周作强，丁晴晴，刘其根，王有基，胡梦红

上海海洋大学水产与生命学院，上海201306

近年来，盲目追求高密度养殖使得贝类生存环境恶化，进而引发扇贝［1-2］、九孔鲍(Haliotis diversicolor aquatilis)［3］、蛤蜊［4］和牡蛎［5］等高死亡率，从而导致经济贝类产量大幅下降。随着水体富营养化引发的一系列生态问题的出现，如有毒水华藻类，水体缺氧等［6-7］，水体富营养化受到各国学者的广泛关注。其中，与水体富营养化相伴出现的水体缺氧问题已被证实是导致我国烟台海域扇贝大规模死亡的主要原因［8］。Cheng等［9］的研究也表明，较低溶氧条件(低于2．05mg·L-1)会导致九孔鲍大量死亡。

水体溶氧是水生动物的重要限制因子之一［10］，大量研究表明，水体缺氧将影响到贝类的行为［11］、耗氧率［12-13］、新陈代谢［14-15］、存活率［16-17］和生长［18］，以及贝类的免疫应答［9］等诸多方面。长时间暴露在缺氧环境中将对贝类免疫系统及抗病能力造成严重损害，甚至导致贝类死亡［9，19-20］。

贝类属于无脊椎动物，其体内不具备特异性免疫系统，没有特异性免疫淋巴细胞、抗体、免疫球蛋白，也没有二次免疫过程，仅具有血细胞介导的较为完善的非特异免疫系统［21］。然而贝类可以通过一些异于脊椎动物的独特免疫机制来抵抗外界病原体的侵入，同时能够进行异己物质的识别［22-23］，贝类的这种免疫机制可以分为细胞免疫与体液免疫。本文概括了国内外有关缺氧胁迫对贝类免疫系统影响及其机理的研究进展，将为贝类养殖学以及病害学领域的深入研究提供基础理论依据。

1 缺氧对贝类细胞免疫的影响

1．1 缺氧对血细胞总数(THC)的影响

贝类血细胞涉及到吞噬作用、呼吸爆发、包囊作用、炎症反应以及伤口愈合等一系列免疫防御反应［24］。因此，血细胞在缺乏特异性免疫以及免疫记忆功能的双壳贝类防御系统中的作用至关重要［25-26］。病毒、污染物以及环境等胁迫因子不仅影响循环血细胞的数量，还影响其活力。当然，循环血细胞和非循环血细胞处于一个动态平衡中，循环血细胞的数量受血细胞在血淋巴与组织间的迁移以及细胞裂解或增值的双重影响［27］。

大量研究证实，贝类THC与水体溶氧浓度正相关。Chen等［28］的研究证实，栉孔扇贝(Chlamys farreri)THC会随溶氧浓度的降低而逐渐减少，并且在溶氧降至2．5 mg·L-1时下降46%，显著低于对照组。同样，在 2．05 mg·L-1溶氧条件下暴露 24 h，九孔鲍 THC 下降27%［9］。Yu 等［19］的研究也表明，缺氧会导致四角蛤蜊(M．veneriformis)THC水平的下降。Wang等［29］的研究证实，在3种不同盐度条件下缺氧组(1．5 mg·L-1)翡翠贻贝(Perna viridis)血淋巴中的THC始终低于正常溶氧组(6．0 mg·L-1)，该实验中THC的异变除以上所提到的血细胞溶解或扩散外，还可能与盐度导致血淋巴中自由水的渗透有关。THC的下降势必导致免疫功能退化［26］。血淋巴中THC的下降可能是血细胞快速向外周组织扩散所致，例如贝类在产卵期间会出现大量血细胞向生殖腺迁移现象［30-32］。现有的研究还不能确定缺氧是否会刺激血细胞的外渗。缺氧导致的THC减少是由血细胞裂解还是血细胞迁移引起还需深入研究。

Matozzoa等［30］指出，缺氧胁迫会导致鸡帘蛤(Chamelea gallina)的THC降低，但暴露于缺氧条件下24 h的处理组经过24 h的正常溶氧处理后，其THC可恢复到正常水平;而暴露于缺氧条件下48 h的处理组经过24 h的正常溶氧处理后，其THC仍显著低于正常水平。空气暴露(缺氧)被证实会导致四角蛤蜊THC显著下降，24 h空气暴露(由于贝类只能利用溶解于水中的氧气，因此空气暴露则表示处在一种完全无氧的状态)处理组在放回正常溶氧的海水24 h后，THC能完全恢复。但是48 h缺氧处理组在24 h复氧条件下暴露，THC只能得到部分恢复［19］。类似的情况也在鸡帘蛤［33］和翡翠贻贝［29，34］的实验中出现。可见短时间的空气暴露导致贝类THC的下降具有可恢复性，而随着暴露时间的延长(如超过48 h)，这种可恢复性会逐渐减弱，甚至出现死亡现象。

1．2 缺氧对吞噬作用的影响

贝类的细胞免疫主要通过吞噬作用完成，吞噬作用在控制和杀灭入侵异物上起到了关键作用［27，35-36］。血细胞吞噬作用过程主要包括:识别趋化、粘附、内吞和杀灭消化4个阶段。研究表明，在2．05 mg·L-1溶氧条件下暴露 24 h 以及 3．57 mg·L-1溶氧条件下处理12 h均会导致九孔鲍吞噬活性的显著下降［9］。Wang 等［29］的研究结果表明，缺氧组(1．5 mg·L-1)翡翠贻贝在不同盐度条件下均低于正常溶氧组(6．0 mg·L-1)。当四角蛤蜊［19］暴露在缺氧环境中超过24 h后其吞噬活性也会降低。在贻贝中［37］，这种下降趋势明显来得更快，只需暴露于缺氧条件下30 min，其细胞吞噬活性就显著下降。

