吕鹤书，薛飞燕，柳春梅，杨明峰，马兰青



植物尿苷二磷酸糖基转移酶超家族晶体结构

吕鹤书，薛飞燕，柳春梅，杨明峰，马兰青

北京农学院农业部都市农业 (北方) 重点开放实验室, 北京 102206

吕鹤书, 薛飞燕, 柳春梅, 等. 植物尿苷二磷酸糖基转移酶超家族晶体结构. 生物工程学报, 2014, 30(6): 838−847.Lü HS, Xue FY, Liu CM, et al.Crystal structures of plant uridine diphosphate-dependent glycosyltransferases. Chin J Biotech, 2014, 30(6): 838−847.

糖基转移酶 (Glycosyltransferases, GTs) 催化的糖基化反应几乎是植物中最为重要的反应。GTs家族1中的植物UGTs (UDP-dependent glycosyltransferases) 成员主要运用尿苷二磷酸活化的糖作为糖基供体，因其成员众多、生物功能多样，仅仅通过序列比较和进化分析不能够精确预测其复杂的底物专一性和特有的催化机制，需要后续生化实验的进一步验证。文中主要总结了目前在蛋白结构数据库 (Protein Data Bank, PDB) 中报道的5种植物UGTs的晶体三维结构和定点突变功能研究进展。详细介绍了植物UGTs整体结构的特点以及蛋白与底物相互作用的细节，为更有效地生化定性UGTs以便深入理解底物专一性提供了有力的工具，从而为植物UGTs在酶工程和基因工程中的应用奠定基础。

尿苷二磷酸糖基转移酶 (UGT)，晶体结构，底物专一性

糖基化反应几乎是植物中最为重要的反应之一。糖基转移酶 (Glycosyltransferases, GTs) 负责催化活化的糖基供体的糖基团转移到受体分子上。糖基化反应会改变受体分子的稳定性、可溶性和糖苷的生物活性，因此在天然产物的生物合成、亚细胞定位、外来化合物的脱毒、促进生物活性物质在植物液泡中的储存等过程中发挥至关重要的作用。

根据氨基酸序列相似度可将GTs家族划分为至少92个超家族。GT家族1中的一些成员在糖基化反应中能够运用尿苷二磷酸 (Uridine diphosphate，UDP) 活化的糖作为糖基供体，因此大部分属于UGTs (UDP-dependent Glycosyltransferases)。植物UGTs的一个重要特征是在C-端具有一个高度保守的PSPG (Plant Secondary Product Glycosyltransferase motif) 序列。具有PSPG的植物UGTs是可溶性的酶，区别于哺乳动物的膜结合蛋白。植物UGTs成员众多、生物功能复杂，例如在模式植物拟南芥已发现了超过120种编码UGT的基因。

植物UGTs底物专一性体现在糖基供体分子和受体底物分子的专一性两个方面。除了最常见的糖基供体UDP-葡萄糖以外，其他多种糖也能被植物UGTs所使用，其中包括UDP-半乳糖、UDP-鼠李糖、UDP-甘露糖和UDP-葡萄糖醛酸等。大多数UGTs通常对于糖基供体专一性要求严格，但也有植物UGTs可以利用多种UDP-糖，而且以一种糖的活性为主。针对受体分子专一性有人提出了区域选择性(Regioselective) 的观点。专一性较广泛的UGT可以催化在结构上差别很大的不同种受体分子。但这些受体位点的差别从区域选择性的角度上被认为是具有相似的结构。同时，有的研究认为整个受体分子的结构同样重要，受体分子待糖基化的位点本身的差异不足以确保正确的酶催化底物专一性。

确定UGTs底物专一性定性是一个复杂的工程。有些UGTs在进化分析中属于同一群体，但催化的可能是完全不同类的底物分子。因此仅仅通过序列比较和进化分析不能够精确预测底物专一性和特有的催化机制，还需要后续生化实验的进一步验证，尤其是针对具广泛底物专一性的UGTs需要进行大范围的底物筛选和测定。当单个UGT的底物专一性被阐明后，通过突变分析能够进一步阐明某些氨基酸序列对于供体、受体专一性以及催化功能的影响。 X-射线三维结构分析能够提供蛋白与底物相互作用的细节，为更有效地生化定性UGTs以便深入理解底物专一性提供了有力的工具。从而为植物UGTs在酶工程、基因工程上的应用奠定基础。以下主要总结了目前在NCBI结构数据库中报道的植物UGTs晶体三维结构和定点突变功能研究的进展。

