成温玉，赵鸿远，权群学

（安康学院现代农业与生物科技学院，陕西 安康 725000）

猪腹泻病一直是困扰我国乃至世界养猪业的一大难题，对于引起仔猪腹泻病原体的研究更是一大热点。2007 年香港学者Dong 等在监测我国南方地区SARS（Severe acute respiratory syndrome）病毒流行情况时，通过宏基因组学技术在亚洲豹猫和中国白鼬獾的粪便中鉴定到一种新的冠状病毒[1]。随后Woo 等在对香港地区不同动物来源的样品开展冠状病毒监测时，又检测到7 种新的冠状病毒，其中就包括猪δ 冠状病毒（Porcine deltacoronavirus，PDCoV）[2]。美国俄亥俄州于2014 年1 月中旬首次在腹泻仔猪的粪便和小肠中检测到PDCoV 的感染，相继迅速蔓延到其他多个州，引起养猪业和兽医领域的关注并开展了一系列的疾病筛查工作，随后我国大陆也检测到该病原的存在[3-5]。目前该病已在美国、墨西哥、加拿大、泰国、越南、老挝、韩国、日本、中国台湾及中国大陆等地检出且呈现流行趋势[6-12]。与猪流行性腹泻病毒（Porcine epidemic diarrhea virus，PEDV）、猪传染性胃肠炎病毒（Transmissible gastroenteritis virus，TGEV）和猪轮状病毒（Porcine rotavirus，PoRV）相似，PDCoV 感染可引起猪呕吐、严重腹泻和脱水等症状，仔猪表现出较高的死亡率[13]。更重要的是，PDCoV 常与PEDV 存在共感染的情况，不仅加重了猪群的危害性，也给疾病的诊断和预防带来困难[14]。作为新发的传染性猪病，猪δ 冠状病毒病尚无商业化的疫苗和有效的治疗手段，加之其广泛的宿主嗜性，对食品安全和公共卫生也存在潜在的危害[15]。

1 猪δ 冠状病毒的生物学特性

1.1 理化特性 PDCoV 属于δ 冠状病毒属（Delta⁃coronavirus），在目前发现的几种δ 冠状病毒中，其最为常见且危害最大[6,14]。与PEDV 相似，PDCoV 表现出较强的环境抵抗力。研究显示，PDCoV 在50 ℃孵育60 min 或者60 ℃孵育30 min 才可被灭活；同时该病毒对酸较为敏感，在pH=3.0 的环境中，病毒容易失活；然而，PDCoV 对脂溶性溶剂（氯仿和乙醚）不敏感，无论是4.8%氯仿溶液还是20%乙醚溶液，对病毒的活性影响不显著[16]。有关PDCoV 在饲料原料各成分中存活情况的研究发现，病毒在豆粕中维持感染力长达56 d，在其他饲料原料中也会存活至少42 d[17]。而饲料中的盐、磷酸、柠檬酸和延胡索酸等添加剂有助于灭活饲料中存在的病毒粒子，但不能完全使病毒粒子失活[18]。同时这些添加剂在厂家提供的参考剂量下对PDCoV 不具杀灭活性，而当其剂量达到厂家提供参考剂量的二倍且储存10 d 以上时，才使得大部分病毒粒子失活[18]。因此这些研究表明，PDCoV 对外界环境具有较强的抵抗能力。

