张 婷，温鹤迪，宋敬一，葛慧芳，王明华，陈 艳，刘博群，刘静波

（吉林大学食品科学与工程学院，吉林省营养与功能食品重点实验室，吉林 长春 130062）

活性肽是指蛋白质经过水解后产生的生物活性片段，由2～20 个氨基酸通过不同排列组合构成[1]。由于其特殊的结构，活性肽具有多种生物活性[2]。在过去的20 年里，人们随着研究的加深，对活性肽的认知也越来越全面[3]。但是，肽在胃肠道及小肠上皮细胞的转运能力较弱。由于胃液较强的酸性、蛋白酶以及小肠上皮细胞中的酶会使肽在吸收转运、发挥生理活性之前即被降解，即使少数肽可以实现完整转运，但依然不能实现全部转运，导致肽的生物利用度较低。Ding Long等[4]通过研究肽RVPSL发现，即使肽可以完整转运，但依然存在（36.31±1.22）%的部分会被小肠缘膜降解。因此，如何获得高效且完整的肽运载方式吸引了国内外研究者关注。包埋活性肽具有诸多优点：控制和减缓活性肽在体内的提前降解；促进活性肽的吸收；增强药代动力学，延长肽在机体的保留时间，提高吸收利用率[5-7]。目前已知的运载体系种类广泛，脂质体、纳米乳液、纳米颗粒等运载体系均可以实现肽在生物体内输送[8]。

Gregoriadis[8]、Lasic[9]等提出将脂质体作为一种新型的药物传递系统进行研究。脂质体主要原料为磷脂和胆固醇，结构类似于生物膜，其安全性高[10]。脂质体结构上具有亲水头部和疏水尾部，亲水性物质进入亲水性内核中，而疏水性物质则进入磷脂双分子层中，因此脂质体同时具有包埋亲水和疏水物质的能力。另外，脂质体可以避免包埋的药物被提前降解，延长药物在体内的保留时间[11-12]。目前脂质体已经成功应用于蛋白质、酶、抗氧化剂、抗菌剂等活性物质的包埋，并表现出良好的发展前景[13]。近年来，随着研究人员对活性肽了解的逐步深入，脂质体负载活性肽的研究也逐步展开。龚魁杰[5]通过薄膜分散法制得花生短肽纳米脂质体，结果表明脂质体具有高包封率、良好的酸碱稳定性以及缓释效果和抗消化能力。Maherani等[14]通过薄膜水化法实现纳米脂质体包封天然二肽抗氧化剂（L-肌肽），脂质体的包封可以改善抗氧剂肽的稳定性低、活性易降低的缺陷，促进抗氧化剂肽在食品工业中的应用。吴琦[15]以逆向旋转蒸发法制得抗氧化蛋清肽脂质体，并通过体外模拟消化实验证实脂质体对抗氧化蛋清肽具有一定的保护作用，可以延缓蛋清肽的释放并提高抗氧化肽的贮藏稳定性。

然而由于活性肽的强亲水性，肽更易存在于外水相或者假内水相中，从而可能出现包埋率较低、释放速率过快、包埋效果差等问题。这些问题需要通过不断调整脂质体制备工艺来解决。乙醇注入法优点在于能比较快速形成脂质体，在实验操作上比较简单，且方法柔和、对药物影响较小。Shaker[16]、Zou Liqiang[17]、Hashemi[18]等均通过乙醇注入法制得粒径较小、包埋率较高且具有良好缓释效果的脂质体。而高压均质法所制备脂质体具有重现性好、可大规模生产、微粒均匀且稳定性好等优点[19-20]。因此本研究采用乙醇注入法结合高压均质机制备脂质体，并优化工艺条件。另外，有关活性肽脂质体的延缓释放实验目前多集中于体外胃肠道模拟消化实验，体内消化实验研究较少，本研究通过体外胃肠道模拟消化实验以及小鼠模型分析了蛋清肽脂质体在体外以及体内的对蛋清肽缓释效果。研究可为功能肽的活性保护提供绿色、高效的技术支持，并为开发功能性食品提供理论参考。

