王 沛，李晓天，张莉蓉

（郑州大学1．药学院药理学系、2．基础医学院药理学教研室，河南郑州 450001）

miRNAs对药物代谢酶的转录后调控

王 沛1，2，李晓天1，张莉蓉2

（郑州大学1．药学院药理学系、2．基础医学院药理学教研室，河南郑州 450001）

中国图书分类号：R-05；R342．2；R345．5；R345．99；R977.3

摘要：microRNAs（miRNAs）是一类小分子非编码RNAs，通过与靶基因互补配对在转录后水平调控基因表达。生理环境的改变（药物、致癌物、激素、压力或癌症等）会导致miR-NA表达的改变而影响药物代谢或药效的改变。对药物代谢酶相关的miRNA进行评价可为个体化治疗提供有价值的信息。该文就miRNA对Ⅰ相和Ⅱ相代谢酶的转录后调控作用进行综述。

关键词：miRNAs；代谢酶；CYP450；UGT；GST；转录后调控

网络出版时间：2015－7－22 10：42 网络出版地址：http：／／www．cnki．net／kcms／detail／34．1086．R．20150727．0901．004．html

药物代谢酶在内源性和外源性物质的生物转化中起着至关重要的作用，其主要包括参与Ⅰ相代谢的细胞色素P450酶（cytochrome P450，CYP450）和参与Ⅱ相代谢的尿苷二磷酸葡萄糖醛酸转移酶（UDP-glucuronosyltransferases，UGTs）、谷胱甘肽-S-转移酶（glutathione S-transferases，GSTs）。药物代谢酶的表达存在广泛的个体差异，是导致临床药物疗效不足或发生毒副作用的重要因素［1］。遗传药理学研究表明，遗传多态性是引起药物代谢个体差异的主要原因［2］，但是这些静态的基因组信息并不能解释代谢酶mRNA与蛋白表达不相关［3］，及其在不同组织或不同个体间的差异性表达［4］。近年来，miRNA的发现及其功能的报道，为研究药物反应个体差异的机制提供了新的思路。本文将从miR-NA的作用机制及其对主要代谢酶的转录后调控等方面进行综述。

1　miRNA及其作用机制

miRNAs是一组内源性非编码小分子（～22个核苷酸）RNAs，其主要通过与靶基因mRNA 3’UTR的特异性序列结合，引起mRNA降解或翻译抑制，从而抑制靶基因蛋白表达。随着对miRNA研究的深入，Duursma等［5］发现miRNAs也可以通过与靶基因mRNA的编码区结合，使靶基因表达受到抑制；Place等［6］和rom等［7］则相继发现，miRNAs可以通过与靶基因mRNA的启动子区或5’UTR结合，从而抑制靶基因表达。迄今为止，miRBase 21．0中登记注册的人源性miRNAs已达到2 600多种。经生物学验证表明，60%人类基因的mRNA均为miRNAs的潜在靶标［5］。单个miRNA可以调节多个靶基因（平均约500个）的转录，一个靶基因也可同时受多种miRNAs的调节。越来越多的研究表明，miRNAs不仅在细胞生长、增殖、分化和凋亡等生理过程中发挥重要作用，而且可以直接或间接调控Ⅰ相、Ⅱ相代谢酶的表达（Tab 1）。

Tab 1 Regulation of drug metabolic enzymes by miRNAs

2　miRNAs对Ⅰ相代谢酶的调控

CYP450是重要的Ⅰ相代谢酶，主要参与内源性物质（如脂肪酸、甾体等）和外源性物质（如药物、致癌物质）的代谢。2006年，Tsuchiya等［9］发现miR-27b可以调节靶基因CYP1B1的表达，从而改变CYP1B1代谢酶的活性。这是有关miRNA参与CYP450s酶转录后调控的首篇报道。利用生物信息学技术，Ramamoorthy等［25］研究发现miRNAs参与12种主要CYPs代谢酶的调控，以及两者结合位点处的单核苷酸多态性影响miRNAs对靶基因的调控作用。Lamba等［26］则研究了肝脏miRNAs对CYP2C19、CYP3A4、CYP2B6、CYP2C9等药物代谢酶的调控。该研究通过相关性分析及中介效应分析发现，miR-34a在多个常见肝脏代谢酶的调控中起重要作用。

