白万鹏　李虎军　刘林波　王锁民

摘要 干旱、土壤盐渍化和极端高温等已成为世界性难题，对植物生长、农业生产和粮食安全产生了巨大的影响。控制植物水分散失是减轻非生物胁迫对植物的伤害以及提高其抗逆能力的主要途径之一。植物的气孔和角质层蜡质作为植物与外界环境相接触的第一临界面，在控制水分散失和保持体内外水分平衡方面具有重要的作用。综述了植物气孔和角质层蜡质在干旱、盐、高温以及其他非生物胁迫下的生理响应，并概述了气孔与角质层蜡质之间的关系，同时也指出了未来需要研究的重点和方向。

关键词 非生物胁迫;角质层蜡质;气孔;生理响应;水分散失

中图分类号 Q945.78文献标识码 A文章编号 0517-6611（2020）22-0014-05

doi：10.3969/j.issn.0517-6611.2020.22.005

Research Progress of Plant Stomata and Cuticular Wax in Response to Abiotic Stress

BAI Wan-peng， LI Hu-jun， LIU Lin-bo et al

（College of Pastoral Agriculture Science and Technology， National Demonstration Center for Experimental Grassland Science Education， Key Laboratory of Grassland Livestock Industry Innovation， Ministry of Agriculture and Rural Affairs， Lanzhou University， Lanzhou，Gansu 730020）

Abstract Drought， soil salinization， and extreme high temperatures have become worldwide problems， which have an enormous impact on plant growth， agricultural productivity and food security. Limiting water loss is one of the key ways to alleviate damage to plant from abiotic stress and increase plant stress resistance. Plant stomata and cuticular wax ， as the first interface between plants and environment， play important role in maintaining water balance and resisting abiotic stresses.We reviewed the physiological responses of plant stomata and cuticular wax to drought， salt， high temperature and other abiotic stresses， and summarized the relationship between stomata and cuticular wax， in order to indicate the direction of future efforts.

Key words Abiotic stresses;Cuticular wax;Stomata;Physiological response;Water loss

基金项目 国家自然科学基金项目（31971405）;兰州大学中央高校基本科研业务费专项资金（lzujbky-2018-k01）。

作者简介 白万鹏（1994—），男，甘肃民乐人，硕士研究生，研究方向：植物逆境生理与分子生物学。*通信作者，教授，博士，博士生导师，从事植物逆境生理与分子生物学、牧草营养生理与基因工程等方面的研究。

收稿日期 2020-04-27

随着温室气体排放量的逐年增加，全球平均温度持续升高，并且大部分地区发生高温极端事件的频率逐渐增高，而低温极端事件的频率逐渐降低[1-2]。未来全球气候仍将变暖且趋势逐渐加剧，高温热浪的发生会更加频繁，且持续时间将会更长，从而使得世界范围内的干旱缺水问题更为严重[1-2]。因此，如何提高植物的抗旱性及耐热性已成为当前的研究重点。在干热环境中，植物的水分吸收速率远远低于蒸腾速率，无法满足其对水分的需求，从而使其受到严重的伤害。因此，控制水分散失是减轻非生物逆境对植物的伤害并提高其抗逆能力的主要途徑。

植物的水分散失途径包括气孔蒸腾和角质蒸腾。一般情况下，气孔蒸腾和角质层蒸腾是同时发生的，但在不同环境条件下两者所占的比例却有所不同。通常在湿润环境中植物的角质层较薄，气孔蒸腾是其水分散失的主要方式;而在干热环境中，植物气孔往往趋于关闭，此时角质蒸腾成为水分散失的主要方式[3]。Rawson等[4]研究发现当小麦植株受到水分胁迫时，角质层对总蒸腾的贡献超过50%。此外，有研究表明角质蒸腾与角质层含量呈显著负相关，表明角质层能够作为疏水屏障限制植物角质蒸腾[5]。蜡质作为角质层的重要成分，其含量及组分是决定植物非气孔性水分散失

的关键因子[6-7]。总之，植物叶表皮气孔和角质层蜡质作为植物与外界环境相接触的第一临界面，对保持植物体内外水分平衡具有重要的作用。鉴于此，笔者综述了近年来有关植物气孔和角质层蜡质在干旱、盐、高温以及其他非生物胁迫下的生理响应，并概述了气孔与角质层蜡质之间的关系，以期为抗逆基因的挖掘和农作物抗逆性的遗传改良奠定基础。