1 材料与方法

1.1 动物与试剂

雄性KM小鼠（7～8 周龄，生产许可证：SCXK（京）2016-0011） 北京维通利华公司。

蛋黄卵磷脂（纯度≥95%） 北京索莱宝科技有限公司；胆固醇（纯度≥98%） 上海艾伟拓医药科技有限公司；吐温20（Tween 20，T-20）、吐温-80（Tween-80，T-80）、酪蛋白酸钠（sodium casein phosphate，Scp）、辛烯基琥珀酸酐（octenyl succinic anhydride，Osa） 上海麦克林生化科技有限公司；蛋清肽（200 Da～1 kDa）由实验室自制；其他试剂为国产分析纯。

1.2 仪器与设备

高压均质机 上海绵竹机械设备有限公司；FJ300-SH高速分散机 上海标本模型厂；纳米激光粒度仪 美国贝克曼库尔特有限公司；HYQ-3110涡旋混合器赛伯乐（上海）仪器有限公司；Cence湘仪离心机 上海卢湘仪离心机仪器有限公司；紫外分光光度计 岛津国际贸易（上海）公司；酶标仪 美国伯腾仪器有限公司；GCMS-QP2010 Ultra气相色谱-质谱联用（gas chromatography-mass spectrometry，GC-MS）仪 日本岛津公司；H-7650透射电子显微镜 日本日立公司；ACQUITY TQD液相色谱-串联质谱仪（liquid chromatography-tandem mass spectrometer，LC-MS/MS）沃特世科技（上海）有限公司。

1.3 方法

1.3.1 空白脂质体的制备

称取一定量的蛋黄卵磷脂和胆固醇溶解在50 ℃的无水乙醇中，蛋黄卵磷脂质量浓度为0.5～20 mg/mL，胆固醇质量浓度为蛋黄卵磷脂的1/5。首先利用高速分散机在19 000 r/min条件下剪切均质5 min，然后使用高压均质机在0～40 MPa条件下高压均质3～11 min。在磁力搅拌器上，通过注射器针头将蛋黄卵磷脂/胆固醇-乙醇溶液缓慢匀速地滴加到去离子水中，并通过旋转蒸发除去乙醇，制得空白脂质体，并测定空白脂质体的粒径和多分散性指数（polydispersity index，PDI）。单因素试验时分别控制蛋黄卵磷脂质量浓度为10 mg/mL，高压均质压力为20 MPa，时间为7 min。

1.3.2 脂质体稳定剂的筛选

分别将蛋黄卵磷脂质量1%的酪蛋白酸钠、T-20、T-80、Osa与空白脂质体溶解在50 ℃的乙醇中，制得含稳定剂的空白脂质体，每间隔5 d测定一次脂质体的粒径和PDI。通过观察常温贮藏条件下，脂质体粒径和PDI在30 d内的变化情况来衡量脂质体的稳定性，并筛选出最佳稳定剂。

1.3.3 粒径和PDI的测定

将制备好的空白脂质体稀释100 倍，用纳米激光粒度仪进行粒径及PDI测定。

1.3.4 负载蛋清肽脂质体的制备

将蛋清肽溶解在去离子水中，质量浓度与空白脂质体中蛋黄卵磷脂相同。在磁力搅拌器上，将空白脂质体通过注射器针头缓慢匀速地滴加到蛋清肽溶液中，混合后进行超声处理，并通过旋转蒸发除去乙醇，最终得到负载蛋清肽的脂质体颗粒。

根据上述步骤，考察脂质体中肽与壁材的体积比（1∶10、1∶5、3∶5、5∶5、5∶3、5∶1）、超声时间（0、30、60、90、120、150 s）和超声功率（0、100、200、300、400、500 W）对脂质体包埋率、负载率以及粒径、PDI的影响。单因素试验优化某一参数时，分别控制芯壁体积比为5∶5，超声时间为60 s，超声功率为100 W。

1.3.5 蛋清肽脂质体包埋率和负载率的测定

采用间接法测定蛋清肽脂质体的包埋率[21]。将蛋清肽脂质体放置于截留分子质量5 kDa的超滤离心管内衬管中，3 500 r/min条件下离心15 min，滤过液即为未被包埋的蛋清肽液，用磷酸盐缓冲液（0.01 mmol/L、pH 7.2）将其稀释10 倍后测定其在220 nm波长处的吸光度，根据蛋清肽标准曲线计算得到游离蛋清肽质量浓度。蛋清肽标准曲线：配制质量浓度为1 mg/mL的蛋清肽溶液，随后用磷酸盐缓冲液将蛋清肽溶液依次稀释至0.02、0.04、0.06、0.08、0.1、0.2 mg/mL，检测蛋清肽溶液在220 nm波长处的吸光度，并拟合得到标准曲线。蛋清肽包埋率和负载率分别按公式（1）、（2）计算。

