翁善钢

（上海外高桥出入境检验检疫局，上海 200137）

小反刍兽疫（peste des petites ruminants，PPR）是由小反刍兽疫病毒（peste des petites ruminants virus，PPRV）引起的小反刍动物的一种急性接触性传染性疾病。OIE（世界动物卫生组织）将该病列为必须上报疾病。该病的临床表现与牛瘟病毒类似，故也称为伪牛瘟（pseudorinderpest），其特征是发病急剧、高热稽留、眼鼻分泌物增加、口腔糜烂、腹泻和肺炎。本病毒主要感染绵羊和山羊等小反刍动物。

1 病原学

小反刍兽疫病毒为副粘病毒科（Paramyxoviridae），麻疹病毒属（Morbillivirus）的成员。同其他麻疹病毒类似，PPRV很脆弱，离开宿主后很难生存。同副粘病毒科的其他病毒类似，PPRV是有囊膜的一种病毒。PPRV病毒粒子呈多形性，多为圆形或椭圆形。PPRV基因组是不分节段的单股负链RNA，长度约16 KB，RNA链从3′至5′依次是N-P-M-F-H-L 6个基因，相应的这6个基因编码6种结构蛋白依次为核衣壳蛋白（N）、磷蛋白（P）、膜蛋白（M）融合蛋白（F）、血凝素蛋白（H）和大蛋白（L），另外，P基因还编码两种非结构蛋白C和V［1］。N蛋白的含量在所有P P RV蛋白中含量最高，也最具有免疫原性，却不会引起对病毒的免疫保护作用。不过，N蛋白已被广泛应用于诊断试剂的研制。基因序列分析也表明不同毒株的N蛋白基因序列会有稍许差异，这也是P P RV可以分为4个群的重要原因之一。病毒粒子在pH值为4～10的环境中稳定，对酒精、乙醚和一些去垢剂敏感，大多数化学消毒剂如酚类、2%的NaOH等24 h可将其灭活。非离子去污剂可使病毒纤突脱落，降低感染力。

2 流行与传播

小反刍兽疫最早的报道出现在科特迪瓦（1942年）。随后，非洲的其他国家也陆续出现了类似该病的报道。出现疫情的地区涵盖了从大西洋沿岸到红海的广大区域，北至埃及、东南抵肯尼亚，西到加蓬。目前，北非和南部非洲尚有一些国家未发现过P P R。如今，PPR不仅传到了整个中东地区，离欧洲最近的土耳其也已经有PRR流行。PPR在印度等南亚次大陆国家也已经广泛存在。总体而言，当前P P R主要分布在撒哈拉和赤道之间的非洲地区，中东（阿拉伯半岛、以色列、叙利亚、约旦）和南亚次大陆（印度、尼泊尔、孟加拉国、巴基斯坦和阿富汗）［2］。P P R在这些国家造成了严重的经济损失，已成为这些国家小反刍兽类家畜生产的重要疾病。根除小反刍兽疫也是不少国家消除贫困计划中的一项重要内容。PPR对养殖业引起的主要损失包括较高的发病率和死亡率，饲料转化效率下降，产奶量下降，奶及其制品质量下降，产下弱仔等。对世界各地分离得到的PPRV毒株进行遗传进化分析可知，不同的毒株可以归为4个群，其中I、II、III群主要分布在非洲，IV群只分布在南亚次大陆地区。实际上，南亚地区除了存在IV群外，还存在主要流行于中东和东非的III群。2007年，我国西藏自治区日土县热帮乡龙门卡村发生山羊小反刍兽疫疫情，死亡262只。在随后的2008年6月以及2010年5月西藏那曲和日土先后再次发生了几起小反刍兽疫疫情。除了上述的国家和地区外，近几年缅甸、老挝、俄罗斯、蒙古、哈萨克斯坦等国也都有过小反刍兽疫疫情传出。很明显的是，我国周边的邻国几乎都存在PPR，这使得我国防控PPR的形式格外严峻。

PPR主要在绵羊和山羊中流行，对于幼龄动物，致死率可达50%～80%。羚羊和其他野生小反刍动物也会受到严重影响［3］。肉牛、水牛、骆驼以及猪也能够感染PPRV，但一般不会发病。此外，PPRV感染也是绵羊呼吸道综合症的一个重要诱发因素。同其他麻疹病毒属病毒类似的是，PPRV具有免疫抑制作用，有时PPRV可以突破大型反刍动物先天性免疫的作用，导致类似牛瘟临床症状的产生和发展。这可能有助于解释为何有时水牛和骆驼感染PPRV后也会出现一些症状。事实上，这也是一个潜在的威胁因素。因为自从宣布消灭牛瘟后，已经不再采用牛瘟疫苗进行免疫，牛等大反刍动物体内已经不存在交叉免疫保护作用。