2．1miRNAs对CYP3A4的调控 CYP3A4酶参与了近50%临床药物的代谢，在人群中存在广泛的基因多态性，是药物代谢个体差异的重要原因之一。miRNAs可以通过调控核受体而影响CYP3A4表达。Takagi等［17］和Oda等［18］集中探讨了miRNAs是否参与CYP3A4和核受体PXR／RXR的调节。结果表明，miRNAs通过调控PXR／RXR的表达，进而间接调控CYP3A4的表达。尽管Takagi等和Oda等并未进一步研究miRNAs对CYP3A4的调控机制，但是Pan等［15］研究发现，在LS180而非PANC1细胞株中高表达miR-27b会抑制CYP3A4 mRNA和蛋白表达，降低细胞对环磷酰胺的敏感性。这意味着干预miRNAs表达可能会导致CYP3A4表达水平和酶活性的改变。由于调控网络的复杂性，为了准确证实这一结论尚需研究抑制内源性miRNAs对CYP3A4表达的影响。虽然以上研究为了解CYP3A4表达的复杂调控网络提供了重要线索，但是一个基因可能受到多种miRNAs的调节。因此，Wei等［16］从已知人基因组miRNA前体的表达载体库中进行了筛选，以期更为全面地了解参与调控CYP3A4表达的miRNAs。研究表明，除miR-27b以外，miR-577、miR-1、miR-532-3p和miR-627等miRNA也参与了CYP3A4表达的调控。

2．2miRNAs介导化学物对CYP450的调控 CYP450酶在内源性物质代谢及各种药物的活化与消除过程中起着重要作用。通常药物进入体内后经CYP450酶代谢而排出体外，但有些药物（或化学物）却能改变CYP450酶的表达，而导致药物相互作用的发生。近年来的研究表明，miRNAs参与了外源性物质对代谢酶的调控。Kalscheuer等［28］连续20周给予F344大鼠NNK（烟草中特有的一种致癌物质）后，发现多种miRNAs（如miR-126、miR-101、miR-199及miR-34等）表达下调，而将NNK代谢成致癌物的关键酶CYP2A3的表达则上调。此外，miRBase数据库分析结果提示，CYP2A3 是miR-126的一个靶基因。因此认为NNK的暴露可能与其在大鼠肺组织被CYP2A3酶活化有关。活化产物能够抑制miR-126等相关miRNAs的表达，导致CYP2A3表达增高，从而进一步活化NNK，使NNK的毒性增强，成为潜在的肺癌诱导物质。

此外，miRNAs还参与了利福平诱导CYP450酶的调控，Ramamoorthy等［11］对利福平诱导后人原代肝细胞中miRNAs 和40种CYP450酶的表达水平进行了全面分析。结果表明，利福平诱导后表达水平明显升高的CYP450酶（如CYP3A4、CYP2B6等）与miRNAs的表达水平呈正相关；而利福平诱导后表达水平无变化或变化较小的CYP450酶（如CYP1A2、CYP2C8、CYP3A5等）与miRNAs的表达呈负相关。究其原因可能是：CYP450和miRNA启动子区的调控机制类似；利福平对CYP450的诱导作用很强，而miRNA的调控作用相对较弱；miRNA在CYP450基础表达的调控中起重要作用，但在药物诱导CYP450表达中的调控作用较弱。以上假想均需进一步研究证实。

最近，Chanyshev等［8］报道了miRNAs在化学物诱导CYP1A和CYP2B表达过程中的调控作用。研究发现，DDT （CYP2B诱导剂）、BP和MC（CYP1A诱导剂）暴露的大鼠肝组织中miR-21、miR-221、miR-222和miR-429的表达下调，而CYP1A1和CYP2B1表达则相应升高。在化学物暴露的♀大鼠卵巢组织中，相应miRNA及CYP1A1和CYP2B1的表达水平均有升高的趋势，但无相应机制的报道。

以上研究表明，miRNA可通过调控CYP450酶表达，而影响药物或化学物的代谢处置；药物或化学物也可引起miRNA表达异常，而影响CYP450酶表达。这些研究对揭示药物个体差异的机制和实施个体化治疗有着重要的意义。