1.3.6 脂质体乙醇残留率的测定

利用自动顶空-GC-MS法测定脂质体中残留的乙醇质量[22]。

GC条件：Rxi-5MS色谱柱（30 m×0.25 mm，0.25 μm），载气为氦气，流速为1 mL/min，进样口温度为150 ℃，分流进样，分流比为1∶30，柱温60 ℃，保持5 min。

MS条件：离子源温度250 ℃，电离方式为电子轰击，电离能70 eV，传输线温度250 ℃，扫描模式选择离子检测模式，扫描间隔0.1 s，扫描质量范围29～150 amu。顶空条件：顶空瓶体积20 mL，进样体积5 mL，水浴温度60 ℃，平衡20 min。

对照溶液配制：精确称量107.26 mg无水乙醇，用超纯水定容至10 mL，配制对照储备液。分别量取0.1、0.2、0.5、1、2 mL储备液，用超纯水定容至10 mL，混匀后作为对照溶液备用。按照顶空条件处理后进行测定，记录峰面积，将峰面积和质量浓度拟合得到标准曲线。

样品溶液：将脂质体溶液稀释8 倍，混匀后备用。按照对照处理方法，记录峰面积，通过标准曲线确定乙醇质量浓度，计算得到残留的乙醇质量，并按公式（3）计算得到脂质体乙醇残留率[23]。

1.3.7 蛋清肽脂质体形态学观察

将脂质体稀释10 倍，滴在专用铜网上，用体积分数1%磷钨酸染色1 min，自然晾干后，利用H-7650透射电子显微镜在80 kV电压下观察蛋清肽脂质体的微观形貌。

1.3.8 蛋清肽脂质体体外模拟缓释实验

体外模拟缓释实验利用透析袋构建了模拟胃液（stimulated gastric fluid，SGF）和模拟肠液（simulated intestinal fluid，SIF）环境[24]，比较蛋清肽脂质体和游离蛋清肽在SGF和SIF中的蛋清肽释放率。

SGF配制：500 mL容量瓶中依次加入6.9 mL KCl（0.5 mol/L）、0.9 mL KH2PO4（0.5 mol/L）、12.5 mL NaHCO3（1 mol/L）、11.8 mL NaCl（2 mol/L）、0.4 mL MgCl2·6H2O（0.15 mol/L）、10.5 mL(NH4)2CO3（0.5 mol/L），用蒸馏水定容，备用。

SIF配制：500 mL容量瓶中依次加入6.8 mL KCl（0.5 mol/L）、0.8 mL KH2PO4（0.5 mol/L）、42.5 mL NaHCO3（1 mol/L）、9.6 mL NaCl（2 mol/L）、1.1 mL MgCl2·6H2O（0.15 mol/L），用蒸馏水定容，备用。

分别将2 mL蛋清肽脂质体和2 mL同质量浓度的未包埋的蛋清肽放置到预先浸泡的透析袋中（截留分子质量5 kDa）。分别将每个透析袋悬浮在50 mL离心管中，离心管中含有20 mL pH 2的SGF溶液，扣紧离心管的盖子。然后放置在恒温培养箱（120 r/min，37 ℃）中温育。每隔20 min取样，每次取样0.2 mL。随即加入等体积的SGF（0.2 mL）。2 h后，加入20 mL SIF与SGF消化液混合，并将pH值调整为7.4。SIF取样方式与SGF相同，分别在3、4、5、7、9、24、48 h时取样0.2 mL，再加入0.2 mL的SIF。取出的样品置于超滤离心管中，离心（3 500 r/min、15 min）后，测定滤过液中蛋清肽的质量浓度，即得到蛋清肽的累积释放质量。按式（4）计算蛋清肽释放率。

1.3.9 蛋清肽体内缓释实验

小鼠于饲养室（温度22～25 ℃、相对湿度65%）适应环境一周，期间自由进食、饮水。一周后对实验鼠进行禁食，并随机分为3 组：空白对照组、蛋清肽组、蛋清肽脂质体组，每组36 只。其中，空白对照组灌胃生理盐水（0.25 mL/20 gmb），蛋清肽组根据100 mg/kgmb的给药剂量灌胃蛋清抗氧化肽溶液，蛋清肽脂质体组灌胃蛋清抗氧化肽脂质体生理盐水溶液，灌胃剂量根据蛋清肽脂质体的包埋率确定以保证蛋清肽的最终剂量为100 mg/kgmb。采血时间点为给药后0.5、1、2、4、6 h，每个时间点分别取6 只小鼠进行眼眶取血，采血完成后，实验鼠进行颈部脱臼处死。血液置于1.5 mL离心管中，室温静置1～2 h后，4 000 r/min条件离心10 min，上清液即为血清样品[25]。

