黄艺，张郅灏

1. 北京大学环境科学与工程学院，北京 100871；2. 北京大学深圳研究生院环境与能源学院，广东 深圳 518055

人类生产和生活产生的大量氮、磷，随着地表径流、排污系统和大气的干湿沉降过程进入水体中，引起水体的富营养化。当富营养化严重的水体遇到适合藻类生长的温度和光照等条件时，会产生藻类水华现象。藻类在水期间会分泌出一种次级代谢产物——藻毒素，用以抑制水体种其他物种的生长，确保藻类本身的生长优势。这些毒素对接触水体的动植物和人类，亦具有潜在的危害。

自Francis[1]首次报道了动物因饮用含有蓝藻的水而死亡以来，世界各地蓝藻毒素引起鸟类、鱼类、家畜甚至人类的大规模疾病乃至死亡的事件时有报道。1975年，美国宾西法尼亚小镇Sewickley的饮用水源遭到有毒蓝藻污染，最后导致约8 000人(占当地人口的62%)患上急性胃肠炎[2]。1996年，巴西一家血液透析中心，因透析液被藻毒素污染,导致130名病人中有116人出现异常症状，并有50余人最终死亡[3]。

近年来，人们对藻毒素的关注点由其急性毒效向长期低剂量暴露下的慢性毒效转变，尤其是微囊藻毒素（microcystin, MC）。其中，微囊藻毒素的促癌作用受到了重点关注。在应用二甲基苯并蒽致小鼠皮肤癌的实验中，与正常饮水的对照组相比，饮用含微囊藻提取物的小鼠皮肤肿瘤的平均质量显著增加[4]。在我国，通过流行病学研究发现，在肝癌高发的东南沿海地区，原发性肝癌(HCC)发病率与其生产和生活中使用沟塘水有密切关系。饮用含藻毒素的沟塘水居民的肝癌死亡率为100/100 000左右，显著高于饮浅井或深井水者（20/100 000）[5]。为了证明藻毒素与癌症的关系，以便有效防治藻毒素的生物毒害，研究者对藻毒素的致癌机理进行了大量研究。

同时，为对微囊藻毒素的不良健康效应进行综合性和定量性分析，并为预防和管理藻毒素对人体健康的影响提供科学依据，研究者和卫生管理部门一起对藻毒素的人体健康风险评价方法和标准进行了大量的研究工作，如，世界卫生组织（WTO）提出了微囊藻毒素的人体日可容许摄入剂量(TDI)和饮用水参考标准(GV)，为各国控制藻毒素健康风险提供了有力的依据[6]。

本文拟综述微囊藻毒素对生物的毒害机理，以及其对人体的健康风险评估两个方面的研究现状和发展趋势，为进一步研究蓝藻水华的生态毒理和评估其健康风险提供信息。

1 微囊藻毒素的致毒机理

在细胞层面上，微囊藻毒素损伤生物的主要方式可分为4种：（1）直接破坏细胞结构，引发细胞溶解；（2）诱导细胞凋亡；（3）诱导细胞癌变；（4）诱导基因突变和DNA损伤 。

1.1 微囊藻毒素对细胞结构的影响

短时间、大剂量的藻毒素暴露会引发动物体内细胞变形、失活甚至坏死，这是藻毒素急性致毒的主要表现方式。细胞是一切生理活动的基本单位，细胞结构的完整性为它们功能的正常运作提供了支持，当细胞结构被破坏时，细胞内的生理化学过程就会受到干扰，细胞功能丧失，继而导致细胞坏死。组织细胞学研究表明，高浓度的藻毒素会改变相应组织器官内（特别是肝脏）细胞的结构，这种损伤同时作用于细胞的膜系统与骨架系统[7]。

膜系统将细胞分为若干功能区域，它保证了细胞内环境的相对稳定，使各种区域内的生化反应能够有序运行。对小鼠或鱼腹腔注射藻毒素，通过肝组织的解剖观察可知，肝细胞内线粒体、高尔基体肿胀，粗面内质网折叠，显示细胞膜系统的形态变化[8]。还有研究表明，微囊藻毒素会破坏细胞膜的稳定性和完整性，增加其通透性。Ding等[9]发现微囊藻毒素能提高细胞的乳酸脱氢酶（LDH）渗出率，而LDH渗出率的变化正是细胞膜损伤的标注；Ding认为，细胞膜被微囊藻毒素-LR诱导产生的活性氧自由基（ROS）攻击后会发生过氧化连锁反应，造成生物膜的脂质过氧化(LPO)损伤，破坏膜的功能，最终表现上述特征。Paulina等[10]发现，暴露于不同浓度微囊藻毒素-LR的人类红细胞，呈现细胞膜脂质过氧化、膜流动性下降的状态，同时锯齿状红细胞的数量上升，并出现溶血现象。