1.2 分离与培养特性 尽管2012 年就已证实PD⁃CoV 的存在，然而直到2014 年6 月才由美国俄亥俄州立大学Ma 等分离到病毒粒子[4]。国内首株PDCoV（NH 株）由哈尔滨兽医研究所冯力团队于2015 年分离获得[19]。PDCoV 的细胞嗜性广泛，能有效地感染猪睾丸细胞（ST）、猪肾上皮细胞（LLC-PK1）、猪肠上皮细胞（IPEC-J2 和IPI-2I）、猪肾细胞（PKFA 和PK15）、猪肾上皮细胞（SK6）、猪甲状腺细胞系（PD5）、鸡肝癌细胞（LMH）、鸡成纤维细胞（DF-1）、人肝癌细胞（Huh7）、人肺癌细胞（A549）、HeLa 细胞和人结直肠癌细胞（HRT-18）等细胞系以及鸡胚[15,20-21]，但只有ST 和LLC-PK1 是目前发现最佳的病毒分离和传代的细胞模型[22]。在分离和传代过程中，需在培养基中添加10 μg/mL 的胰酶、1%的胰腺酶或小肠内容物（SIC）才能保证细胞病变（Cytopathic effect，CPE）的产生。用腹泻猪的粪便、小肠内容物或者组织样品孵育这两种细胞后，细胞先是表现出变大、变圆和聚集，随后皱缩并脱落并出现凋亡性坏死[23]。尽管PDCoV 主要感染活体猪的肠细胞，但却对体外培养的小肠上皮细胞（IPECJ2）易感性差，Jung 等向IPEC-J2 接种在LLC-PK 细胞上适应后较高剂量的PDCoV 时，培养3 代后细胞才出现CPE，且在此过程中也需要往培养基中添加10 μg/mL 的胰酶[22]。上述在病毒分离培养时添加胰酶或SIC 表明胰酶在病原的生命周期中起到重要作用，而最近的研究也证实胰酶促进PDCoV 的侵入，胰酶激活PDCoV 棘突蛋白S，激发宿主细胞融合，从而促进病毒粒子依赖于细胞表面受体进入细胞内[24]。此外，PDCoV 还可依赖于内体中组织蛋白酶B 和L 的内吞途径侵入，但胰酶诱导的细胞膜表面侵入途径起到主要作用[24]。另外，近来以干细胞技术建立的肠小体（Enteroids）被认为是模拟猪的肠道结构和功能、研究肠道病原的理想模型，已在PEDV 的感染研究中得到证实[25]，但PDCoV 是否能成功感染有待研究。

从自然感染的样品中分离病毒时，第一代细胞不会出现CPE，一般传至第3 代时可出现局部的CPE，且随着代次的增加CPE 数增多，细胞出现病变的时间也逐渐缩短。Zhang 等在对一株PDCoV 连续传代时发现，感染细胞的病变最早出现在病毒接种后的8 h，并在20 h 后达到峰值[26]。有关病毒复制的研究显示，PDCoV 的一个复制周期需5 h～6 h[27]。起初，病毒粒子通过其表面的S 蛋白与细胞上的受体特异性结合，引起细胞膜的构象改变，以细胞内吞的形式进入到细胞质中，随后利用宿主细胞的复制系统以及病毒自身表达的蛋白完成复制[26-27]。

1.3 基因组结构及其功能 与其他冠状病毒科的成员相似，PDCoV 的基因组为单股正链RNA，由9 个开放阅读框（Open reading frame，ORF）以5'UTRORF1a-ORF1b-S-E-M-NS6-N-NS7（NS7a）-3'UTR 为顺序组成超过25 nt 的基因组，共编码15 个成熟的非结构蛋白（nsp2～nsp16）、4 个结构蛋白（棘突蛋S、包膜蛋白E、膜蛋白M 和核衣壳蛋白N）和3 个辅助蛋白（NS6、NS7 和NS7a）[14,26-28]（图1）。编码辅助蛋白NS6 的基因位于M 基因和N 基因之间，NS7基因位于N 基因内，而NS7a 基因则又是NS7 基因的一部分[27-28]。这些辅助蛋白对应的基因在不同种冠状病毒之间几乎没有同源性，具有种间特异性[29]。

图1 PDCoV 的基因组、基因和蛋白示意图Fig. 1 The genomes, genes and proteins of PDCoV

1.3.1 非结构蛋白 与其他冠状病毒相似，PDCoV 编码的非结构蛋白主要参与病毒RNA合成（表1）。然而越来越多的研究证实，部分非结构蛋白还参与宿主免疫应答调节功能。nsp5 是一种3C 样的蛋白酶，负责病毒多聚前体蛋白的成熟加工，属于冠状病毒的主蛋白酶[30-31]。除此之外，nsp5 被证实具有拮抗干扰素信号通路的能力，其通过靶向切割I 型干扰素（IFN-I）通路中的关键分子NEMO 和STAT2 破坏IFN-β 和ISGs 的产生，促进病毒逃逸宿主的免疫应答[30-31]。