血清样品按照体积比1∶3加入乙腈，漩涡混匀后超声15 min，10 000 r/min离心10 min，取上清液。上清液中加入0.03 g NaCl，再次离心（10 000 r/min、10 min），取上清液400 μL，分别加入400 μL碳酸盐缓冲液和400 μL Fmoc-Cl衍生试剂，充分混合后在室温下反应20 min，样品过0.22 mm水系微孔滤膜，置于4 ℃冰箱保存备用。

利用LC-MS/MS对血清中多种氨基酸含量进行检测。检测条件：流动相A：体积分数0.1%甲酸溶液；流动相B：乙腈；流速：0.8 mL/min；柱温：30 ℃；进样量10 μL。洗脱程序：0～20 min，20%～100%流动相B。电喷雾离子源参数：雾化器气体（N2）压力50 psi；干燥气体（N2）流速12 L/min，干燥气体温度350 ℃[26]。

1.4 数据处理与分析

实验设3 个平行，结果以平均值±标准差表示，并利用SPSS 19软件进行单因素方差分析，运用t检验在P＜0.05水平进行差异显著性分析。

2 结果与分析

2.1 不同条件对空白脂质体粒径和PDI的影响

由图1A可知，蛋黄卵磷脂质量浓度会对空白脂质体粒径和PDI产生显著影响（P＜0.05）。随着蛋黄卵磷脂质量浓度增加，粒径先减小后增大。获得更加稳定的脂质体，应尽量选择粒径较小的脂质体[27]。同时考虑到后续的蛋清肽负载效果，选择蛋黄卵磷脂质量浓度10 mg/mL进行后续实验，此时粒径为（95.0±0.8）nm，PDI为0.210±0.009。由图1B可知，未加压力时空白脂质体粒径为（259.1±2.5）nm，随着均质压力增加，空白脂质体粒径呈下降趋势。在均质压力达到最高（40 MPa）时粒径最小（（96.0±0.6）nm）。考虑到高压均质机的参数限制，选择40 MPa为最佳实验条件。由图1C可知，脂质体的粒径随着均质时间的延长先减小后增大，均质7 min时可以得到粒径最小的脂质体，此时粒径为（78.6±13.1）nm，PDI为0.28±0.13。虽然高压均质可以显著降低脂质体粒径，但是随着均质时间延长，过小的脂质体会在表面张力的作用下重新聚合，从而出现粒径增大、PDI增大的现象[28]。此外，随着均质时间的延长，样品温度的升高也会导致粒径增大。对比发现，高压均质辅助制备得到的脂质体具有更小的粒径，邰克东[28]和丁丽燕[29]等的实验也得到相似的结论。综上，最终选择2 mg/mL胆固醇、10 mg/mL蛋黄卵磷脂、40 MPa高压均质7 min作为空白脂质体的制备条件，用于后续实验。

图1 不同制备条件对空白脂质体粒径和PDI的影响Fig. 1 Effect of different preparation conditions on the particle size and PDI of blank liposomes

2.2 不同稳定剂对空白脂质体粒径和PDI的影响

稳定剂的选择对运载体系的稳定性至关重要。适宜稳定剂的加入可以通过调节脂质体的表面电荷以及表面亲水亲脂性等来达到提高包埋率、稳定性等目的。稳定剂的种类对脂质体的作用有很大影响，选择常见的4 种表面活性剂（Scp、T-20、T-80、Osa）进行筛选实验。如图2A所示，未加稳定剂的空白脂质体随着贮存时间的延长粒径逐渐增大；加入Scp后，空白脂质体粒径明显增加，加入Osa的空白脂质体与未加稳定剂的空白脂质体粒径变化趋势相似，但粒径大于空白脂质体，出现这种变化的原因可能是Scp、Osa的加入引起脂质体聚集，从而导致粒径增加；加入T-20与T-80后，空白脂质体粒径在0～20 d内随贮存时间的延长逐渐降低，可能是因为表面活性剂可以增大脂质体表面电荷密度，并具有增强脂质体间静电斥力的作用，引起粒子粒径减小并且趋于稳定[30-31]。由图2B可以看出，空白脂质体随贮存时间的延长PDI整体呈上升趋势，相较而言，添加T-80的空白脂质体在贮存期间PDI较为稳定，且小于未加稳定剂组，说明T-80可以保证脂质体在30 d内具有良好的贮藏稳定性，因此选择T-80为脂质体稳定剂。