PPRV具有高度传染性，一般通过直接接触受感染动物的分泌物和排泄物而传播。患病山羊的眼鼻或口腔分泌物中病毒含量较高，疾病后期粪便中含毒量也较高。由于病毒具有囊膜，因此病毒对能灭活的环境因素（如热、阳光、化学品）很敏感。因此，需要同感染动物密切接触后才能引起病毒的成功传播。猪接触感染有病毒的山羊后也会感染PPRV，但不会引起病毒传播，因此在PPR的流行病学中并不重要。即使在实验条件下，牛感染PPRV后也未必会有症状产生［4］。但在身体状态较差的情况下，牛也有可能发生由PPRV引起的病变。1995—1996年出现的一次PPR疫情流行中，骆驼的组织样品中检测到了PPRV抗原和核酸，但并没有分离到活的病毒。

3 诊断

对PPR实施有效地防控需要快速、特异和敏感的诊断方法。对于PPR的诊断通常先基于临床检查、病理剖检以及组织学观察，然后采用实验室方法诊断确认。现在已有多种血清学和分子生物学方法用于PPRV检测。

3.1 传统方法

常规技术，如琼脂免疫扩散试验（AGID）很少用于标准诊断。因为同其他方法相比，该法的敏感性较低［5］。不过，血凝试验（HA）和血凝抑制试验（HI）仍可用于日常监测。除了操作简单、花费少等优点外，其敏感性也相对较高。

如果样品数量较多，可以尝试几种不同的细胞系用于培养并分离病毒。通常采用Vero细胞培养分离病毒。有报道称某些毒株的PPRV在B95a细胞上的生长要优于Vero细胞［6］。然而PPRV的病毒粒子比较脆弱，有时很难通过细胞培养分离到病毒。此外，分离病毒也是一项耗费人力、物力的工作。利用单抗建立的ELISA方法通常被用作血清学诊断或者抗原检测。检测PPRV抗体，竞争ELISA是最合适的方法，这种方法特异性和敏感性均较高，分别可达99.8%和90.5%［7］。抗原捕获ELISA是一种快速、敏感、特异的P P RV抗原的检测方法，敏感性要高于AGID［8］。此外，有报道如胶体金试纸条检测、DOT-ELISA等方便快捷的检测方法。

3.2 分子生物学方法

分子生物学技术如 RT-PCR［9］以及核酸杂交［10］等方法已被广泛应用到抗原检测。这些方法具有高度特异性和敏感性。

一步法荧光定量RT-PCR［11］和环介导等温扩增技术（loop mediated isothermal amplification，LAMP）［12］等方法也已被用于检测PPRV。这两种方法比传统的RT-PCR方法更为敏感和特异，但对于阳性的临床样品不能够进行基因分型。RT-PCR-ELISA方法可以进一步增强RTPCR后产物可视化分析的敏感性，克服电泳检测需要使用溴乙锭以及暴露在紫外线下等弱点［13］。这种方法检测病毒的最低限可达0.01 TCID50/100 μL，敏感性分别是夹心ELISA和RT-PCR检测的100和10 000倍［14］。

4 PPR的防控

4.1 传统防控措施

传统的PPR防控措施包括：限制疫区的绵羊和山羊的运输。对来自疫区的动物要进行严格检疫，限制从疫区进口动物及其产品。对有传染病动物及时扑杀，尸体要焚烧、深埋。有疫情的畜舍应彻底清洗和消毒（可使用苯酚，氢氧化钠，酒精，乙醚等）。对PPR疫情认真做好监控工作。因为该疫病发病急、损失严重，基层的养殖户及管理人员需要对疫病及时作出反应以最大限度地减少损失。因此，对牲畜养殖户和管理人员做好宣传以及培训工作非常必要。

4.2 疫苗

对小反刍动物进行疫苗免疫接种通常是预防P P R最有效的方法。多数情况下，很多散养农户无力承担并实施严格的卫生防控措施，使用疫苗可能是唯一的防控方法。除常规疫苗外，针对PPR的各种新型疫苗也已陆续地研制出来。