表1 PDCoV 编码蛋白及其已知功能Table 1 The known functions of the PDCoV-encoded proteins

nsp9 是构成病毒复制复合体重要成员之一，属于核酸结合蛋白，能够结合ssDNA 和ssRNA，对于冠状病毒的复制至关重要[32]。其往往依赖于N 端的N-finger 和C 端的GXXXG 结构域形成多种形式的二聚体。这些二聚体增强了nsp9 核酸结合能力，使得病毒RNAs 在复制或转录过程中更加稳定，同时也保护病毒RNA 免受核酸酶的降解[32]。

非结构蛋白nsp15 作为一种古老的蛋白，是所有套式病毒目中（Nidovirus）均具有的一种高度保守的内切核糖核酸酶，主要参与病毒复制[33]。在PD⁃CoV 复制过程中，nsp15 以二聚体和单体的形式与nsp8 和nsp12 相互作用参与细胞内质网膜上病毒复制复合体的形成并完成病毒的复制过程。另外，nsp15 与PRRSV 的nsp11（二者为同源蛋白）一样，能够靶向抑制NF-κB 的激活，进而拮抗IFN-β 的产生[34]。鉴于nsp15 的普遍性和保守性，该蛋白可作为Nidovirus 疫苗设计的靶点[33]。其它关于PDCoV 的非结构蛋白尚未见报道，然而依据其在其他相关冠状病毒的功能研究可为PDCoV 研究提供借鉴。

1.3.2 结构蛋白 棘突蛋白S 属于I 型糖蛋白，包含S1 和S2 两个亚基且以三聚体的形式存在于病毒粒子表面，决定病毒的宿主范围和组织噬性[35]。S 蛋白主要通过与宿主受体蛋白（APN）结合调节病毒粒子侵入宿主细胞，其中S1 亚基依赖于C 端结构域（C-terminal domain，S1-CTD）和N 端结构域（N-ter⁃minal domain，S1-NTD）参与宿主受体的结合，而S2亚基则构成三聚体棘突蛋白的柄，参与病毒被膜与宿主细胞膜的融合[35]。S 基因的序列在不同属的冠状病毒中表现较大的差异，从而造成不同属的冠状病毒形成各自独特的血清型，因此，该基因常被用于冠状病毒进化分析[36]。此外，S 蛋白还具有免疫逃逸的功能，S1 亚基三聚体结构和糖基化位点能够逃避宿主免疫系统的监视[36]。

N 蛋白组成病毒的核衣壳，也参与病毒复制，主要定位于宿主细胞胞质和核仁[37]。病毒在组装过程中，N 蛋白包裹病毒的核酸并通过自缔合的方式形成核糖核蛋白复合体以帮助病毒组装，同时保护病毒核酸免受胞外物质的干扰[38]。N 蛋白在PDCoV逃避宿主免疫监视的过程中也发挥着重要的作用，通过干扰猪Riplet 蛋白抑制RIG-I 的激活，同时阻断RIG-I 对dsRNA 的识别，共同拮抗RIG-I 通路诱导的IFN-I 应答[39-40]。此外，研究者们在对其他冠状病毒N 蛋白的研究中发现，该蛋白还具有分子伴侣和调控细胞周期的功能[38]。Lee S 和Lee C 利用2D 电泳探究N 蛋白的功能时，检测到10 个宿主差异表达蛋白，其中包括GRP78 和HSC70，表明N 蛋白可能会诱导宿主内质网应激反应以及抑制细胞凋亡，然而PDCoV N 蛋白具体的功能还有待进一步探究[37]。包膜蛋白E 分子量较小，主要参与病毒包膜的形成、出芽、成熟以及转运。在病毒组装的过程中，E 蛋白可与膜蛋白M 形成复合体，协助M 蛋白组装进入到病毒的包膜内。有关E 和M 蛋白在病毒复制中的作用以及免疫调节的功能尚缺乏研究[14]。