1 气孔与非生物胁迫

1.1 气孔的形成

气孔是植物表皮特化的重要结构，其发育受几个bHLH（basic Helix-loop-Helix）类转录因子的共同调控。以拟南芥（Arabidopsis thaliana）为例，其气孔的发育是由表皮原细胞（protodermal cell，PDC）通过SPCH（speechless）调控逐渐分化成拟分生组织母细胞（meristemoid mother cell，MMC）;而MMC通过不对称分裂形成大小不一致的2种细胞，即拟分生组织细胞（meristemoid cell，MC）和气孔世系基础细胞（stomatal lineage ground cell，SLGC）;然后MC通过MUTE的调控分化为保卫母细胞（guard mother cell，GMC）;最后经FAMA调控，GMC通过对称分裂从而形成气孔[8-12]。而在气孔发育过程中，另外2个同源bHLH蛋白SCRM和SCRM2可以分别与SPCH、MUTE和FAMA形成二聚体，从而调控气孔的形态转变。此外，MYB88和FLP（four lips）与FAMA共同调控了气孔的发育[13-14]。另外，表皮模式因子（epidermal patterning factor，EPF）也参与气孔发育，其中，EPF1、EPF2和EPF9/STOMAGEN是气孔转导过程中的多肽类受体，EPF1、EPF2负调控气孔的发育，而EPF9/STOMAGEN是在叶肉细胞中产生并被分泌到其他表皮细胞从而促进气孔分化，是气孔发育的正调节因子[15]。此外，类受体蛋白TMM（too many mouth）和ER能够接收EPF所传输的信号，并通过MAPK级联通路将信号传递给细胞核，然后通过调控SPCH、MUTE和FAMA等转录因子从而调控表皮分化与气孔形成[14]。

1.2 气孔对非生物胁迫的响应

气孔在平衡植物自身与周围环境之间的水气交换过程中也发挥着重要作用。其一方面维持了细胞吸收CO2的动态平衡;另一方面通过调节其开度控制水分散失以快速响应周围环境的变化，对光合作用和蒸腾作用有着极大的影响[16]。干旱、盐、高温、湿度等环境因素均能对气孔发育及运动产生影响。在不同环境中，植物通过不断调控气孔开合或改变气孔特性以平衡CO2和水分，使其水分利用效率最优化[17-18]。

1.2.1

气孔对干旱和盐胁迫的响应。气孔的形态特征、分布密度和面积等均受水分状况的影响。当植物受到干旱胁迫时，气孔的快速关闭是减少水分散失最重要的措施之一，是植物最早响应干旱胁迫的特征[19]。干旱胁迫下，土壤中水分的缺乏导致植株体内脱落酸（ABA）大量积累从而影响气孔运动[20]。Franks等[21]研究发现干旱胁迫下紫露草（Tradescantia virginiana）叶片气孔的长和宽明显减小而气孔密度却显著增大，这种气孔形态的改变不仅能够促进气体交换，而且有利于保水[22-23]。在小麦[24]、山黧豆（Lathyrus quinquenervius）[25]、梨树（Pyrus sorotina）[26]、大豆（Glycine max）[27]和玉米[28]中的研究结果表明，在干旱胁迫下叶片气孔密度的增加往往伴随着气孔开度的减小。因此，气孔密度的增加和气孔开度的下降是植物响应干旱胁迫的典型特征。在盐渍环境中，土壤盐浓度是影响植物叶片气孔运动及其密度的主要因素之一。200 mmol/L NaCl处理下，核桃（Juglans regia）叶片气孔呈不均匀分布且部分呈关闭状态，国槐（Sophora japonica）的气孔开合程度减小[29]。对三色苋（Amaranthus tricolor）的研究发现，其叶片通过降低气孔开度甚至闭合气孔来适应高盐环境[30]。赵姝丽[31]研究发现水稻剑叶的气孔密度随着盐浓度的增加而增加。沈禹颖[32]对小花碱茅（Puainellia tenuiflora）、野大麦（Hordeum brevisubulatum）和碱蓬（Suaeda glauca）进行研究表明，盐处理导致了叶片气孔密度的增加。综上所述，植物通过减小叶片气孔开度，甚至最终将气孔完全闭合，以降低水分的蒸腾，从而提高植物的保水能力以适应干旱和盐渍环境。

1.2.2

气孔对高温胁迫的响应。植物叶表皮气孔对高温胁迫的响应在不同植物中存在差异。韩笑冰等[33]對不同耐热品种萝卜（Raphanus sativus）的研究发现，高温胁迫下耐热品种的叶面积比热敏感品种的大，气孔小且密集，这些结构的改变能够保持水分，使其免受高温伤害。然而，Chen等[34] 对3种不同耐热性的萝卜进行热处理，发现耐热品种相较于对照，其气孔开放率增加了1.2倍，气孔孔径增大了5倍。潘宝贵等[35]研究发现，当胁迫温度在耐受范围内时，植物通过增大其叶片气孔开度，以加快水分散失降低叶片温度，从而适应高温环境。另外，高温胁迫也能够改变叶片气孔的分布。Hu等[36]通过对烟草（Nicotiana tabacum）进行低、中、高3个不同温度梯度处理发现，随着温度的升高，烟草叶片的气孔密度也逐渐增加。上述研究表明，植物可以通过调节气孔开度和密度来适应高温环境。