1 植物UGT结构研究概况

目前在蛋白结构数据库 (http://www.rcsb. org/pdb) 中发表了至少3种植物的11个UGTs晶体结构 (表1)，分别来自4种不同的UGT超家族，它们之间具有21%−47%的氨基酸序列同一性 (图1)。尽管它们大部分之间的序列同一性较低仅为21%−33%，但是其二级和三级结构高度保守。

2005年发表的紫花苜蓿UGT71G1是第一个被发表的植物UGT的晶体结构。UGT71G1与UDP或UDP-葡萄糖复合物的结构揭示了酶与其糖基供体底物相互作用的详尽信息，尤其是对于保守性的PSPG结构单元在底物识别和催化活性中的功能作了较为详尽的阐明，揭示了His22和Asp121在糖基转移反应中的至关重要的作 用。另外几种植物UGTs被陆续报道，它们分别是葡萄GT1、紫花苜蓿UGT85H2、拟南芥UGT72B1和紫花苜蓿UGT78G1(表1)。

表1 植物UGTs超家族成员三维结构

图1 五种植物UGTs家族成员氨基酸序列比较 (关键催化残基 (His22、Asp121) 和重要糖基供体受体结合位点残基参照Mt UGT71G1序列被黑色字体标出 (重要At UGT72B1氨基酸残基为蓝色字体)。在序列上方分别用蓝色和黄色实心框标出二级结构β折叠和α螺旋，序列下方绿色实心框为保守PSPG区域。序列比较使用DNAMAN)

经Blast搜索UGTs时发现GT1蛋白序列与UGT78D2具有55%的序列同一性因此被划分为UGT78家族。GT1参与植物花青素形成反应，与花、果实中色素的合成有关。UGT72B1是一个双功能酶，同时具有形成 O-苷和N-苷的催化活性，即具有OGT/NGT (O-glucosyltransferase/N- glucosyltransferase) 的活性。针对其与糖基供体类似物、受体TCP复合物结构的研究，结合突变研究的结果阐明了D312N和F315Y (在UGT71G1序列中无对应序列) 在NGT催化形成N-苷活性中的关键作用。UGT85H2具有催化 (异) 黄酮类糖基转移反应的多种功能，其底物专一性相对广泛，是已发表结构中唯一一个未与底物复合的结构。结构比较的结果显示了Trp360 (对应于UGT71G1序列的Trp339) 在糖结合之后发生了构象上的变化。UGT78G1催化多种类黄酮的糖基化反应。它同样参与催化糖基从糖苷上移除的可逆反应。通过结构比较和突变实验鉴定出Glu192为糖基化可逆反应中的关键氨基酸残基。

我们分别从高山红景天根茎和愈伤组织中分离得到了和3种UGT。具有调控酪醇合成红景天甙的功能，是红景天属植物中首个被成功分离的与酪醇糖基化相关的基因。和的功能还有待于进一步被确认。针对以上3个高山红景天UGTs的晶体学三维结构研究工作正在进行中。

2 植物UGTs整体三维晶体结构

植物UGTs采用GT-B折叠的双结构域结构，区别于能同时识别供体底物和受体底物的GT-A单结构域结构 (图2A)。GT-B的每个结构域都采用α/β/α折叠 (通常被引用为Rossmann折叠)。C-末端主要参与接触糖基供体，与糖基受体相互作用主要由N-端提供。

在图2A中标出了三维折叠以及保守的二级结构单元。N-结构域折叠成一个七链平行β-折叠并被8个α螺旋所围绕 (分别命名为Nα1、Nα2、Nα3、Nα4、Nα5、Nα5a、Nα5b和Nα6)。C-结构域折叠成一个六链平行β-折叠并被8个α螺旋所围绕 (命名为Cα0、Cα1、Cα2a/Cα2b、Cα3、Cα4、Cα5、Cα6和Cα7)。第9个α螺旋 (Cα8) 折叠回N-结构域。相对保守性差的环区将保守的二级结构单元连接起来。环区的命名方式参照其所跟随的β-折叠 (除了跟随Nα5a和Nα5b螺旋的环区外)。长度和序列差别最大的环区来自于N-端结构域的N3、N5和N5a，以及连接N-、C-结构域的环区7 (铰链区，interdomain linker)。铰链区在有的结构中包含不保守的二级结构单元 (图2B)。