细胞骨架是细胞内由蛋白质所搭建的骨架网络结构，对维持细胞形态，保证细胞功能有重要意义，细胞膜出泡、细胞形态改变都是细胞骨架解体、重组的结果。微管、微纤丝、中间纤维是细胞骨架的主要成分，微囊藻毒素正是通过改变这些结构相关蛋白的形态与排列，最终破坏细胞骨架系统。许多研究者都认为，微囊藻毒素能抑制细胞内蛋白磷酸酶1和2A（PP1、PP2A）的活性，使细胞骨架上的蛋白质因过磷酸化而变性，进而损伤细胞骨架系统[11]。将原代培养的肝细胞用4 μm·L-1的微囊藻毒素-LR处理30 min后，可观察到细胞内纤维和微丝网络解体、塌陷、重组。中国仓鼠卵巢细胞（CHO-K1）暴露于微囊藻毒素-LR后，也出现了类似的微丝网络崩溃现象，同时还可观察到微管系统的解体[12]。

细胞膜系统及骨架系统受到损伤后，会引发细胞形态的变化，如细胞变圆、组织内细胞间接触降低、桥粒张力丝丧失、窦状隙结构丧失等，这些都有可能导致相应器官失活、衰竭甚至坏死。对暴露于微囊藻毒素-LR的鱼进行解剖观察，发现其肝脏肿大、充血以致坏死[8]。肝脏是微囊藻毒素的主要靶器官，同时也有部分研究观察到微囊藻毒素在肾、脑、腮等器官中也有分布，并会攻击这些器官[13]。如有研究发现，微囊藻毒素-LR可以导致鱼的肾小囊腔膨大，凝结管坏死。微囊藻毒素对器官的选择性攻击现象与其化学性质有关。微囊藻毒素是亲水性多肽，极难以被动运输方式通过脊椎动物的细胞膜，因此在渗透过程中需要主动运输系统参与。有机阴离子转运多肽（OATP）类蛋白家族能够介导对于不依赖钠离子的两性有机化合物的吸收，在细胞吸收微囊藻毒素上起到至关重要的作用，因此能够表达有机阴离子转运多肽的组织或器官的细胞对微囊藻毒素吸收能力更强，受到的毒性损伤也更为严重[14-15]。

1.2 微囊藻毒素对细胞凋亡的影响

凋亡是细胞为维护内环境稳定,由基因控制的主动死亡过程[16]。细胞凋亡是多细胞生物生命活动过程中不可缺少的组成内容,贯穿于整个生命周期，这一过程受到高度精密的调控，并且受多种因子诱导，异常的信号物质上调、下调可能会导致生物体增殖-凋亡平衡的破坏，若细胞凋亡发生功能障碍或失去控制将导致多种疾病的发生。

多种类型的藻毒素都可诱导生物体内细胞的凋亡，影响相应器官的功能及活性。肝、肾、腮、脾、免疫系统等都会受到藻毒素致凋亡作用的影响[17]。微囊藻毒素在经过相应载体的运输作用进入细胞后，会引发ROS的快速产生[18]，诱导细胞内氧化应激反应，干扰细胞内某些信号物质（如Bcl-2族蛋白）的传导，影响细胞凋亡、增殖等进程[19]。ROS还能通过损伤内质网，影响Caspase通路及钙调蛋白激酶II （CaMKⅡ）通路，促进细胞凋亡[20]。

同时，微囊藻毒素-LR可以与PP2A的催化亚基结合，抑制该酶的蛋白脱磷酸活性，通过干扰蛋白分子脱磷酸化而打破细胞内信号物质平衡（如p53蛋白、Bcl-2蛋白家族、CaMKII等），影响线粒体、细胞核、内质网等细胞器的功能，最终开启、加速细胞凋亡程序[21-22]。