1.2.3

气孔对其他非生物胁迫的响应。CO2作为光合作用的底物，通过气孔被植物吸收进而同化为有机物。叶片与大气之间CO2和水蒸气的交换主要受气孔孔径和气孔密度控制。Levine等[37]研究表明，长期生长在 1 200 μmol/mol CO2 浓度下的大豆叶片气孔导度减小38%。李菲等[38]研究发现，高CO2浓度下大豆的气孔密度和气孔导度明显降低，表明高于周围环境的CO2可介导植物气孔的关闭;反之，低浓度CO2可以引起气孔的开放[39]。Woodward[40]研究发现，CO2浓度持续升高可能会影响植物叶表皮气孔的发育。随后Woodward等[41]通过对100多个物种的化石进行调查，发现在高CO2浓度的环境中约有74%物种的气孔密度显著降低，进一步说明CO2浓度的改变会影响植物气孔发育。Rivera等[42]通过对黄杨（Buxus sinica）化石的分析也取得了类似的结果，CO2浓度与叶片气孔密度相关，推测植物可能通过减小气孔密度来调控气孔导度，以适应外界环境CO2 浓度的变化。此外，研究发现热带咖啡树（Coffea arabica）的气孔密度对高浓度CO2的响应取决于其基因型[43]。上述结果表明，气孔密度对CO2富集的响应幅度可能因物种/基因型和其他环境变量而变化。另外，在不同光照强度下植物的叶片气孔密度和气孔指数会随着光强的增加而有所提高[44-45]。Zhang等[46]研究发现，山指甲（Ligustrum sinense）低光照下叶片的气孔密度明显小于强光照的叶片，并且气孔对环境变化的敏感性在强光下明显高于弱光下，这可能与强光下气孔密度较大有关。此外，不同光质能够影响气孔的运动和发育;蓝光和红光诱导气孔开放;并且气孔密度在蓝光照射下最大，红光次之，自然漫射光最低[46-48]。

2 角质层蜡质与非生物胁迫

2.1 角质层蜡质成分及其合成与转运

角质层覆盖在植物器官表面，在植物与环境的相互影响中起着至关重要的作用。角质层通常分为外角质层（epicuticular waxes，EW）、真角质层（cuticle proper，CP）和角质层基层（cuticular layer，CL）3个部分[49-50]。Samuels等[51]通过对外角质层进行观察发现，外角质层主要由内外蜡质层共同组成。通常内蜡质层嵌入角质结构中并无固定形态，而外蜡质层是通过分泌并沉积于角质层外从而形成的晶体结构[49]。蜡质主要由超长链脂肪酸（very long chain fatty acids，VLCFAs）及其衍生物（烷烃类、醇类、醛类和三萜类等）组成。植物角质层蜡质晶体结构因植物种类、生长期和周围环境变化而不同[52]。

植物角质层蜡质的合成主要包括VLCFAs的合成与修饰[49，53]。VLCFAs由C16和C18长链脂肪酸在内质网中由脂肪酸延伸复合酶（FAE）催化经缩合、还原、脱水、还原4个连续的循环反应合成[53-55]。VLCFAs的修饰包括酰基还原途径和脱羰途径，前者合成初级醇和蜡酯，后者合成醛、烷烃、次级酮和酮[56-57]。植物表皮蜡质的转运依据植物表皮蜡质的合成部位大致分为4个步骤[54-55]。第1步是通过吸收、翻转、脱离3个步骤将短链脂肪酸蜡质从质体运输至内质网（endoplasmic reticulum，ER）[58];第2步是通过胞吐或高尔基体介导的分泌将蜡质从内质网运输到质膜[59-61];第3步是通过ABCG转运蛋白将蜡质分子从质膜转出[62];第4步是通过脂质转运蛋白（lipid-transfer proteins，LTPs）将蜡质分子转出细胞壁[63]。

