害的时间主要是在细胞分裂间期的DNA和染色体复制过程中。Pb2+是生物的非必需元素，也是毒性较强的诱变剂。Pb2+以一种可交换的形式取代或置换Ca2+，并与细胞膜表面的-SH基结合，阻止Ca2+的跨膜内流，使钙调素（CaM）和Ca-ATP酶不能被激活[3]。进入细胞的Pb2+还能与带负电的核酸结合，降低RNA和DNA的活性，引起核酸裂解并影响到细胞有丝分裂过程[4-5]。在该试验中，微核率和染色体畸变率都随着Pb2+浓度的增大而升高，具有非常显著的浓度效应，染色体畸变有断片、染色体桥、落后染色体、染色体多极分裂和染色体环等多种形式，其中染色体断裂具有不可逆的重度毒害作用，可诱导细胞凋亡[6-7]。微核的形成途径有两条：一条途径是由于前一分裂周期G2期后产生的染色体断片在分裂过程中不能与正常染色体协调活动，在进入间期时，即被排斥于核外形成的；另外一条途径是由于各种形式的落后染色体、未及中板集合染色体以及染色体分组造成的。染色体畸变的产生可能有几条途径：一是由于药物直接作用于DNA分子，造成DNA断裂损伤，从而引起染色体畸变；二是由于药物干扰了DNA、蛋白质合成或者RNA转录，结果使与染色体运动有关的物质不能形成，由此形成染色体畸变；三是药物通过干扰某些损伤的正常修复过程，阻止染色体在正常情况下的重建，而形成新的重接，出现染色体桥、环、断片之类的重排。

参考文献

[1] 朱志义，孔志明，钱卫，等.铅诱发不同品种蚕豆根尖细胞微核形成的比较观察[J].镇江医学院学报，1995，5（1）：17-18.

[2] CHAKRAVARTY B，SRIVASTAVA S.Toxcity of some heavy metals in vivo and in vitro in Helianthus annus[J].Mutation Res，1992，283（3）：287-294.

[3] 文允镒，张志明，胡蓓，等.钙与钙调素[M].北京：化学工业出版社，1989：63-164.

[4] DEGRAEVE N.Carcinogenic，teratogenic and mutagenic effects of cadmium[J].Mutation Res，1981，86（1）：115-135.

[5] KAZANTZIS G.Mutagenic and carcinogenic effects of cadium[J].Toxicol Environ Chem，1984，8（4）：267-278.

[6] HARTWELL L H，WEINERT T A.Checkpoints：Controls that ensure the order of cell cycle events[J].Science，1989，246（4930）：629-634.

[7] PAULOVICH A G，HARTWELL L H.A checkpoint regulates the rate of progression through S phase S.cerevisiae in response to DNA damage[J].Cell，1995，82（5）：841-847.