1.3 微囊藻毒素对细胞癌变的影响

Sueoka[23]首次报道微囊藻毒素-LR会改变致癌基因和肿瘤抑制基因的表达，促进细胞癌变。小鼠肝细胞暴露实验显示，在微囊藻毒素-LR暴露6 h后，细胞内jun、fos和myc癌早期相应基因族的表达由于细胞增殖刺激而显著提高[24]。同时，另一种内源性肿瘤促进剂肿瘤坏死因子（TNF-α）的表达也明显上升[25]。微囊藻毒素-LR还诱导DNA损伤响应基因表达的提高。

Toivola[26]等提出关于微囊藻毒素促进肝癌形成的分子机制假说，他认为，微囊藻毒素抑制PP2A活性并影响MAPK信号的过程是其促进肿瘤的关键。在细胞增殖过程中，MAPK信号调节着数个基因转录过程，MAPK活性增加可能促进细胞分裂繁殖速度，促使细胞癌化。另外，MAPK活性能明显抑制细胞凋亡，使癌细胞逃避凋亡途径。PP2A是MAPK信号最主要的负调节因子，微囊藻毒素抑制PP2A的同时也促进了MAPK活性，增强了细胞裂殖能力，最终促进肿瘤形成。

1.4 微囊藻毒素对DNA的影响

微囊藻毒素对DNA的损伤也是基于抑制PP2A和产生ROS这2种生理过程，主要通过诱导DNA突变、损伤DNA结构、抑制DNA修复这3种方式损伤细胞DNA，形成遗传毒性。

1.4.1 诱导DNA突变

微囊藻毒素能通过诱导ROS形成，导致离体培养细胞和动物活体细胞的DNA损伤。8-oxo-dG是一种常见的DNA氧化损伤生物标记，它的形成标志着细胞内ROS含量上升，抗氧化剂减少[27]。Maatouk等[28]在微囊藻毒素-LR诱导原代小鼠肝细胞的DNA损伤过程中，观察到有8-oxo-dG形成，在6 h时达到最高，其后伴随损伤的修复而下降，这表明诱导ROS氧化是微囊藻毒素损伤DNA的一种方式。

Zegura等[29]在以HepG2细胞为材料的研究中发现，微囊藻毒素-LR能诱导嘧啶和嘌呤的氧化。在细胞暴露于微囊藻毒素-LR 8 h后，氧化嘧啶开始修复，但氧化嘌呤并未同时得到修复，嘌呤的氧化损伤就累积了下来。如果在DNA复制之前没有修复氧化损伤，嘌呤的氧化就会导致DNA中的GC→TA转化突变。微囊藻毒素-LR诱导的DNA突变可以通过许多ROS清除剂避免（TEMPOL、DMSO、DFO、DMTU等），进一步说明微囊藻毒素-LR是通过诱导ROS产生而表达其遗传毒性的[18]。

1.4.2 改变细胞核形态和损伤DNA结构

许多研究证明，微囊藻毒素不仅直接影响细胞核的形态，如暴露于微囊藻毒素-LR的斑马鱼肝脏细胞，细胞核产生蜂窝状结构[29]，还使染毒细胞内形成微核、多核、大核等现象[30]。

微囊藻毒素诱导产生的ROS，同样作用于DNA结构。Repavich等[31]发现，野外蓝藻样品中提取的净化毒素能诱导人体淋巴细胞染色体断裂，并呈剂量相关性。Lankoff等[32]则报道了纯微囊藻毒素-LR导致人体血淋巴细胞的凋亡和DNA链断裂现象。

1.4.3 抑制DNA修复

除了直接损伤DNA，微囊藻毒素还会抑制DNA修复过程，进一步增强促突变、促癌效果。微囊藻毒素的非同源性末端连接（NHEJ）抑制性，使其可以同时影响核苷酸切除（NER） 和DNA双链断裂（DSB）2种修复过程。当DNA修复进程有缺陷，或者DNA修复以易于出错的方式进行时，受损DNA就容易产生突变，最终导致细胞癌变[33]。

Lankoff等[34]在联合微囊藻毒素-LR与紫外诱变的实验中，首次发现微囊藻毒素-LR会削弱NER效果。实验使用的中国仓鼠卵巢细胞首先经微囊藻毒素-LR的预处理，随后暴露于紫外辐射下（25 J·m-2），结果显示，用微囊藻毒素-LR处理过的细胞的DNA损伤远高于仅用紫外照射的细胞，研究者认为是微囊藻毒素-LR抑制了NER过程中的剪切阶段和再链接阶段。Lankoff[35]在后续实验中再次验证了这一结论，并探索了这一抑制过程的机理：DNA依赖蛋白激酶（DNA-PK）是NHEJ过程中的关键酶，微囊藻毒素-LR正是通过抑制DNA-PK活性影响NHEJ。实验中还观察到了对DNA链断裂修复和染色体畸变修复的抑制现象。