2.2 角质层蜡质对非生物胁迫的响应

角质层蜡质作为植物表皮细胞壁外一层重要的疏水结构，其主要功能是减少非气孔性水分散失，在植物抵御干旱、盐和高温等非生物胁迫方面具有重要作用[6-7]。

2.2.1

角质层蜡质对干旱和盐胁迫的响应。在干旱胁迫下，大多数植物如拟南芥[64-65]、烟草[66]、大麦[67-68]、水稻[69]等的角质层蜡质含量均大量积累，且与植物抗旱性和水分利用效率之间存在显著相关性。Kosma等[64]研究发现，水分胁迫下拟南芥叶片表皮蜡质显著增加，且处理后水分散失率与叶绿素浸出率均显著低于对照，表明角质层蜡质的积累在植物响应干旱胁迫方面发挥着重要作用[70-71]。而Oliveira等[7]通过对卡廷加植被（caatinga）和热带高草草原植被（cerrado）进行研究发现，前者的抗旱性明显强于后者，且前者叶角质层蜡质主要由烷烃和三萜醇类组成，而后者主要由棕榈桐和熊果酸组成，从而推测植物表面的水分散失与表皮蜡质积累量的多少并不相关，蜡质的组成成分可能是影响植物角质层蒸腾的关键所在。此外，角质层蜡质通过调节角质蒸腾在植物耐盐方面起着重要作用。Hasanuzzaman等[3]研究发现，大麦在盐胁迫下其叶蜡质含量与角质蒸腾呈显著负相关，表明角质层蜡质的大量积累会形成保护屏障，从而调节角质蒸腾，优化水分利用效率，进而提高植株耐盐性。在拟南芥[64]、霍霍巴（Simmondsia chinensis）[72]、甘蓝（Brassica oleracea）[73]中的研究也取得类似结果。与中生植物不同，盐生植物可通过改变叶角质层蜡质的晶体结构从而适应高盐环境[74]。

2.2.2

角质层蜡质对高温胁迫的响应。角质层蜡质的积累与植物的耐热性也密切相关[75]。但高温胁迫是否会增加或减少角质层蜡质含量仍然没有定论。Salem-fnayou等[76]研究发现，在高温胁迫下葡萄（Vitis vinifera）叶片的角质层出现明显的折叠且厚度显著减小，而表皮细胞的厚度却显著增加。Maier等[77]通过对韭葱（Allium porrum）进行高温处理发现，其叶表皮蜡质总含量明显减少，但伯醇含量却有所增加。而Huggins等[78]研究发现高温胁迫下，小麦叶片蜡质含量显著增加，这一结果可能有利于反射更多辐射、降低气孔导度从而减少蒸腾。百喜草（Paspalum notatum）的蜡质积累也与热胁迫抗性呈正相关[79]。在高温胁迫下，高粱（Sorghum bicolor）的蜡质含量与其保持冠层温度较低的能力相关，从而降低水分损失[80]。同样，蜡质含量多的豌豆品种也表现出较低的冠层温度以限制过多的水分散失[81]。因此，高溫胁迫下蜡质含量的变化可能与植物的种类有关。

2.2.3

角质层蜡质对其他非生物胁迫的响应。角质层蜡质可以保护植物免受强光伤害，在保护植物免受紫外线伤害方面也起着重要作用，有研究表明UV-B辐射的增加会影响植物角质层蜡质的形成[82-85]。此外，环境湿度指数的变化均会对角质层蜡质的形态和沉积模式产生影响[86]。大多数植物角质层蜡质会随着湿度的降低而增加。Ziv[87]研究发现，8周龄的康乃馨（Dianthus caryophyllus）在较低的湿度下（50%）处理7 d后，其蜡质比高湿度（80%）条件下增加了10倍。Koch等[88]对甘蓝、苹果桉（Eucalyptus gunnii）、旱金莲（Tropaeolum majus）3种植物进行20%～30%、40%～75%和98%的湿度梯度处理后发现，在高湿度（98%）下3个物种角质层蜡质含量显著减少，蜡质晶体密度也随之减少;相反，在20%～30%湿度下其蜡质含量显著增加。

3 气孔与植物角质层蜡质的关系

气孔和角质层蜡质作为植物长期演化过程中2个特殊的表皮结构，在限制植物气孔性和非气孔性水分散失、维持植物体内外水分平衡方面具有重要作用。Zeiger等[89]在早期研究大麦cer突变体时发现表皮蜡质的产生与气孔发育有关。Gray等[90]在研究拟南芥cer1和cer6突变体时也发现了多气孔效应，即打破了“至少一个细胞间隔”的模式，2种突变体气孔指数与野生型相比有显著增加。此外，Gray等[90]鉴定了响应CO2浓度的气孔发育负调节因子HIC，其编码3-酮基脂酰辅酶A，参与超长链脂肪酸的合成;hic突变体在高CO2浓度条件下气孔密度和气孔指数显著增加。研究发现通过改变拟南芥的气孔发育可以诱导角质层蜡质的积累以增强植株抗旱性，表明拟南芥叶片蜡质合成的改变与表皮气孔异常密切相关[70，91-92]。推测超长链脂肪酸衍生物或其下游产物可以作为信号分子或信号识别的中介物，直接参与气孔发育过程中的信号传递[93]，然而目前其对气孔发育的调控机制仍不清楚。另外，张志飞等[6]对14个高羊茅品种进行研究，发现其叶片气孔附近的蜡质成分对气孔导度和胞间CO2浓度有显著影响，表明叶表皮蜡质在气孔调节过程中发挥了一定的作用。Karabourniotis等[94]通过荧光试验发现，保卫细胞的蓝色荧光强度明显大于扁平细胞，推测此现象可能与保卫细胞上所沉积的蜡质有关。一方面可能是由于保卫细胞上所积累的蜡质多于扁平细胞上的蜡质，另一方面可能是积累在保卫细胞周围的蜡质成分与扁平细胞上的蜡质成分不同。然而，覆盖于保卫细胞的蜡质是如何影响气孔的运动仍需进一步研究。