植物UGTs晶体结构中，两个结构域各自紧密堆积，并在两者之间形成一个深的缝隙构成了底物结合口袋。结合口袋入口狭窄，提示底物结合需要入口张开的过程。结构域之间的运动可以由连接两者之间柔性的铰链区所介导。在UGT71G1结构中，两个晶体学不对称分子在缝隙部位具有小的构象差别，并且在其他结构中处于无序状态难以被解析。

在UGT71G1复合UDP-葡萄糖与未与底物复合的UGT85H2结构比较中发现，绝大多数的二级和三级结构保守存在。较大结构差异主要来自各个环区和铰链区 (图2B)。铰链区的一级序列和二级结构在长度上和序列上具有较大差别。除了连接两个结构域的铰链区的柔性外，与底物结合相关的环区在结构上也具有较大柔性，其中包括了环区N5a和C6。而二者比较中出现较大差异的Nα2螺旋结构，在UGT85H2结构中这一区域的一些氨基酸残基缺失处于无序状态，提示在未复合时具有较大柔性。

图2 植物UGT整体三维结构 (供体和受体的结合部位位于双结构域交界处，复合的UDP-葡萄糖分子以Stick模型表示。(A) Mt UGT71G1 Ribbon和Surface示意图。双结构域分别以粉色和蓝色标出。N、C-结构域末端，以及各个二级结构单元被标出名称。(B) Mt UGT71G1与未与底物复合的Mt UGT85H2结构比较：Mt UGT71G1以紫色标出，黄色为铰链区序列。Mt UGT85H2以灰色标出。结构差异较大部位被标出名称并用箭头指明位置)

3 植物UGTs糖基供体和受体结合口袋结构

3.1 糖基供体结合口袋

供体结合口袋主要由来自C-结构域的C1环区、构成Rossman特征折叠的几个α螺旋 (Cα3，Cα4，Cα5) 的N-端和PSPG结构单元构成 (图3B)。

保守的PSPG结构单元构成了与糖基供体主要的相互作用，构成了结合口袋的一面。PSPG无论在长度还是氨基酸序列上都高度保守 (图1)。除了UGT85H2未与底物复合的结构外，其余晶体结构PSPG的44个氨基酸残基中，至少10个高度保守氨基酸残基与UDP-糖发生直接相互作用，其中有的与糖部分形成氢键。例如，UGT71G1结构中参与供体分子接触的氨基酸残基Trp339、Gln342、His357和Glu365在已知的39种植物UGTs一级序列中保守存在。Glu381在有的分子中被Asp所代替。Gln382在葡萄糖糖基转移酶中保守，而His382在半乳糖糖基转移酶中保守。Glu381和Gln382两个位点被推测对于糖基专一性至关重要。Trp360、Glu381和Gln382三个残基与糖形成氢键在几个结构中保守存在，定点突变为Ala时活性完全丧失。

图3 植物UGTs底物结合口袋示意图(A：糖基供体受体化学结构；B：Mt UGT71G1糖基供体结合口袋Ribbon示意图：复合的UDP-葡萄糖分子、关键催化残基 (His22、Asp121) 和重要结合位点残基 (Thr143、Trp339、Gln342、His357、Trp360、Glu365、Glu381、Gln382) 以Stick模型表示，碳原子分别为绿色和黄色表示。PSPG区段为浅粉色，铰链区为深粉色，C1区段为浅蓝色；C：At UGT72B1糖基受体结合口袋Ribbon示意图：复合的TCP分子以SPHERE模型表示，碳原子为绿色。关键催化残基 (His19、Asp117) 和重要结合位点残基 (Ser14、Pro15、Tyr138、Phe148、Asn312、和Tyr315) 以Stick模型表示，碳原子黄色表示。N1环区为浅蓝色，N3环区为浅粉色，N4环区为深粉色，N5环区为青色。与糖基供体和受体部分相互作用以虚线表示)