2 微囊藻毒素的健康风险评估

在研究微囊藻毒素致毒机理的同时，多国卫生部门及WHO都进行了针对微囊藻毒素的健康风险评估工作，以明确其毒性、暴露程度与人体健康效应的关系，为实施环境管理提供依据。健康风险评估一般有4个步骤（美国环保局(EPA)的NAS四步法）：危害鉴定、暴露评价、剂量反应关系评价、危险特征分析。现有的研究主要也多是从这四个角度展开的。

2.1 危害鉴定

对微囊藻毒素危害鉴定经历了一个较大的转折。早期学者普遍认为微囊藻毒素是一种急性肝毒素，并且有通过皮肤接触对人体造成刺激性损伤的能力。后续的动物实验表明，微囊藻毒素对肾[36]、脑[37]等器官有慢性毒害作用，并会影响呼吸[38]、生殖系统[39]。同时，流行病学研究与动物实验都证明微囊藻毒素有致、促癌作用，并可引发基因突变。2010年，国际癌症研究机构（IARC）依据微囊藻毒素对人体的潜在致癌力将其分入“可能的人类致癌物”组（Group 2B）[40]。当前，学者对微囊藻毒素致毒方式研究主要集中在其对人体全系统损伤能力[41]、诱导细胞凋亡的机理[42]以及致癌致突变的机理[43]等几个方面。

表1 藻毒素暴露途径及暴露特征 Table 1 The exposure pathways of microcystin

2.2 暴露评价

微囊藻毒素进入人体的主要途径是通过饮水，少部分是在工作、娱乐活动中经口、皮肤接触，同时，微囊藻毒素通过食物链以及蓝藻类保健品(BGAS)损害人体的事件也有报道。此外，还有一种特殊的暴露方式——通过血液透析直接进入透析患者体内。

对微囊藻毒素暴露的研究目前集中于环境、气候对自然水体中毒素分泌、变化的影响[47]，微囊藻毒素通过食物链对人体健康的影响[48]，以及快速鉴定、检测自然水体中微囊藻毒素组分、浓度的方法[49]等方面。

2.3 剂量反应关系

确立剂量反应关系是健康风险评估工作中最重要的一步，一般是通过流行病学或动物实验得出污染物的剂量反应曲线，确定不致引起有害健康效应的最高剂量（NOAEL），并经过推算得出日容许摄入量（TDI）及指导值（GV），通常低于TDI和GV的暴露剂量产生有害效应的可能性很小，因此这些标准可用作环境管理的依据。

1998年，WHO采纳了Fawell等为期13周的小白鼠微囊藻毒素-LR毒性试验得出的NOAEL（40 μg·kg-1），最终得出TDI为0.04 μg·kg-1，饮用水中微囊藻毒素质量浓度指导值为1 μg·L-1[6]。

UF：不确定系数（种内差异10、种间差异10、数据库限制性10）。

bw: 国际成人体质量（60或70 kg）；AF: 分配系数；C: 日常暴露量。

WHO对微囊藻毒素的评估是基于考察其对肝脏的慢性损害，其急性毒害阈值则大许多。Kotak[50]考察微囊藻毒素在单次腹腔注射情况下对肝的急性毒性效果实验中，得出NOAEL为25 μg·kg-1，推算TDI为2.5 μg·kg-1（UF取10）。

2.4 危险特征分析

危险特征分析的主要内容是根据剂量反应关系所得指导值，针对具体暴露人群，分析、判断其发生危害可能性的大小。也有学者根据EPA推荐的人体暴露评价的标准值[51]计算各种暴露方式的人体可耐受值，如Dietrich[52]提出在饮用水与受污染食物多重暴露情况下的微囊藻毒素参考标准（表2）；另外，还提出了在多种典型环境下，避免急性毒害效果的暴露极限（表3）。

表2 复合暴露情景下微囊藻毒素-LR的参考标准 Table 2 Daily tolerable total microcystin-LR exposure based on two different TDIs, concurrent calculations of guideline values for food and water

表3 避免急性毒害的环境暴露极限 Table 3 Calculated possible daily ingestion to avoid acute health problems