图2 不同稳定剂对空白脂质体粒径（A）和PDI（B）的影响Fig. 2 Effect of different stabilizers on the particle size (A) and the PDI (B)of blank liposomes

2.3 不同因素对脂质体负载蛋清肽的影响

蛋清源活性肽是亲水性物质，可随水分子进入脂质体内水相，从而实现脂质体对蛋清肽的负载以及保护。由于蛋清肽的亲水性极强，极易分散在外水相中，因此芯壁体积比的选择对脂质体的包埋率和负载率有重要意义。由图3A1可以看出，随着芯壁体积比的变化，抗氧化肽包埋率和负载率均呈现先升高后降低趋势，当芯壁体积比达到3∶5时，包埋率（（49.71±1.6）%）和负载率（（17.1±0.5）%）达到最大值，此时外水相蛋清肽、卵磷脂质量浓度适宜，利于脂质体结构的形成，且具有最高的包埋能力。而随着芯壁体积比的进一步增大，外水相蛋清肽浓度逐渐增加，已经包埋于脂质体内部的亲水性蛋清肽又重新转移至外水相中，从而导致包埋率和负载率降低。进一步观察芯壁体积比对脂质体的粒径的影响（图3A2），当芯壁体积比在1∶5～5∶3时，体系具有良好的粒径分布和稳定性，因此确定最佳芯壁体积比为3∶5。

图3 不同因素对包埋率、负载率、粒径和PDI的影响Fig. 3 Influence of different factors on encapsulation efficiency,loading rate, particle size and PDI

超声辅助能够增加分散相体积、减小液滴尺寸，进而辅助脂质体包埋蛋清肽。由图3B1、B2可以看出，包埋率随超声时间延长先增大后降低，超声时间过长可能不利于脂质体的形成，从而降低了其对蛋清肽的包埋率。在超声30 s时脂质体的包埋能力最高（包埋率（63.8±2.0）%、负载率（14.3±1.0）%），此时蛋清肽脂质体粒径为（220±1）nm，PDI为0.24±0.02，因此确定30 s为最佳超声时间。

由图3C1、C2可知，超声处理可以明显提升脂质体对蛋清抗氧化肽的包埋率和负载率，但超声功率在100～500 W范围内对二者的影响无明显差异。超声功率为100 W时，包埋率为（61.3±1.1）%，负载率为（13.7±0.4）%，粒径为（230±5）nm，PDI为0.350±0.014。因此选择超声功率100 W进行后续实验。

综上，确定蛋清肽与空白脂质体的体积比3∶5、100 W超声30 s为最佳实验条件，制得的蛋清肽脂质体，包埋率为（65.7±3.6）%，粒径为（89.4±2.4）nm。

2.4 脂质体的乙醇残留率

采用乙醇注入法制备脂质体，会出现大量乙醇残留的现象。《中国药典》中要求乙醇的残留率不得超过0.5%，新版《中国药典》要求脂质体制剂必须对有机溶剂残留量进行检查。为了保证脂质体的安全性及稳定性，需要测定脂质体中乙醇的残留量。通过对照溶液的测定，得到标准曲线：y＝350.08x－25 388，R2＝0.998 9。计算得到乙醇残留率为（0.430±0.056）%，在规定范围内，表明脂质体中乙醇残留率残留较低，安全性较高。

2.5 脂质体形态学观察结果

由图4可知，蛋清肽脂质体多呈现球形或类球形，且颗粒均匀分散。粒径约为100～200 nm，与粒径分析结果基本一致。

图4 蛋清肽脂质体的透射电子显微镜图（×7 000）Fig. 4 Transmission electron micrograph of egg white peptide liposomes (× 7 000)