1.3.3 辅助蛋白 起初，依据生物信息学的结果，仅推测到PDCoV 编码NS6 和NS7 两个辅助蛋白。而在Fang 等验证其筛选的NS7 单抗时，检测到PDCoV感染的细胞样品中存在一条12 ku 特异性蛋白条带，但在异位表达NS7 的细胞中不存在[29]。经试验分析和序列对比证实，该12 ku 大小的蛋白是一个新发现的辅助蛋白，不参与病毒粒子的构成，其所对应的基因位于NS7 基因3'端的内部[29]。进一步对比不同PDCoV 分离株NS7a 的序列发现，NS7a 在不同分离株之间存在个别氨基酸突变，而这一现象与不同毒株间的致病力是否存在联系尚未证实，同时NS7a 具体功能也缺乏研究[29]。NS6 属于病毒的早期蛋白，定位于胞质中内质网和高尔基体中，可能参与病毒粒子的组装。此外，NS6 能够与RNA 识别受体RIG-I/MDA5 相互作用降低受体与病毒dsRNA 的结合，从而抑制RLRs 介导的IFN-β 产生，发挥免疫抑制的功能[41]。Zhang 等利用反向遗传技术构建的NS6 缺失毒株表明，缺失NS6 后病毒在细胞和猪体内增殖能力降低且对猪的致病力减弱，因此可作为疫苗设计的靶点[42]。至于NS7 蛋白，病毒缺失后并不影响病毒复制也不影响病毒毒力，其具体的功能有待深入研究。

2 猪δ 冠状病毒的流行病学

2.1 易感动物 自从2007 年香港学者Dong 在野生亚洲豹猫和中国白鼬首次发现δ 冠状病毒以来，依次又在多种鸟类和猪的体内检测到δ 冠状病毒的存在[1-2]。因此，科学家们推测鸟类是δ 冠状病毒的最初宿主，PDCoV 是δ 冠状病毒在鸟类与哺乳动物之间宿主转换的结果[15,20]。对此有学者利用PDCoV 感染鸡和火鸡发现，SPF 鸡（94 日龄）和火鸡对PDCoV存在易感性[21,43]。PDCoV 不仅在鸡胚中可以连续传代，而且可引起鸡只轻微腹泻且能在粪便中检测到病毒核酸。同时在感染后17 d 于多个器官中检测到病毒核酸的存在，并且造成肺脏、肾脏以及肠组织轻度的病理损伤[21]。除了猪和鸡感染PDCoV 之外，牛也被证实能感染PDCoV，但感染具有局限性[44]。无菌犊牛感染高剂量的PDCoV 后，仅在一段时间内排毒，而不表现任何临床症状和病理变化。进一步利用间接免疫荧光证实，感染动物的肠细胞中存在PDCoV 的特异性抗原，表明牛对PDCoV 易感，但牛的肠道细胞尚未完全适应该病原[44]。因此，PDCoV这种既感染禽类又感染哺乳动物的能力，无疑具有潜在的公共安全问题。

2.2 传染源和传播途径 PDCoV 主要经口感染，与

病猪间的接触和气溶胶是猪群间水平传播的主要方式[45]。感染仔猪的粪便和呕吐物是该病的主要传染源，一些隐性感染的大龄猪也会引起其他猪群的感染。另外，被病毒污染的成品饲料、饲料原料、饮水以及运输工具都可成为疾病传播的重要途径[16-17]。尽管饲料中的一部原料和添加剂有杀灭病原菌的能力，但当其与其他原料成分混合后，这些原料的消毒能力会被稀释，而且PDCoV 具有较强的抵抗力。有关饲料添加剂（盐、糖、防腐剂、磷酸、柠檬酸和延胡索酸）对PDCoV 的灭活试验显示，病毒在含有这些添加剂的饲料中均可存活10 d以上，有的甚至长达35 d[17]。此外，有关感染猪的副产物饲料（肉骨粉、血粉和肠膜蛋白粉）更是病原传播最危险的途径[16-17]。据报道，在美国和加拿大PEDV 爆发的初期，一大批含有猪血浆蛋白粉的饲料被检出含有病毒核酸，并且这些受污染的饲料能够引起猪群的感染[46]。目前，虽无感染PDCoV 猪副产物饲料引发猪群发病的报道，但其危害性不容忽视。因此，在购买、调运或者引进猪只和饲料原料时，一定要做好病原检测，谨防病原传播。