3 讨论和展望

对微囊藻毒素的致毒机理，包括直接致细胞坏死、凋亡和诱导细胞癌变、突变等方面目前已得出了许多成果，但同时还有许多问题需要进一步研究：

（1）微囊藻毒素致毒的分子机制，诱导ROS生成的过程；

（2）微囊藻毒素为何会导致细胞凋亡与癌变2种相反的结果，2种现象发生的对应条件是什么；

（3）诱导细胞凋亡和DNA裂解2种现象有无关联，还是2个独立的过程；

（4）不同类型微囊藻毒素的复合作用是否会增加其毒性，蓝藻粗提取物中能提高微囊藻毒素毒性的物质是什么；

（5）微囊藻毒素的毒代动力学，不同类型微囊藻毒素在生物体中代谢有何差异，代谢产物是否对其他器官有毒性。

对微囊藻毒素致毒机理的研究，一方面是为了治疗藻毒素的生理毒害提供依据，另一方面是为藻毒素的人体健康风险评价提供依据和标准。目前在微囊藻毒素人体健康风险评估中，指标选择和标准确定等方面，还存在许多有待讨论的问题：

（1）目前的评估都依赖于流行病学以及动物毒理实验数据，而无论数据的产生还是向人体情景推导的过程都会增加评估结果的不确定性。这是因为流行病学无法确保微囊藻毒素是影响人体健康的单一因素；同时，动物实验的暴露情景与人现实中的暴露途径有很大差异，而这种差异会严重影响微囊藻毒素的毒性效果。

（2）有实验发现，相同毒素剂量下，水华浮沫中提取的物质比纯微囊藻毒素的毒性更强，一般认为这是由于混合提取物中有协助微囊藻毒素进入生物的物质，增强微囊藻毒素的生物利用率。因此，通过纯毒素得出毒性评估结果往往低于实际的暴露情景。

（3）目前评估中重要指标NOAEL的推导过程中，只考察了肝的病理变化以及相关酶的活性，仅适用于肝的慢性损伤及癌前病变，未考虑微囊藻毒素的致癌、致突变风险。目前有证据表明，微囊藻毒素是强效的促癌物质，潜在的癌症诱导物质可引发细胞内DNA断裂，基因突变，这提示在评估微囊藻毒素毒性是必须考虑其基因毒性，如Duy[53]在计算微囊藻毒素的TDI时就将UF定为3 000（因促癌性增加系数3）。但这仅是在外推过程中的调整，实际工作中还需进行动物实验，确定微囊藻毒素在长期甚至终生暴露下不会导致癌症的安全阈值。另外，NOAEL的推导只考虑了微囊藻毒素对小白鼠肝脏的毒性，并未涉及其他器官。而许多现有文献都证明微囊藻毒素对肾脏、心脏等器官以及生殖系统、神经系统等系统有损伤作用，因此需要进一步研究微囊藻毒素对人体全系统的毒害效果，以得出微囊藻毒素真实的无健康风险剂量。

（4）现有毒理数据仍局限于几种微囊藻毒素的同系物，特别是微囊藻毒素-LR，评估工作也仅就微囊藻毒素-LR展开，而现实环境中存在80余种类型的微囊藻毒素。不同类型毒素的毒性常有较大差异，这就使复杂混合情况下的毒性水平难以评估。Wolf[54]提出了建立藻毒素等效毒性框架（toxicity equivalent factor, TEF）的方案，为常见微囊藻毒素以及节球藻毒素赋以相应的 TEF值，在实际操作用叠加以评估毒性。然而，TEF的建立是基于不同毒素的LD50数据，而非根据可靠的器官解剖实验，这就削弱它的有效性。另外，复合毒素的毒性能否直接线性叠加也是一个问题。因此，需要建立一种更为有效的方法评估复合毒素的健康风险。

（5）现有的健康风险评估体系是基于慢性暴露情景，而急性事件的评估却没有得到应有的重视。自然水体中，藻毒素的浓度常随水华爆发而呈周期性变化，因而人群常是在一年的某一个时间才面临较高微囊藻毒素健康风险。在这个时间点，为预防突发急性中毒事故就需要建立有效、快速的评估手段，并确定适宜急性情景的环境标准，避免在采用现有由慢性实验得出的较严苛的标准。