4 结语与展望

气孔和角质层是高等陆生植物在进化中形成的关键结构，周围不同的环境因子往往会影响到表皮气孔的发育及植物角质层蜡质的生物合成过程，调节气孔性和非气孔性水分散失，保证其体内的含水量，从而使植物适应各种环境变化。前期的研究大多集中在有关气孔和蜡质的生理响应方面[64，78，95-96]。随着研究的深入，人们利用模式植物突变体鉴定出了一些参与气孔发育和蜡质合成的转录因子，部分诠释了气孔发育和蜡质合成的途径[91，97-99]。而对有关气孔发育和蜡质合成响应不同非生物胁迫的研究仍然较少，尤其是关于胁迫信号是如何进入气孔发育和角质层蜡质合成调控网络等仍不清楚。另外，研究发现气孔与植物角质层蜡质密切相关，但有关角质层蜡质含量、结构或成分是如何影响气孔发育或运动的机制仍不清楚[70，91，94]。如今大多数相关研究均集中于拟南芥、水稻、玉米等模式植物和农作物，而一些盐生植物、旱生植物在长期演化过程中形成了特殊的适应机制，这为植物抗逆性研究以及农作物或经济作物的改良提供了丰富的基因资源。因此，今后有关气孔和角质层蜡质的深入研究可以从以下3个方面进行：①利用转录组、蛋白组、代谢组手段筛选并鉴定响应不同胁迫的关键基因、关键蛋白以及下游产物，可以为气孔发育和蜡质合成之间调控网络的构成提供证据;②今后通过构建突变体库，进行蜡质与气孔超微结构和功能的分析，建立和确定角质层蜡质与气孔之间的关系显得十分必要;③利用盐生、旱生植物进行基因挖掘可以为提高重要作物对非生物逆境的耐受性提供新的研究策略。

参考文献

[1] HOUGHTON J T.Scientific assessment of climate change：Summar of the IPCC working Group I report[C]∥JAGER J，FERGUSON H L.Climate change：Science，impacts and policy.Proceedings of the second world climate conference.Cambridge：Cambridge University Press，1991：243-246.

[2] IPCC.Climate change 2014：Synthesis report[R].2014：10-13.

[3] HASANUZZAMAN M，DAVIES N W，SHABALA L，et al.Residual transpiration as a component of salinity stress tolerance mechanism：A case study for barley[J].BMC Plant Biology，2017，17（1）：1-12.

[4] RAWSON H M，CLARKE J M.Nocturnal transpiration in wheat[J].Function plant biology，1988，15：397-406.

[5] PREMCHANDRA G S，SANEOKA H，FUJITA K，et al.Leaf water relations，osmotic adjustment，cell-membrane stability，epicuticular wax load and growth as affected by increasing water deficits in sorghum[J].Journal of experimental botany，1992，43：1569-1576.

[6] 張志飞，饶力群，向佐湘，等.高羊茅叶片表皮蜡质含量与其抗旱性的关系[J].西北植物学报，2007，27（7）：1417-1421.

[7] OLIVEIRA A F M，MEIRELLES S T，SALATINO A.Epicuticular waxes from caatinga and cerrado species and their efficiency against water loss[J].An Acad Bras Cienc，2003，75（4）：431-439.

[8] PILLITTERI L J，DONG J.Stomatal development in Arabidopsis[M]∥SOMERVILLE C R，MEYEROWITZ E M.The Arabidopsis book.Rockville，MD：American Society of Plant Biologists，2013：1-26.

[9] NADEAU J A，SACK F D.Stomatal development in Arabidopsis[M]∥SOMERVILLE C R，MEYEROWITZ E M.The Arabidopsis book.Rockville，MD：American Society of Plant Biologists，2002.

[10] BERGMANN D C，SACK F D.Stomatal development[J].Annual review of plant biology，2007，58：163-181.