2.3 流行情况 SARS 的发生促使人们关注冠状病毒，PDCoV 也因此被香港学者Woo 等于2012 年在猪的腹泻粪便中检测到，且阳性达10.1%（17/169）[2]。随后，美国俄亥俄州确认该病的存在，经基因序列对比分析发现，他们检测到的病毒基因组序列与2012 年香港确认的PDCoV 具有99%的序列相似性；因此他们推测美国的PDCoV 是由中国引入，而追溯性调查显示早在2010 年美国猪的血清样品中就存在PDCoV 的抗体[3-4,14]。此后的流行病学调查发现，全美21 个州超过540 个猪场都存在PDCoV 的感染，阳性率为25%[8]。加拿大也于2014 年6 月检测到该病原，但流行率较低，学者对安大略省2014～2016 年的调查显示，PDCoV 在猪群中的感染率为0.1%～1.1%[47]。此外，分子流行病学调查显示墨西哥也存在PDCoV 的感染，阳性率达9.6%（85/885），且高达54.1%的PDCoV 阳性样品存在与PEDV 共感染的现象[7]。这些数据表明PDCoV 在北美地区流行广泛，商品猪交易和地理相近可能是造成疫病流行的主要原因。亚洲（中国、韩国和日本）和东南亚（泰国、越南、老挝）国家PDCoV 的流行也较为普遍，自从2014 年韩国检测到PDCoV 的感染后，不断有猪群感染该病原的报道[9-12]。Jang 等检测了韩国2014 年～2016 年来自449 个猪场共计683 份腹泻样品，发现PDCoV 的感染率达19.03%，且其中有6.3%的样品混合感染了PEDV[48]。Suzuki 等对2013 年～2014 年日本的PDCoV 流行情况做了检测，发现阳性率达15.1%，且流行毒株的核苷酸序列与韩国和美国的流行株的相似性最高[12]。PDCoV 在我国流行广泛，已超过25 个省市自治区报道存在PDCoV 的流行。Zhang 等对2016 年～2018 年采集自我国18 省的猪腹泻病料的分子检测显示，PEDV 和PDCoV 的感染率分别为36.72%和13.07%，二者混合感染率为4.73%[49]。上述调查数据表明，PDCoV 不但单独感染猪只，而且与其它病原混合感染。相比PEDV，尽管PDCoV 感染率略低，引起猪群的危害较低，但与PEDV 及其它病原形成混合感染后既增加了诊断的难度，又使得防控变的更加复杂。

针对PDCoV 的遗传进化情况，刘怀东等对Gen⁃Bank 中收录的来源于中国、美国、日本、韩国、泰国、越南和老挝共计69 条PDCoV 全基因组进行系统进化分析，结果显示所有PDCoV 的基因序列表现出较高的序列同源性但具有明显的地域特征，聚类形成3 个大支，即美国/日本/韩国毒株为一支，越南/泰国/老挝毒株为一支以及中国毒株独立成为一支，而其中中国毒株又表现出基因多样性[50]。同样，在Zhang 等对GenBank 中收录的63 条PDCoV S 基因的序列分析发现，所有序列也具有较高的同源性且系统进化树形成3 个大支，与上述研究结果大体一致，只是有个别中国毒株出现较大的差异，如四川株（CHN/Sichuan/S27/2012）、湖北株（CHN-HB-2014）和江西株（CHN/CHJXN12/2015）在S 基因存在3 个核苷酸缺失；江苏淮安株（CH-HA1-2017 和CH-HA3-2017）在多个位点出现氨基酸替换，聚类在越南/泰国/老挝毒株支上[49]。因此，当前全球流行的PDCoV可能起源于同一毒株，但在流行过程中病毒基因逐渐发生变异，这些变异是否会影响病毒毒力并出现变异强毒株尚需密切追踪病毒的进化关系，探究其致病机制。