微囊藻毒素作为一种广泛存在的强效毒素，得到了科学界与卫生管理部门的重视，已有的毒理学研究以及人体健康影响评估工作为保护人体健康，管理水体污染提供许多有意义的理论依据。然而，许多信息表明，现有的微囊藻毒素指导值可能显著超出了实际的安全阈值，这与毒理研究及健康评估的不足都有密切的关系。种种现象似乎提示我们，过去的研究方法、评估手段已有明显不足，需要开拓新的方法用以研究微囊藻毒素在细胞水平的致毒机理，评估自然水体中微囊藻毒素的毒性。

微生物目前已被广泛用于污染物的研究、评估工作中，它既可避免活体动物实验中不同暴露方式的干扰，也不会有离体细胞实验中细胞功能单一化的缺陷。以微生物作为材料研究微囊藻毒素毒理的手段有着广阔的前景，同时微生物作为生物传感器来评估微囊藻毒素的人体健康风险有快速、低成本、低风险的优点。因此，建立以微生物为基础的微囊藻毒素研究方案，可为现有研究体系的不足提供新的思路和新的成果。

[1] FRANCIS G. Poisonous Australialake[J]. Nature，1878,18: 11-12.

[2] SYKORA J L, KELETI G. Cyanobacteria and endotoxins in drinking water supplies[M]. CARMICHAEL W W. The Water environment:Algal Toxins and Health. New York: Plenum Press, 1981: 285-302.

[3] POURIA S, DE ANDRADE A, BARBOSA,et al. Fatal microcystin intoxication in haemodialysis unit in Caruaru, Brazil[J]. Lancet, 1998，352 (9121): 21-26.

[4] FALCONER I. Tumor promotion and liver-injury caused by oral consumption of cyanobacteria[J]. Environmental Toxicology and Water Quality, 1991, 6 (2):177-184.

[5] 俞顺章, 赵宁, 资晓林, 等. 饮水中微囊藻毒素与我国原发性肝癌关系的研究[J]. 中华肿瘤杂志, 2001, 23(2): 96-99.

[6] WORLD HEALTH ORGANIZATION. Cyanobacterial toxins: microcystin-LR:Guidelines for drinking-water quality. Geneva: WHO, 1998: 95-110.

[7] MACIASSILVA M, GARCIASAINZ J A. Inhibition of hormone-stimulated inositol phosphate production and disruption of cytoskeletal structure: effects of okadaic acid, microcystin, chlorpromazine, w7 and nystatin[J]. Toxicon, 1994, 32(1):105-112.

[8] MIURA G A. Hepatotoxicity of microcystin-LR in fed fasted rates[J]. Toxicon, 1991, 29(3): 337-346.

[9] DING W X. Studies on oxidative damage induced by cyanobacteria extract in primary cultured rat hepatocytes[J]. Environmental research, 1998, 78(1): 12-18.

[10] PAULINA S, BOZENA B, JAROMIR M, et al. Damage of cell membrane and antioxidative system in human erythrocytes indubated with microcystin-LR[J]. Toxicon, 2006, 47(4): 387-397.

[11] TOIVOLA D M, GOLDMAN R D, GARROD D R, et al. Protein phosphatases maintain the organization and structural interactions of hepatic keratin intermediate filaments[J]. Cell Science, 1997, 110(Pt 1): 23-33.

[12] GACSI M, ANTAL O, VASAS G, et al. Comparative study of cyanotoxins affecting cytoskeletal and chromatin structures in CHO-K1 cells[J]. Toxicol in Vitro, 2009, 23(4): 710-718.

[13] ZHANG D W, XIE P, LIU Y Q, et al. Transfer, distribution and bioaccumulation of microcystins in the aquatic food web in LakeTaihu, China, with potential risks to human health[J]. Science of the Total Environment, 2009, 407: 2191-2199.

[14] LU H, CHOUDHURI S. Characterization of organic anion transporting polypeptide 1b2-null mice: essential role in hepatic Uptake/toxicity of phalloidin and microcystin-LR[J]. Toxicological Sciences, 2008, 103(1): 35-45 .

[15] FISCHER W J, ALTHEIMER S. Organic anion transporting poly-peptides expressed in liver and brain mediate uptake of microcystin[J]. Toxicology and Applied Pharmacology, 2005, 203: 257-263.

[16] 赵卫红, 寿好长, 闫福岭, 等. 细胞凋亡[M]. 郑州: 河南医科大学出版社, 1997.

[17] MILUTINOVIC A, ZIVIN M. Nephrotoxic effects of chronic administration of microcystins-LR and-YR[J]. Toxicon, 2003, 42: 281-288.