[11] MACALISTER C A，OHASHI-ITO K，BERGMANN D C.Transcription factor control of asymmetric cell divisions that establish the stomatal lineage[J].Nature，2007，445：537-540.

[12] CASSON S，GRAY J E.Influence of environmental factors on stomatal development[J].New phytologist，2008，178（1）：9-23.

[35] 潘宝贵，王述彬，刘金兵，等.高温胁迫对不同辣椒品种苗期光合作用的影响[J].江苏农业学报，2006，22（2）：137-140.

[36] HU J，YANG Q Y，HUANG W.Effects of temperature on leaf hydraulic architecture of tobacco plants[J].Planta，2014，240（3）：489-496.

[37] LEVINE L H，RICHARDS J T，WHEELER R M.Super-elevated CO2 interferes with stomatal response to ABA and night closure in soybean（Glycine max）[J].Journal plant physiology，2009，166（9）：903-913.

[38] 李菲，劉亮，张浩，等.CO2浓度对大豆叶片气孔特征和气体交换参数的影响[J].作物学报，2018，44（8）：1212-1220.

[39] ENGINEER C B，HASHIMOTO-SUGIMOTO M，NEGI J，et al.CO2 sensing and CO2 regulation of stomatal conductance：Advances and open questions[J].Trends in plant science，2015，21（1）：16-30.

[40] WOODWARD F I.Stomatal numbers are sensitive to increases in CO2 from pre-industrial levels[J].Nature，1987，327：617-618.

[41] WOODWARD F I，KELLY C K.The influence of CO2 concentration on stomatal density[J].The new phytologist，1995，131（3）：311-317.

[42] RIVERA L，BARAZA E，ALCOVER J A，et al.Stomatal density and stomatal index of fossil Buxus from coprolites of extinct Myotragus balearicus Bate（Artiodactyla，Caprinae）as evidence of increased CO2 concentration during the late Holocene[J].Holocene，2014，24（7）：876-880.

[43] RODRIGUES W P，MARTINS M Q，FORTUNATO A S，et al.Long-term elevated air [CO2]  strengthens photosynthetic functioning and mitigates the impact of supra-optimal temperatures in tropical Coffea arabica and C.canephora species[J].Global change biology，2016，22（1）：415-431.

[44] 蔡志全，齐欣，曹坤芳.七种热带雨林树苗叶片气孔特征及其可塑性对不同光照强度的响应[J].应用生态学报，2004，15（2）：201-204.

[45] 戴凌峰.四种灌木树种的耐荫性研究[D].北京：北京林业大学，2007.

[46] ZHANG S R，MA K P，CHEN L Z.Tempo-spatial variations in stomatal conductance，aperture and density of Ligustrum sinense acclimated to different light environments[J].Acta botanica sinica，2002，44（10）：1225-1232.

[47] 王书伟，王巍，李海侠，等.保卫细胞的光合作用在光调节的气孔运动中的功能[J].植物生理学通讯，2010，46（5）：499-504.

[48] 何若天，吕成群.若干阔叶树树冠各层叶气孔密度及光照条件对气孔密度的影响[J].广西农业大学学报，1995，14（4）：311-316.

[49] 段瑞君，王爱东，陈国雄.植物角质层基因研究进展[J].植物学报，2017，52（5）：637-651.

[50] BERNARD A，JOUBS J.Arabidopsis cuticular waxes：Advances in synthesis，export and regulation[J].Progress in lipid research，2013，52（1）：110-129.

[51] SAMUELS L，KUNST L，JETTER R.Sealing plant surfaces：Cuticular wax formation by epidermal cells[J].Annual review of plant biology，2008，59：683-707.

[52] BARTHLOTT W，NEINHUIS C，CUTLER D，et al.Classification and terminology of plant epicuticular waxes[J].Botanical journal of the linnean society，1998，126（3）：237-260.

[53] 岑斌，王慧中.植物蠟质合成与分泌的研究进展[J].科技通报，2009，25（3）：265-270.

[54] LEE S B，SUH M C.Advances in the understanding of cuticular waxes in Arabidopsis thaliana and crop species[J].Plant cell reports，2015，34（4）：557-572.

[55] 戴双，郭军，徐文，等.蜡质组成形态及其合成调控对小麦抗旱性的影响[J].植物生理学报，2016，52（7）：979-988.

[56] KUNST L，SAMUELS A L.Biosynthesis and secretion of plant cuticular wax[J].Progress in lipid research，2003，42（1）：51-80.

[57] LI-BEISSON Y，SHORROSH B，BEISSON F，et al.Acyl-lipid metabolism[M]∥SOMERVILLE C R，MEYEROWITZ E M.The Arabidopsis book.Rockville，MD：American Society of Plant Biologists，2010.