4.2.1 常规疫苗 早期防控PPR使用的疫苗是一种针对牛瘟病毒（rinder pest virus，RPV）的组织弱毒疫苗（TCRV）。RPV与P P RV同属副粘病毒科，因此具有一定的同源性。牛瘟疫苗免疫之后，能够产生针对RPV的中和抗体，但并不能够产生针对PPRV的中和抗体。不过，当动物遇到P P RV感染后，针对P P RV的中和抗体的量会增加，能够给予动物足够的保护［15］。后来，根除牛瘟的运动停止了TCRV的使用，因为血清学检测并不能够区分自然感染和疫苗免疫的动物。

1989年，有学者将尼日利亚的P P RV 75/1毒株在Vero细胞上进行培养，经过多次传代之后对病毒进行致弱，成功地研制一种具有同源性的P P RV弱毒苗［16］。此后，世界其他国家的研究人员也研制出了类似的弱毒疫苗。这种疫苗可以较为安全地用于P P R防控。

4.2.2 耐热疫苗 PPRV不耐热，TCRV通过采用冷冻干燥技术改善了疫苗的热稳定性。Worrwall等使用一种含有海藻糖的冷冻保护剂进行冻干处理，研制出了一种耐热疫苗［17］。这种疫苗在45°C环境中可以较稳定地存放14 d以上。Sen等报道的两种热稳定的疫苗可以在37°C 和 40 °C 环境中分别存放 7.62 d和 3.68 d［18］。有报道称重水可以提高P P RV疫苗的热稳定性。与常规病毒相比，病毒用含重水的稀释液氘化后可以维持更高的滴度［18］。

4.2.3 重组疫苗 在成功消灭牛瘟之后，根除P P RV的工作日益成为一个新的关注点。目前，弱毒疫苗在各国的使用效果良好。然而，同TCRV相似的是，血清学检测不能区分自然感染病毒和使用现有弱毒P P RV疫苗后产生的抗体。因此研制出重组疫苗用于PPR的消除计划非常重要。已有不少麻疹病毒属病毒的F和H蛋白采用活病毒载体系统表达出来，表达蛋白可有效地用作疫苗进行免疫。已有报道采用弱毒的羊痘病毒毒株KS-1表达PPRV的F蛋白的方法［19］。此外也有报道利用KS-1载体表达系统构建P P RV的H蛋白的研究。利用这些重组蛋白制备成疫苗后可以诱导免疫较长时间［20］。但是，使用这些以痘病毒为载体的疫苗需要考虑的是，这些疫苗本身就具有对痘病毒的免疫原性，这有可能干扰疫苗使用的效果。

当然，如果要降低防疫成本，还可以考虑研制二价或者三价疫苗，对PPR以及其他山羊及绵羊疾病进行防控。

4.2.4 植物疫苗 转基因植物疫苗作为一种口服疫苗，具有十分广阔的应用前景。与传统疫苗相比，转基因植物疫苗具有突出的优点：①生产成本低，可直接饲喂动物，不需要分离提纯。②易于保存。转基因植物疫苗常温下就可以保存，无须冷藏保存，生产过程也无须严格无菌条件。③具有更好的免疫原性。植物细胞的全能性及其完整的真核细胞表达系统使抗原蛋白保持了自然状态下的免疫原性。④比传统的免疫途径更安全。转基因植物疫苗不需要注射器和针头之类的设备，避免由于消毒不严格而通过注射器和针头传播疾病的可能性。⑤比传统的免疫途径更有效。植物细胞壁的存在可以抵抗胃酸、胰蛋白酶以及其他消化酶对抗原蛋白的直接消化，使其在小肠中逐渐释放，利于激起较强的黏膜免疫反应，达到免疫的目的。⑥应用范围广，易于推广。可以通过添加到饲料中饲喂家畜和野生动物，以达到免疫的目的［21］。有报道将PPRV的H基因在植物木豆（pigeon pea）中表达制备成疫苗［22］。不过，这种疫苗的免疫原性和保护力还有待临床检验。随着研究的深入将会有更多用于PPR防控的植物疫苗问世。

5 小结

PPR是一种重大烈性传染性疾病，正严重威胁着非洲、中东、近东、西亚、中亚以及南亚地区近10亿反刍动物。PPR疫情流行的大部分地区是全球较为贫困的地区，控制PPR对消除贫困也具有重要的意义。因此，做好PPR的研究和防控工作将仍然是各国动物疫病防控部门的重要任务。

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