[18] ZEGURA B, LAH T T, FILIPIC M.The role of reactive oxygen species in microcystin-LR-induced DNA damage[J]. Toxicology, 2004(1): 59-68.

[19] AON M A, CORTASSA S, MAACK C,et al. Sequential opening of mitochondrial ion channels as a function of glutathione redox thiol status[J]. Journal of Biological Chemistry, 2007, 282: 21889-21900.

[20] ALVERCA E, ANDRADE M, DIAS E. Morphological and ultra-structural effects of microcystin-LR from microcystis aeruginosa extract on a kidney cell line[J]. Toxicon, 2009, 54: 283-294.

[21] FU W Y, CHEN J P, WANG X M, et al. Altered expression of p53, Bcl-2 and bax induced by microcystin-LR in vivo and in vitro[J]. Toxicon,2005,46(2):171-177.

[22] BOSSY W, GREEN D R. Apoptosis: checkpoint at the mitochondrial frontier[J]. Mutation Research/DNA Repair, 1999,434(3): 243-251.

[23] SUEOKA E, SUEOKA N, OKABE S,et al. Expression of the tumor necrosis factor alpha gene and early response genes by nodularin，a liver tumor promoter，in primary cultured rat hepatocytes[J]. Journal of Cancer Research and Clinical Oncology, 1997, 123(8):413-419.

[24] LI H, XIE P, LI G, et al. In vivo study on the effects of microcystin extracts on the expression profiles of proto-oncogenes (c-fos, c-jun and c-myc) in liver, kidney and testis ofmaleWistar rats injected i.v.with toxins[J].Toxicon, 2009, 53:169-175.

[25] FUJIKI H, SUGANUMA M. Unique features of the okadaic acid activity class of tumor promoters[J]. Journal of Cancer Research and Clinical Oncology, 1999, 125:150-155.

[26] TOIVOLA D M, ERIKSSON J E. Toxins affecting cell signaling and alteration of cytoskeletal structure[J]. Toxicol in Vitro 1999, 13(4/5): 521-530.

[27] BOUAICHA N, MAATOUK I. Microcystin-LR and nodularin induce intracellular glutathione alteration, reactive oxygen species production and lipid peroxidation in primary cultured rat hepatocytes[J]. Toxicol Letters, 2004, 148(1/2):53-63.

[28] MAATOUK N, BOUAD I, PLESSIS M J,et al. Detection by 32P-postlabelling of 8-oxo-7 8-dihydro-20-deoxyguanosine in DNA as biomarker of microcystin-LR and nodularin-induced DNA damage in vitro in primary cultured rat hepatocytes and in vivo in rat liver[J]. Mutation Research, Genetic Toxicology and Environmental Mutagenesis, 2004, 564 (1):9-20.

[29] ZHAN L, SAKAMOTO H, SAKURABA M,et al. Genotoxicity of microcystin-LR in human lymphoblastoid TK6 cells[J]. Mutation Research, Genetic Toxicology and Environmental Mutagenesis, 2004, 557(1): 1-6.

[30] ZEGURA B, SEDMAK B, FILIPIC M. Microcystin-LR induces oxidative DNA damage in human hepatoma cell line HepG2[J]. Toxicon, 2003, 41(1): 41-48.

[31] REPAVICH W M, SONZOGNI W C, STANDRIDGE J H,et al. Cyanobacteria (blue-green algae) in Wisconsin waters:-acute and chronic toxicity[J]. Water Research, 1990, 24(2):225-231.

[32] LANKOFF A, KRZOWSKI L, GLABET L, et al. DNA damage and repair in human peripheral blood lymphocytes following treatment with microcystin-LR[J]. Mutation Research, Genetic Toxicology and Environmental Mutagenesis, 2004, 559(1/2):131-142.

[33] ISHIKAWA T, ZHANG S S, QIN X,et al. DNA repair and cancer: lessons from mutant mouse models[J]. Cancer Science, 2004, 95(2): 112-117.

[34] LANKOFF A, BIALCZYK J, DZIGA D,et al. Inhibition of nucleotide excision repair (NER) by microcystin-LR in CHO-K1 cells[J]. Toxicon, 2006, 48(8):957-965.

[35] LANKOFF A, BIALCZYK J, DZIGA D,et al. The repair of gamma-radiation-induced DNA damage is inhibited by microcystin-LR, the PP1 and PP2A phosphatase inhibitor[J]. Mutagenesis, 2006, 21(1): 83-90.