除此之外，来自双结构域间的铰链区氨基酸构成了结合口袋的另一侧面。在UGT71G1结构中，这一部位与尿嘧啶部位接近但并未直接接触。C-端结构域的C1环区保守的Ser/Thr与供体的β-磷酸相互作用。UGT71G1的位于C1环区的M286L突变导致了以UDP-半乳糖和UDP-葡萄糖醛酸作为底物时活力的增加。

3.2 糖基受体结合口袋

与糖基供体结合不同的是，植物UGTs与受体的作用几乎都来自于N-结构域中连接各个二级结构单元的环区 (图3C)。主要包括了环区N1、N2、N3、N4、N5 (Nα5，Nα5a，Nα5b，N5a，N5b)。参与受体接触的C-结构域部分主要包括C1和C5环区。N-结构域在一级序列上相对于C-结构域保守性更差，但大部分的骨架结构还是高度保守的。

N2区残基距离受体分子相对较远，排除了直接形成接触的可能。而几种UGTs的N3/Nα3区在长度和序列上都差别较大，这个区域参与了受体的直接接触。在细菌的6个家族1GTs结构中，这个区域同样高度可变，被认为决定了受体底物的专一性。因此，在植物UGTs中，N3/Nα3区被认为决定了受体分子的专一性。

除此之外，有3个环区 (包括N4环区、N5/Nα5) 的差别，尤其是指向受体结合口袋的大侧链氨基酸残基被认为参与决定了受体结合口袋的大小和形状，包括N4环区的Leu118和Phe119，N5/Nα5的Tyr138和Phe148。它们有的与底物形成氢键作用有利于特定位点糖苷的形成，进而决定了受体结合口袋不同受体结合特性。MtUGT71G1中双突变Y202A/F148V改变了对于檞皮素quercetin的专一性，使糖基化的方式由3'-OH变为3-OH。其他突变包括了UGT74F1/F2中对应于His150的N142Y同样改变了对于quercetin的区域专一性 (Regiospecificity)。该残基与其他UGT对应的序列分别为Met152、Val156、Phe148和His153。

在AtUGT72B1与受体分子TCP复合物的晶体结构中，未形成任何可见的氢键作用，主要的作用力为疏水作用。因此稳定受体的氢键和疏水相互作用，以及受体结合口袋与受体切合的程度共同决定了对受体分子的特定活性。除此之外，不参与底物分子直接接触的氨基酸残基也会通过蛋白分子内相互作用间接影响酶的催化活性。例如在AtUGT72B1结构中，位于C2环区的Asn312和Tyr315决定了N-苷形成活性。Tyr315被认为能够与包括Ser14/Pro15在内的N1环区接触，通过苯羟基与Pro15的羰基氧原子形成氢键，而Ser14与His19的ND1基团相作用，从而影响同样位于N1的催化关键氨基酸His19的正确定位和催化(图3A，3C)。

4 植物UGTs催化机制

在GTs的催化过程中，受体的-OH、-NH2或-SH等被糖基化的功能基团的正确定位是重要前提(图3A)。受体的功能基团与供体葡萄糖的C1位相接近，同时与作为广义碱利于受体去质子化的氨基酸相接近。在大部分的植物UGTs中这个广义碱为His。不同的主链和侧链构象将决定不同受体与UGT发生有利的相互作用还是会发生空间位阻，最终决定一个受体分子是否为一个特定的UGT所容纳。

以UGT71G1晶体结构为代表提出的植物UGTs催化糖基转移反应的催化机理的模型 中，决定酶活性的关键氨基酸Asp121与His22的距离相近 (约为3.0 Å) 可能形成电子传递，His22与糖基供体的葡糖糖环C1位距离约为4.7 Å并和受体分子相接近。His22的咪唑基作为广义碱使受体分子的羟基去质子化并将质子传递至Asp121。去质子化的受体分子作为亲核氧离子从糖环的相反方向对UDP-葡萄糖的C1碳原子进行亲核攻击，从而取代UDP基团。为了进一步验证可能的关键残基的重要性，基于结构的定点突变研究中，H22A、D121A和E381A的突变都会导致了酶活力的丧失。