3　miRNAs对Ⅱ相代谢酶的调控

药物Ⅱ相代谢酶主要催化生物体内的结合反应，参与内源性（酚和胆红素类等）和外源性（多环芳烃、杂环胺等致癌物质）物质的解毒过程。

3．1miRNAs对UGTs的调控 UGTs主要由UGT1As和UGT2Bs两大家族组成。UGT1A基因定位于染色体2q37，由13个不同的1号外显子编码产生9种UGT1A酶，它们共用编码2-5号外显子。Dluzen等［22］研究发现，miR-491-3p与UGT1A基因的3’UTR结合，从而抑制UGT1A1在HepG2和HUH-7细胞中的表达，但在肝组织中UGT1A1 mRNA与miR-491-3p的表达水平却不相关。这一结果提示，miRNAs可能是通过与UGT1A 1 mRNA的非3’UTR结合，而调控UGT1A1的表达。尽管Dluzen等利用生物信息学手段初步确定，miR-125-3p可以和UGT1A1的编码区结合起到调控作用，但未能在细胞水平上得到证实。因此，miRNA对UGT1A1的调控主要是通过与3’UTR结合实现的，而miR-491-3p对UGT1A1的调控不起主导作用，因而进一步从全基因组范围研究调控UGT1A1表达的miRNA具有重要意义。

3．2miRNAs对GSTs的调控 GSTs是体内重要的Ⅱ相解毒酶家族，在正常细胞和癌细胞的许多生理过程（如异生物质的代谢、细胞凋亡等）中均起重要作用。人类GSTs包括α、μ、π、σ和θ等5个家系13种酶，分别由GSTA、GSTM、GSTP、GSTS和GSTT基因编码。GSTP1在多种肿瘤组织中表达异常升高，在临床上可作为肿瘤标志物或治疗的靶点。大量证据表明miR-133a在多种肿瘤中表达均下调。Uchida等［23］研究发现miR-133a参与了GSTP1的调控，人膀胱癌组织中miR-378和GSTP1表达呈负相关则进一步证实了这一结论。该研究还发现，膀胱癌细胞株转染miR-133a或敲除GSTP1基因均能抑制细胞凋亡，提示膀胱癌中GSTP1介导的抗细胞凋亡作用可能受到miR-133a的调控。类似的机制在头颈鳞癌中也得到了证实［29］，尽管尚无miR-133a与细胞凋亡的相关性研究，但上述发现为了解癌症机制以及癌症治疗提供了新思路。

此外，Zhang等［24］从miRNA的角度给出了肿瘤耐药性产生原因的合理解释。其研究发现，对顺铂耐药的人肺癌细胞系A549／CDDP中miR-513a-3p表达明显下调，而GSTP1 mRNA和蛋白表达则上调。外源性miR-513a-3p可以提高人肺癌细胞系（A549／CDDP和SPC-A-1）对顺铂的敏感性，同时下调GSTP1的表达。由此推测，miR-513a-3p可通过抑制GSTP1表达提高人肺癌细胞系（A549／CDDP和SPC-A-1）对顺铂的敏感性。该研究为理解肿瘤耐药的机制提供了新方向。

4　结语

随着对miRNA研究的不断深入，已经证实miRNA不但在生理过程中发挥重要作用，而且在肿瘤发生和药物代谢过程中也发挥重要的调控作用。miRNA可以直接调控药物代谢酶的表达，也可以通过调控转录因子而间接调控代谢酶表达。此外，药物或化学物质也可通过调控miRNAs表达改变药物的代谢，但具体机制尚不明确。已有的研究表明，miR-NA可以作为疾病的生物标记物应用于临床，或成为药物靶点，其拮抗剂有可能作为候选药物进行开发。因此，对miR-NAs调控代谢酶表达的机制进行深入研究，不但有利于临床药物个体差异的预测以及寻找新的药物作用靶点，而且对指导临床用药及新药开发具有深远意义。

参考文献：

［1］ Singh D，Kashyap A，Pandey R V，et al．Novel advances in cyto-chrome P450 research［J］．Drug Discov Today，2011，16（17－18）：793－9．