2.6 蛋清肽脂质体的体外释放特性

良好的体外释放性能是脂质体的重要特征，纳米脂质体具有良好的聚集包埋能力，因而能够减缓内水相中亲水性短肽迁移到介质中的速度[5]。如图5所示，在SGF中（前2 h），游离蛋清肽快速释放到介质中，2 h时释放率达到（64±7）%。而脂质体中蛋清肽的释放率较低，为（48±6）%。在SGF环境下，脂质体具有延迟肽释放的功效，体现出良好的缓释效果。在SIF中（2 h以后），蛋清肽脂质体在1 h内，蛋清肽释放率明显增加，可见蛋清肽脂质体对pH值具有一定的敏感性，当环境由胃液（酸性）向肠液（弱碱性）变化，会促进释放内容物，出现突释现象。在3～5 h内，蛋清肽脂质体释放率趋于稳定，5 h后开始逐渐释放，但仍低于同时间游离肽的释放率。在模拟胃、肠环境中50 h后，脂质体中的蛋清肽和游离蛋清肽均完全释放。由于脂质体的壁材中磷脂成分不会被酶促降解，因此有效保护了包封的药物，实现了蛋清肽的延缓释放[32]。

图5 蛋清肽脂质体和游离蛋清肽的体外缓释效果Fig. 5 In vitro release efficiency of egg white peptides liposomes and free egg white peptides

2.7 蛋清肽脂质体的体内释放特性

在体内缓释实验中，由于动物体内内源性肽等本底因素对混合肽含量测定存在较大干扰，选择血液中赖氨酸、色氨酸、苯 丙氨酸、苏氨酸、缬氨酸和蛋氨酸6 种标志性必需氨基酸作为检测标志物，通过其质量浓度间接考察蛋清肽在小鼠体内的缓释情况，结果如表1所示。

表1 血清中6 种必需氨基酸质量浓度变化Table 1 Changes in the concentration of six essential amino acids in blood

随灌胃时间延长，血清中6 种标志性必需氨基酸质量浓度均出现明显变化，其中蛋清肽组小鼠血清中赖氨酸和苏氨酸质量浓度先升高再降低，在4 h时达到峰值，分别为（136.92±102.63）ng/L和（51.28±38.93）ng/L，而色氨酸、苯丙氨酸、缬氨酸、蛋氨酸在0.5 h和2 h具有较高的质量浓度，其最大质量浓度峰出现时间分别为0.5、2、2 h和2 h。脂质体组氨基酸质量浓度峰值出现延后的现象，其中色氨酸、苯丙氨酸、缬氨酸和蛋氨酸的最大质量浓度峰值出现时间延迟至4 h，最大质量浓度分别提升为（3 850.08±2 674.37）、（1 239.90±938.93）、（974.58±753.65）、（1 576.20±1 131.25）ng/L。并且脂质体组氨基酸的最大质量浓度均明显高于蛋清肽组的最大的质量浓度，赖氨酸、色氨酸、苯丙氨酸、苏氨酸、缬氨酸、蛋氨酸的最大质量浓度分别提高523.53%、156.72%、132.13%、326.29%、345.97%和109.31%。

对比蛋清肽组、空白组可以发现，脂质体可以有效延缓蛋清肽的释放，剧烈性释放时间大约在4 h，这与体外释放结果基本一致。并且对比其他两组可以发现，氨基酸质量浓度在峰值时，脂质体组的氨基酸质量浓度明显高于蛋清肽组。由于检测对象为必需氨基酸，必须通过外界补充蛋白质获得，因此可以猜测，脂质体在发挥缓释效果的同时，可能具有一定促进蛋清肽吸收的作用。

3 结 论

本实验以蛋清肽包埋率、粒径为主要评价指标，通过单因素试验确定了蛋清肽脂质体的最优工艺参数为：胆固醇质量浓度2 mg/mL、蛋黄卵磷脂质量浓度10 mg/mL、高压均质压力40 MPa、均质时间7 min、芯壁体积比3∶5、超声功率100 W、超声时间30 s、稳定剂T-80。最终可以得到包埋率（65.7±3.6）%、粒径（89.4±2.4）nm、乙醇残留率（0.430±0.056）%的蛋清肽脂质体。并通过体内、体外的缓释实验证实，脂质体在发挥缓释效果的同时，可能具有一定促进蛋清肽吸收的作用。本研究以蛋清抗氧化肽为切入点，通过构建蛋清肽脂质体运载体系，优化蛋清肽脂质体生产工艺，并通过体外/体内实验探索其缓释作用，最终获得了一种粒径较小、包埋率较高、缓释效果较好的蛋清肽脂质体，结果能为蛋清肽脂质体产品开发提供一定技术支持。