[58] HAMILTON J A.Fatty acid transport：Difficult or easy？[J].Journal of lipid research，1998，39（3）：467-481.

[59] POLLARD M，BEISSON F，LI Y H，et al.Building lipid barriers：Biosynthesis of cutin and suberin[J].Trends in plant science，2008，13（5）：236-246.

[60] FRANKE R，SCHREIBER L.Suberin-A biopolyester forming apoplastic plant interfaces[J].Current opinion in plant biology，2007，10（3）：252-259.

[61] MCFARLANE H E，WATANABE Y，YANG W L，et al.Golgi- and trans-golgi network-mediated vesicle trafficking is required for wax secretion from epidermal cells[J].Plant physiology，2014，164（3）：1250-1260.

[62] KUNST L，SAMUELS L.Plant cuticles shine：Advances in wax biosynthesis and export[J].Current opinion in plant biology，2009，12（6）：721-727.

[63] ARONDEL V，VERGNOLLE C，CANTREL C，et al.Lipid transfer proteins are encoded by a small multigene family in Arabidopsis thaliana[J].Plant science，2000，157（1）：1-12.

[64] KOSMA D K，BOURDENX B，BERNARD A，et al.The impact of water deficiency on leaf cuticle lipids of Arabidopsis[J].Plant physiology，2009，151（4）：1918-1929.

[65] ISAACSON T，KOSMA D K，MATAS A J，et al.Cutin deficiency in the tomato fruit cuticle consistently affects resistance to microbial infection and biomechanical properties，but not transpirational water loss[J].The plant journal，2009，60（2）：363-377.

[66] CAMERON K D，TEECE M A，SMART L B.Increased accumulation of cuticular wax and expression of lipid transfer protein in response to periodic drying events in leaves of tree tobacco[J].Plant physiology，2006，140：176-183.

[67] FEBRERO A，FERNNDEZ S，MOLINA-CANO J L，et al.Yield，carbon isotope discrimination，canopy reflectance and cuticular conductance of barley isolines of differing glaucousness[J].Journal of experimental botany，1998，49：1575-1581.

[68] BI H H，KOVALCHUK N，LANGRIDGE P，et al.The impact of drought on wheat leaf cuticle properties[J].BMC Plant Biology，2017，17：85-98.

[69] ZHU X Y，XIONG L Z.Putative megaenzyme DWA1 plays essential roles in drought resistance by regulating stress-induced wax deposition in rice[J].Proceedings of the national academy of sciences，2013，110（44）：17790-17795.

[70] YANG J，ORDIZ M I，JAWORSKI J G，et al.Induced accumulation of cuticular waxes enhances drought tolerance in Arabidopsis by changes in development of stomata[J].Plant physiology and biochemistry，2011，49（12）：1448-1455.

[71] CHEN N M，SONG B，TANG S，et al.Overexpression of the ABC transporter gene TsABCG11 increases cuticle lipids and abiotic stress tolerance in Arabidopsis[J].Plant biotechnology reports，2018，12：303-313.

[72] MILLS D，ZHABG G F，BENZIONI A.Effect of different salts and of ABA on growth and mineral uptake in Jojoba shoots grown in vitro[J].Journal of plant physiology，2001，158（8）：1031-1039.

[73] FUJIWARA T，NAKAYAMA M，KIKUCHI S，et al.Applying NaCl to suppress succulent growth and acclimatize cabbage plug seedlings[J].Journal of the Japanese society for horticultural science，2002，71（6）：796-804.

[74] KOSMA D K，JENKS M A.Eco-physiological and molecular-genetic determinants of plant cuticle function in drought and salt stress tolerance[M]∥JENKS M A，HASEGAWA P M，JAIN S M.Advances in molecular breeding toward drought and salt tolerant crops.The Dordrecht：Netherlands Springer，2007.

[75] TISCHLER C R，BURSON B L.Evaluating different bahiagrass cytotypes for heat tolerance and leaf epicuticular wax content[J].Euphytica，1995，84：229-235.

[76] SALEM-FNAYOU A B，BOUAMAMA B，GHORBEL A，et al.Investigations on the leaf anatomy and ultrastructure of grapevine（Vitis vinifera）under heat stress[J].Microscopy research and technique，2011，74（8）：756-762.

[77] MAIER C G A，POST-BEITTENMILLER D.Epicuticular wax on leek in vitro developmental stages and seedlings under varied growth conditions[J].Plant science，1998，134（1）：53-67.

[78] HUGGINS T D，MOHAMMED S，SENGODON P，et al.Changes in leaf epicuticular wax load and its effect on leaf temperature and physiological traits in wheat cultivars（Triticum aestivum L.）exposed to high temperatures during anthesis[J].Journal of agronomy and crop science，2018，204（1）：49-61.