［2］ 李 璐，王明霞，赵宝华．细胞色素P450 2D6、3A4和19A1基因多态性与乳腺癌的药物治疗［J］．中国药理学通报，2013，29 （3）：311－4．

［2］ Li L，Wang M X，Zhao B H．Cytochrome P450 2D6，3A4 and 19A1：gene polymorphism and drug therapy of breast cancer［J］．Chin Pharmacol Bull，2013，29（3）：311－4．

［3］ Ohtsuki S，Schaefer O，Kawakami H，et al．Simultaneous abso-lute protein quantification of transporters，cytochromes P450，and UDP-glucuronosyltransferases as a novel approach for the charac-terization of individual human liver：comparison with mRNA levels and activities［J］．Drug Metab Dispos，2011，40（1）：83－92．

［4］ Izukawa T，Nakajima M，Fujiwara R，et al．Quantitative analysis of UDP-glucuronosyltransferase（UGT）1A and UGT2B expression levels in human livers［J］．Drug Metab Dispos，2009，37（8）：1759－68．

［5］ Duursma A M，Kedde M，Schrier M，et al．miR-148 targets hu-man DNMT3b protein coding region［J］．RNA，2008，14（5）：872 －77．

［6］ Place R F，Li L C，Pookot D，et al．MicroRNA-373 induces ex-pression of genes with complementary promoter sequences［J］．Proc Natl Acad Sci USA，2008，105（5）：1608－13．

［8］ Chanyshev M D，Kosorotikov N I，Titov S E，et al．Expression of microRNAs，CYP1A1 and CYP2B1 in the livers and ovaries of fe-male rats treated with DDT and PAHs［J］．Life Sci，2014，103 （2）：95－100．

［9］ Tsuchiya Y，Nakajima M，Takagi S，et al．MicroRNA regulates the expression of human cytochrome P4501B1［J］．Cancer Res，2006，66（18）：9090－8．

［10］Adams B D，Furneaux H，White B A．The micro-ribonucleic acid （miRNA）miR-206 targets the human estrogen receptor-α（ERα）and represses ERα messenger RNA and protein expression in breast cancer cell lines［J］．Mol Endocrinol，2007，21（5）：1132－47．

［11］Ramamoorthy A，Liu Y，Philips S，et al．Regulation of microRNA expression by rifampin in human hepatocytes［J］．Drug Metab Dis-pos，2013，41（10）：1763－8．

［12］Zhang S Y，Surapureddi S，Coulter S，et al．Human CYP2C8 is post-transcriptionally regulated by microRNAs 103 and 107 in hu-man liver［J］．Mol Pharmacol，2012，82（3）：529－40．

［13］Swart M，Dandara C．Genetic variation in the 3＇-UTR of CYP1A2，CYP2B6，CYP2D6，CYP3A4，NR1I2 and UGT2B7：potential effects on regulation by microRNA and pharmacogenomics rele-vance［J］．Front Genet，2014，5：167－77．

［14］Mohri T，Nakajima M，Fukami T，et al．Human CYP2E1 is regu-lated by miR-378［J］．Biochem Pharmacol，2010，79（7）：1045 －52

［15］Pan Y Z，Gao W，Yu A M．MicroRNAs regulate CYP3A4 expres-sion via direct and indirect targeting［J］．Drug Metab Dispos，2009，37（10）：2112－7．

［16］Wei Z Y，Jiang S S，Zhang Y T，et al．The effect of microRNAs in the regulation of human CYP3A4：a systematic study using a mathematical model［J］．Sci Rep，2014，4（4283）：1－7．

［17］Takagi S，Nakajima M，Mohri T，et al．Post-transcriptional regu-lation of human pregnane x receptor by microRNA affects the ex-pression of cytochrome P450 3A4［J］．J Biol Chem，2008，283 （15）：9674－80．

［18］Oda Y，Nakajima M，Tsuneyama K，et al．Retinoid X receptor α in human liver is regulated by miR-34a［J］．Biochem Pharmacol，2014，90（2）：179－87．