[36] ALVERCA E, ANDRADE M, DIAS E. Morphological and ultra-structural effects of microcystin-LR from microcystis aeruginosa extract on a kidney cell line[J]. Toxicon, 2009, 54(3):283-294.

[37] FEURSTEIN D. Oatp-associated uptake and toxicity if microcystins in primary murine whole brain cells[J]. Toxicology and Applied Pharmacology, 2009, 234(2):247-255.

[38] SOARES R M,CAGIDO V R,FERRARO R B. Effects of microcystin-LR on mouse lungs[J]. Toxicon, 2007,50(3):330-338.

[39] LANCE E, ALONZO F, TANGUY M,et al. Impact of microcystin-producing cyanobacteria on reproductive success of Lymnaea stagnalis (Gastropoda, Pulmonata) and predicted consequences at the population level[J]. Ecotoxicology, 2011, 20(4): 719-730.

[40] IARC Monographs on the Evaluation of Carcinogenic Risks to Humans. Ingested Nitrate and Nitrite and Cyanobacterial Peptide Toxins[M]// IARC Monographs.[S.l.]:WHO Press,2010.

[41] QIU T, XIE P. The profound effects of microcystin on cardiac antioxidant enzymes, mitochondrial function and cardiac toxicity in rat[J]. Toxicology, 2009, 257:86-94.

[42] BRZUZAN P, WOZNY M, CIESIELSKI S,et al. Microcystin-LR induced apoptosis and mRNA expression of p53 and cdkn1a in liver of whitefish (Coregonus lavaretus L.)[J]. Toxicon, 2009, 54(2):170-183.

[43] ZEGURA B, VOLCIC M, LAH T,et al. Different sensitivities of human colon adenocarcinoma(Caco-2), astrocytoma(IPDDC-A2) and lymphoblastoid(NCNC) cell lines to Microcystin-LR induced reactive oxygen species and DNA damage[J]. Toxicon, 2009, 52(3):518-525.

[44] XIE L Q, XIE P, GUO L G，et al. Organ distribution and bioaccumulation of microcystins in freshwater fish at different trophic levels from the eutrophic Lake Chaohu, China[J]. Environmental Toxicology, 2005, 20(3):293-300.

[45] DIETRICH D R, ERNST B, DAY B W. Human consumer death and algal supplement consumption: a post mortem assessment of potential microcystin-intoxication via microcystin immunohistochemial (MC-ICTC) analisyes[C]. 7th International Conference on Toxic Cyanobacteria(ICTIC). Brazil:[s.n.],2007:132.

[46] TURNER P C, GAMMIE A J, HOLLINRAKE K,et al. Pneumonia associated with contact with cyanobacteria[J]. British Medical Journal, 1990, 300(6737):1440-1441.

[47] PAERL H W, PAUL V J. Climate change: Links to global expansion of harmful cyanobacteria[J]. Water Research, 2010, 46(5):1349-1363.

[48] ROMO S, FERNANDEZ F, OUAHID Y,et al. Assessment of microcystins in lake water and fish (Mugilidae, Liza sp.) in the largest Spanish coastal lake[J]. Environmental monitoring and assessment, 2012, 184(2): 939-949.

[49] MANGANELLI M,SCARDALA S,STEFANELLI M,et al. Health risk evaluation associated to Planktothrix rubescens: an integrated approach to design tailored monitoring programs for human exposure to cyanotoxins[J]. Water Research, 2010, 44(5):1297-1306.

[50] KOTAK B G, KENEFICK S L, FRITZ D L. Occurrence and toxicological evaluation of cyanobacterial toxins in Albetra lakes and farm dugouts[J]. Water Research, 1993, 27(3):495-506.

[51] U.S.EPA. Exposure Factor Handbood：office of health and environmental assessments, EPA No.600/8-8-89/043[R]. [S.l.]: EPA, 1989.

[52] DIETRICH D, HOEGER S. Guidance values for microcystins in water and cyanobacterial supplement products (blue-green algal supplements): a reasonable or misguided approach?[J]. Toxicology and applied pharmacology, 2005, 203(3):273-289.

[53] DUY T N, LAM P K, SHAW G R, et al. Toxicology and risk assessment of freshwater cyanobacterial (blue-green algal) toxins in water[J]. Reviews of environmental contamination and toxicology, 2000, 163:113-185.

[54] WOLF H U, FRANK C. Toxicity assessment of cyanobacterial toxin mixtures[J]. Environmental Toxicology, 2002, 17(4):395-399.