[79] TISCHLER C R，BURSON B L.Evaluating different bahiagrass cytotypes for heat tolerance and leaf epicuticular wax content[J].Euphytica，1995，84：229-235.

[80] AWIKA H O，HAYS D B，MULLET J E，et al.QTL mapping and loci dissection for leaf epicuticular wax load and canopy temperature depression and their association with QTL for staygreen in Sorghum bicolor under stress[J].Euphytica，2017，213：1-22.

[81] SNCHEZ F J，MANZANARES M，DE ANDRS E F，et al.Residual transpiration rate，epicuticular wax load and leaf colour of pea plants in drought conditions.Influence on harvest index and canopy temperature[J].European journal of agronomy，2001，15（1）：57-70.

[82] SOLOVCHENKO A，MERZLYAK M.Optical properties and contribution of cuticle to UV protection in plants：Experiments with apple fruit[J].Photochemical & photobiological sciences，2003，2：861-866.

[83] STEINMLLER D，TEVINI M.Action of ultraviolet radiation（UV-B）upon cuticular waxes in some crop plants[J].Planta，1985，164：557-564.

[84] JANSEN M A K，GABA V，GREENBERG B M.Higher plants and UV-B radiation：Balancing damage，repair and acclimation[J].Trends in plant science，1998，3（4）：131-135.

[85] FUKUDA S，SATOH A，KASAHARA H，et al.Effects of ultraviolet-B irradiation on the cuticular wax of cucumber（Cucumis sativus）cotyledons[J].Journal of plant research，2008，121（2）：179-189.

[86] SINGH S，DAS S，GEETA R.Role of cuticular wax in adaptation to abiotic stress：A molecular perspective[M]∥ZARGAR S M，ZARGAR M Y.Abiotic stress-mediated sensing and signaling in plants：An omics perspective.Singapore：Springer，2018.

[87] ZIV M.In vitro hardening and acclimatization of tissue culture plants[M]∥WITHERS L A，ALDERSON P G.Plant tissue culture and agricultural applications.London：Butterworths Publishers，1986：187-196.

[88] KOCH K，HARTMANN K D，SCHREIBER L，et al.Influences of air humidity during the cultivation of plants on wax chemical composition，morphology and leaf surface wettability[J].Environmental and experimental botany，2006，56（1）：1-9.

[89] ZEIGER E，STEBBINS G L.Developmental genetics in barley：A mutant for stomatal development[J].American journal of botany，1972，59（2）：143-148.

[90] GRAY J E，HOLROYD G H，VAN DER LEE F M，et al.The HIC signalling pathway links CO2 perception to stomatal development[J].Nature，2000，408：713-716.

[91] AHARONI A，DIXIT S，JETTER R，et al.The SHINE Clade of AP2 domain transcription factors activates wax biosynthesis，alters cuticle properties，and confers drought tolerance when overexpressed in Arabidopsis[J].The plant cell，2004，16：2463-2480.

[92] CHEN X B，GOODWIN S M，BOROFF V L，et al.Cloning and characterization of the WAX2 gene of Arabidopsis involved in cuticle membrane and wax production[J].The plant cell，2003，15（5）：1170-1185.

[93] BIRD S M，GRAY J E.Signals from the cuticle affect epidermal cell differentiation[J].New phytologist，2003，157（1）：9-23.

[94]KARABOURNIOTIS G，TZOBANOGLOU D，NIKOLOPOULOS D，et al.Epicuticular phenolics over guard cell：Exploitation for in situ stomatal counting by fluorescence microscopy and combined image analysis[J].Annals of botany，2001，87：631-639.

[95] LEI Z Y，HAN J M，YI X P，et al.Coordinated variation between veins and stomata in cotton and its relationship with water-use efficiency under drought stress[J].Photosynthetica，2018，56：1326-1335.

[96] HARUKI K，MIMI H S，KOH I，et al.Improved stomatal opening enhances photosynthetic rate and biomass production in fluctuating light[J].Journal of experimental botany，2020，71：2339-2350.

[97] WANG X C，GUAN Y Y，ZHANG D，et al.A β-ketoacyl-CoA synthase is involved in rice leaf cuticular wax synthesis and requires a CER2-LIKE protein as a cofactor[J].Plant physiology，2017，173：944-955.

[98] COMINELLI E，SALA T，CALVI D，et al.Over-expression of the Arabidopsis AtMYB41 gene alters cell expansion and leaf surface permeability[J].The plant journal，2008，53（1）：53-64.

[99] ZHU J L，PARK J H，LEE S，et al.Regulation of stomatal development by stomatal lineage miRNAs[J].PNAS，2020，117（11）：6237-6245.