3 猪δ 冠状病毒的临床特征

PDCoV 引起的临床症状与PEDV、TGEV 和PoRV等病毒感染造成的临床症状极为相似，都以呕吐、严重腹泻和脱水为主要特征，且主要导致5 日龄～21日龄仔猪腹泻[12,14]。尽管PDCoV 引起的临床症状相对较轻，但无法从临床表现区分这几种疾病。发病之初，患病仔猪表现出轻微腹泻、厌食、低热；2 d～6 d 后出现持续性的水样腹泻、呕吐、脱水、厌食、虚弱和被毛粗乱等症状；部分仔猪因严重脱水而出现死亡[4,14]。临床剖检可见小肠胀气、充满黄色水样内容物、肠壁稀薄透亮、腹腔和胸腔积水以及偶伴胸腺萎缩等，对于未断奶仔猪可见小肠和胃内存在未消化的凝乳块[51]。PDCoV 可感染各年龄段的猪，但对仔猪的发病率和死亡率最高，尤其是哺乳期的仔猪。美国猪场的临床调查数据显示，部分猪场PDCoV 对哺乳仔猪的致死率达40%[14]；而我国的调查数据更高，Song 等发现个别猪场中PDCoV 对哺乳仔猪的致死率竟然超过80%[52]。育肥猪和母猪感染PDCoV 后多数情况下不表现出临床症状或仅出现短暂腹泻，因此在病原检测时容易被忽视，造成带毒母猪交叉感染仔猪的现象[44,52]。PDCoV 感染除了引起猪只发病，造成仔猪死亡外，对于猪群的生长发育也有一定的影响。作为溶细胞性病毒，PDCoV可引发小肠细胞坏死，造成猪只肠细胞吸收功能紊乱，影响猪群的生产性能。临床观察发现，自然感染该病的育肥猪会出现腹泻症状，导致猪只厌食、生长迟缓[53]；而Curry 等人工感染保育猪的研究证实，感染组的猪只在6 周内并未与对照组的猪在生长性能和组织沉积方面表现出差异[54]。上述PDCoV对不同年龄段猪在生长性能方面的影响差异可能取决于饲养环境和毒株等多方面因素，其对不同生长阶段猪的影响尚需深入研究。

PDCoV 感染猪的大小肠，空肠和回肠是病毒感染的主要肠段，支气管上皮细胞也有病毒抗原的存在[4,6]。与PEDV 和TGEV 类似，PDCoV 感染易引起肠细胞急性坏死使得小肠的绒毛出现明显萎缩，但不会造成小肠细胞的坏死[6,12]。病理组织观察可见胃小凹和小肠上皮细胞坏死、肠绒毛严重萎缩，肺部可见轻微的间质性炎症[4-6,12]。人工感染无菌仔猪24 h 后，即可在大、小肠和粪便中检测到高浓度的病毒RNA，而其他部位（肺脏、肝脏、肾脏、脾脏和血液）病毒核酸含量较低[6,14]。相比无菌仔猪，常规仔猪感染病毒24 h 后，仅在粪便中检测到低量的病毒核酸，到7 dpi 时病毒排泄量达到最大且至少能体内存在21 d[6,14,55]。针对病原分布的试验证实，在病毒感染的3 d～7 d，PDCoV 抗原主要集中在空肠和回肠的绒毛上皮细胞，其次是十二指肠和盲肠等组织的上皮细胞，偶见肠隐窝组织[6,14]。此外，在感染早期，肠道固有层、派氏结（Peyer’s patches）以及肠系淋巴结中也存在少数PDCoV 抗原阳性细胞；在感染后23 d～35 d，感染猪出现康复，同时停止排毒，但大量的病毒抗原阳性细胞仍然出现在上述组织[6,14]。因此，上述结果表明，尽管感染猪已经康复，但PDCoV 可能仍存在体内形成隐性感染。

4 小结与展望

PDCoV 作为新发的肠致病性冠状病毒，已在全世界多个国家广泛流行。尽管该病原较PEDV 的致死性相对较小，但其对仔猪的危害不容小视，同时其常与PEDV 及其它病毒混合感更是增加了对养猪业的危害。近年来，随着研究不断深入，已经对该病原的基因组结构、蛋白功能、培养特性、流行特征和致病性等方面有了一定的认识。然而仍有许多亟待解决的问题：（1）需建立高效的分离和培养技术。尽管PDCoV 具有广泛的细胞嗜性，但可用于分离培养的细胞系很少且条件较为苛刻，不利于疫苗的创制；（2）需弄清病毒的起源和传播机制。鉴于PDCoV 能够感染禽类、猪和牛等多种动物，其最初的起源及其在哺乳动物之间的跨种传播尚需深入研究，预测其潜在的公共卫生问题；（3）需深入认识蛋白功能、病原致病与免疫机理。尽管已经获得PDCoV 的基因组序列，但其蛋白功能的研究不足。同时缺少病原致病与免疫机理的研究，尤其病原逃避宿主免疫应答机制，关乎疾病的防控；（4）需开发疾病防控措施，包括PDCoV 的诊断试剂、商品化疫苗、抗病毒药物和监控机制。除此之外，我们对PDCoV 的生物学特性认识不足，尤其是病毒的生命周期，涉及病毒如何侵入、如何复制、如何组装等一系列事件。因此，加强PDCoV 的研究，完善人们对病原的认识，对于该病的预防和治疗至关重要。