企业可通过创新物流成本管理的方式来使企业业务流程得到创新，这是因为企业的业务活动由企业的业务流程决定，企业的组织结构由企业的业务活动决定，企业的管理制度由企业的组织结构决定，企业的文化及价值由企业的管理制度决定，由此得出，企业物流成本管理的创新可在很大程度上对企业的市场竞争力产生影响。

5 展望

植物UGTs的糖基供体和受体结合于由N-、C-结构域构成的缝隙中。确定植物UGTs的糖基供体专一性、受体专一性以及UGTs催化活性是非常复杂的过程。为了更精确的理解这一过程，解析UDP-葡萄糖以外的糖基供体分子复合物的结构会很有帮助。同样，植物UGTs家族中具有更宽泛的受体分子专一性的结构也会帮助我们更好地理解这类酶的催化机制。随着更多的对野生型和突变体的结构和生化研究，更多的结构被解析，将会有助于利用现有的结构对于底物进行预测。

REFERENCES

[1] Jones P, Vogt T. Glycosyltransferases in secondary plant metabolism: tranquilizers and stimulant controllers. Planta, 2001, 213(2): 164–174.

[2] Bowles D, Isayenkova J, Lim E, et al. Glycosyltransferases: managers of small molecules. Curr Opin Plant Biol, 2005, 8(3): 254–263.

[3] Wang J, Hou BK. Glycosylation and glycosyltransferase of small molecular compounds of plant. Plant Physiol Commun, 2008, 44(5): 997–1003 (in Chinese).王军, 侯丙凯. 植物小分子化合物的糖基化与糖基转移酶. 植物生理学通讯, 2008, 44(5): 997–1003.

[4] Wang J, Yu M. Research progress on UDP-glycosyltransferases in grape secondary metabolism pathway.Acta Horticul Sin, 2010, 37(1): 141–150 (in Chinese).王军, 于淼. 葡萄次生代谢UDP-糖基转移酶研究进展. 园艺学报, 2010, 37(1): 141–150.

[5] Cantarel BL, Coutinho PM, Rancurel C, et al. The Carbohydrate-Active EnZymes database (CAZy): an expert resource for glycogenomics. Nucleic Acids Res, 2009, 37: 233–238.

[6] Ross J, Li Y, Lim E, et al. Higher plant glycosyltransferases. Genome Biol,2001, 2(2): 3004.1–3004.6.

[7] Paquette S, Moller BL, Bak S. On the origin of family 1 plant glycosyltransferases. Phytochemistry, 2003, 62(3): 399–413.

[8] Bowles D, Lim EK, Poppenberger B, et al. Glycosyltransferases of lipophilic small molecules. Annu Rev Plant Biol, 2006, 57: 567–597.

[9] Vogt T, Jones P. Glycosyltransferases in plant natural product synthesis: characterization of a supergene family. Trends Plant Sci, 2000, 5(9): 380–386.

[10] Kogawa K, Kato N, Kazuma K, et al. Purification and characterization of UDP-glucose: anthocyanin 30,50-O-glucosyltransferase fromPlanta, 2007, 226(6): 1501–1509.

[11] Shao H, He X, Achnine L, et al. Crystal structures of a multifunctional triterpene/flavonoid glycosyltransferase fromPlant Cell, 2005, 17(11): 3141–3154.

[12] He XZ, Wang X, Dixon RA. Mutational analysis of the Medicago glycosyltransferase UGT71G1 reveals residues that control regioselectivity for (iso) flavonoid glycosylation. J Biol Chem, 2006, 281(45): 34441–34447.

[13] Offen W, Martinez-Fleites C, Yang M, et al. Structure of a flavonoid glucosyltransferase reveals the basis for plant natural product modification. EMBO J, 2006, 25(6): 1396–1405.

[14] Li L, Modolo LV, Escamilla-Trevino LL, et al. Crystal structure of Medicago truncatula UGT85H2-insights into the structural basis of a multifunctional (iso) flavonoid glycosyltransferase. J Mol Biol, 2007, 370(5): 951–963.

[15] Brazier-Hicks M, Offen WA, Gershater MC, et al. Characterization and engineering of the bifunctional N-and O-glucosyltransferase involved in xenobiotic metabolism in plants. Proc Natl Acad Sci USA, 2007, 104(51): 20238–20243.