［19］Dai A，Sun H，Fang T，et al．MicroRNA-133b stimulates ovarian estradiol synthesis by targeting Foxl2［J］．FEBS Lett，2013，587 （15）：2474－82．

［20］Komagata S，Nakajima M，Takagi S，et al．Human CYP24 cataly-zing the inactivation of calcitriol is post-transcriptionally regulated by miR-125b［J］．Mol Pharmacol，2009，76（4）：702－9．

［21］Kim S Y，Kim A Y，Lee H W，et al．miR-27a is a negative regu-lator of adipocyte differentiation via suppressing PPARγ expression ［J］．Biochem Biophys Res Commun，2010，392（3）：323－8．

［22］Dluzen D F，Sun D X，Salzberg A C，et al．Regulation of UDP-glucuronosyltransferase 1A1 expression and activity by microRNA 491-3p［J］．J Pharmacol Exp Ther，2014，348（3）：465－77．

［23］Uchida Y，Chiyomaru T，Enokida H，et al．MiR-133a induces apoptosis through direct regulation of GSTP1 in bladder cancer cell lines［J］．Urol Oncol，2013，31（1）：115－23．

［24］Zhang X，Zhu J，Xing R，et al．miR-513a-3p sensitizes human lung adenocarcinoma cells to chemotherapy by targeting GSTP1 ［J］．Lung Cancer J Iaslc，2012，77（3）：488－94．

［25］Ramamoorthy A，Li L，Gaedigk A，et al．In silico and in vitro i-dentification of microRNAs that regulate hepatic nuclear factor 4 expression［J］．Drug Metab Dispos，2012，40（4）：726－33．

［26］Lamba V，Ghodke Y，Guan W，et al．MicroRNA-34a is associated with expression of key hepatic transcription factors and cytochromes P450［J］．Biochem Biophys Res Commun，2014，445（2）：404－11．

［27］Pan Y Z，Gao W Q，Yu A M．MicroRNAs regulate CYP3A4 ex-pression via direct and indirect targeting［J］．Drug Metab Dispos，2009，37（10）：2112－7．

［28］Kalscheuer S，Zhang X，Zeng Y，et al．Differential expression of microRNAs in early-stage neoplastic transformation in the lungs of F344 rats chronically treated with the tobacco carcinogen 4-（meth-ylnitrosamino）-1-（3-pyridyl）-1-butanone［J］．Carcinogenesis，2008，29（12）：2394－9．

［29］Mutallip M，Nohata N，Hanazawa T，et al．Glutathione S-transfer-ase P1（GSTP1）suppresses cell apoptosis and its regulation by miR-133a in head and neck squamous cell carcinoma（HNSCC）［J］．Int J Mol Med，2011，27（3）：345－52．

Post-transcription regulation of drug metabolic enzymes by miRNAs

WANG Pei1，2，LI Xiao-tian1，ZHANG Li-rong2
（1．Pharmacy College，2．Dept of Pharmacology，Basic Medical College，Zhengzhou University，Zhengzhou 450001，China）

Abstract：microRNAs（miRNAs）are a family of short non-cod-ing RNAs that regulate the expression of target genes by binding to complementary regions．The miRNAs expression is readily al-tered by drugs，carcinogens，hormones，stress or diseases，and that might lead to changes in the drug metabolism，pharmacoki-netics or potency．Moreover，the evaluation of drug metabolic enzyme-related miRNAs would provide useful information for per-sonalized medicine．This review describes the current knowledge on the post-transcription regulation of drug metabolic enzymes by miRNAs．

Key words：miRNA；metabolic enzymes；CYP450；UGT；GST；post-transcription regulation

作者简介：王 沛（1989－），女，硕士生，研究方向：药理学，E-mail：15637138809＠sina．cn；张莉蓉（1964－），女，博士，教授，博士生导师，研究方向：药物基因组学，通讯作者，Tel：0371-67781855，E-mail：lrzhang＠zzu．edu．cn

基金项目：国家自然科学基金资助项目（No 81173127）

收稿日期：2015－03－30，修回日期：2015－04－30

文献标志码：A

文章编号：1001－1978（2015）08－1037－04

doi：10．3969／j．issn．1001－1978．2015．08．001