[16] Modolo LV, Li L, Pan H, et al. Crystal structures of glycosyltransferase UGT78G1 reveal the molecular basis for glycosylation and deglycosylation of (iso) flavonoids.J Mol Biol, 2009, 392(5): 1292–1302.

[17] Ma LQ, Liu CM, YuHS, et al. Salidroside biosynthesis pathway: the initial reaction and glycosylation of tyrosol. Chin J Biotech, 2012, 28(3): 282–294 (in Chinese).马兰青，柳春梅，于寒松，等. 红景天甙生物合成途径：酪醇合成的起始反应及其糖基化. 生物工程学报，2012, 28(3): 282–294.

[18] Xu JF, Su ZG, Feng PS. Activity of tyrosol glucosyltransferase and improved salidroside production through biotransformation of tyrosol incell cultures. J Biotechnol, 1998, 61: 69–73.

[19] Ma LQ, Liu BY, Gao DY, et al. Molecular cloning and overexpression of a novel UDP- glucosyltransferase elevating salidroside levels in. Plant Cell Rep, 2007, 26(7): 989–999.

[20] Yu HS, Ma LQ, Zhang JX, et al. Characterization of glycosyltransferases responsible for salidroside biosynthesis in. Phytochemistry, 2011, 72(9): 862–870.

[21] Bolam DN, Roberts S, Proctor MR, et al. The crystal structure of two macrolide glycosyltransferases provides a blueprint for host cell antibiotic immunity. Proc Natl Acad Sci USA, 2007, 104(13): 5336–5341.

[22] Mittler M, Bechthold A, Schulz GE. Structure and action of the C–C bondforming glycosyltransferase UrdGT2 involved in the biosynthesis of the antibiotic urdamycin. J Mol Biol, 2007, 372(1): 67–76.

[23] Mulichak AM, Losey HC, Lu W, et al. Structure of the TDP-epi-vancosaminyltransferase GtfA from the chloroeremomycin biosynthetic pathway. Proc Natl Acad Sci USA, 2003, 100(16): 9238–9243.

[24] Mulichak AM, Losey HC, Walsh CT, et al. Structure of the UDPglucosyltransferase GtfB that modifies the heptapeptide aglycone in the biosynthesis of vancomycin group antibiotics. Structure, 2001, 9(7): 547–557.

[25] Mulichak AM, Lu W, Losey HC, et al. Crystal structure of vancosaminyltransferase GtfD from the vancomycin biosynthetic pathway: interactions with acceptor and nucleotide ligands. Biochemistry, 2004, 43(18): 5170–5180.

[26] Cartwright AM, Lim EK, Kleanthous C, et al. A kinetic analysis of regiospecific glucosylation by two glycosyltransferases of: domain swapping to introduce new activities. J Biol Chem, 2008, 283(23): 15724–15731.

(本文责编 陈宏宇)

Crystal structures of plant uridine diphosphate-dependent glycosyltransferases

Heshu Lü, Feiyan Xue, Chunmei Liu, Mingfeng Yang, and Lanqing Ma

Key Laboratory of Urban Agriculture (North) of Ministry of Agriculture China, Beijing University of Agriculture, Beijing 102206, China

Glycosyltransferases (GTs) catalyze the transfer of a sugar residue of an activated sugar donor to an acceptor molecule. Many families 1 GTs utilize an uridine diphosphate (UDP) activated sugar as donor in the glycosylation reaction, and most of these belong to a group of GTs referred to as the UGTs. The relationship between the degree of amino acid sequence identity and substrate specificity of the plant UGTs is highly complicated, and the prediction of substrate specificity based on phylogenetic analyses need to be improved by more biochemical characterization. This review summarizes the three dimensional structures of plant UGTs published in the Protein Data Bank (PDB), including the detailed substrate interactions with the sugar and receptor binding pockets and mutational analyses of some critical amino acids. It will be helpful for biochemical characterization the substrate specificity of the individual UGT, and lay the foundation for the enzymatic and genetic manipulation of plant UGTs in the future.

Uridine diphosphate glycosyltransferases (UGTs), crystal structure, substrate specificity

September 16, 2013; Accepted: January 2, 2014

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