Pampanin等［33］的研究表明，鸡帘蛤的吞噬活性在缺氧条件下暴露1 d后会出现下降，并且这种下降至少需要3 d时间才能完全恢复。鸡帘蛤的吞噬活性在2个缺氧处理组(暴露时间分别为24和48 h)中均出现显著下降，而24 h复氧处理后24 h缺氧处理组吞噬活性稍高于对照组，但48 h缺氧处理组并未表现出恢复的迹象［33］。缺氧将导致四角蛤蜊吞噬效率显著下降。24 h空气暴露处理组在放回海水中24 h后几乎能完全恢复。但是48 h缺氧处理组经24 h复氧后，只有THC和酚氧化酶(PO)水平得到部分恢复［19］。Wang等［34］的研究也表明，在20°C 条件下，相对于正常溶氧组(6．0mg·L-1)，缺氧组(1．5mg·L-1)翡翠贻贝血细胞的吞噬效率显著降低，然而转移到正常溶氧24 h后，这种降低可以完全恢复。

虽然导致吞噬作用衰退现象的机理还不是很清楚，但能够肯定的是缺氧确实影响了贝类的吞噬能力，并且这种衰退恢复较慢，恢复能力随着缺氧暴露时间的延长而减弱。

1．3 缺氧对活性氧(ROS)含量的影响

血细胞中的颗粒细胞在环境胁迫、微生物或异物刺激下会出现呼吸爆发，伴随大量的胞毒活性氧产生，例如超氧阴离子(·O2-)、过氧化氢(H2O2)、单线态氧、羟自由基、硝酸盐超氧化物阴离子和超卤化物等。这些活性氧可造成细胞的膜损伤，DNA断裂，酶抑制和氨基酸氧化等毒性效应［38］。虽然活性氧具有极强的杀毒灭菌能力，但过多的活性氧会导致生物氧化应激，使细胞损害、突变、死亡，免疫功能下降等［39-40］。

缺氧胁迫对贝类细胞活性氧含量的影响是正面还是负面还存在一定争议［9，41-42］。Cheng 等［9］发现，在2．05mg·L-1溶氧条件下暴露24 h会导致台湾九孔鲍细胞中ROS含量下降。Yu等［19］的研究结果也证实，缺氧会导致四角蛤蜊细胞中ROS含量显著下降。类似的结果也出现在翡翠贻贝的缺氧实验中［34］。然而，也有研究表明，急性缺氧胁迫会使扇贝血细胞ROS含量出现升高的现象，例如扇贝在25℃空气暴露2 h或者17℃下空气暴露24 h时，其细胞中ROS含量显著上升，在5°C条件下缺氧处理组经24 h恢复后扇贝的ROS含量显著高于其恢复之前含量甚至比最初水平还要高［43］。Wang等［34］的研究表明，翡翠贻贝在30°C 下缺氧(1．5 mg·L-1)处理24 h，其血细胞中 ROS 含量显著高于正常溶氧组(6．0mg·L-1)。

尽管上述文献表明，缺氧会影响贝类细胞中ROS的产生，但其影响机制尚不明确。Lacoste等［44］报道，牡蛎(Crassotrea gigas)的免疫应答由血淋巴中去甲肾上腺素(软体动物主要的儿茶酚胺类物质)的释放来调节。去甲肾上腺素的释放，不仅对一系列的细胞免疫应答有抑制效果还能明显减少ROS的产生。Yu等［19］关于四角蛤蜊缺氧胁迫对其免疫应答影响的实验，虽然没有测定去甲肾上腺素的含量，但仍可以依据实验结果推测，缺氧胁迫引发的去甲肾上腺素的释放可能导致ROS产量的下降并伴随着超氧化物歧化酶(SOD)活性的下降。

2 缺氧对贝类体液免疫因子的影响

体液免疫和细胞免疫是贝类免疫机制的两个方面。体液免疫作为贝类的重要免疫防御手段，是依靠血清中的一些非特异性酶和调节因子来进行。目前已确定的体液免疫因子主要包括溶酶体酶、抗氧化物酶、抗氧化因子、酚氧化酶、髓性过氧化物酶(MPO)、凝集素、调理素、抗菌肽、应激蛋白和细胞因子类似物等［39］，其中溶酶体酶和抗氧化防御系统在免疫防御中起着至关重要的作用。大多数体液免疫因子是由贝类血细胞产生并分泌到血淋巴中发挥防御功能的，由此可见体液免疫和细胞免疫是相互联系，协同作用的。

2．1 缺氧对贝类溶酶体酶类的影响

溶酶体酶类主要来源于血细胞和血淋巴，由血细胞的溶酶体与质膜融合后分泌到胞外。贝类溶酶体酶主要包括溶菌酶(LSZ)、酸性磷酸酶(ACP)、碱性磷酸酶(ALP)等。

2．1．1 缺氧对溶菌酶(LSZ)的影响

LSZ是几种革兰氏阳性和阴性菌的主要杀菌剂［29，45］。LSZ在吞噬作用过程中，由贝类的血细胞合成并分泌到血淋巴中［46］。LSZ是贝类非特异性免疫的重要组成部分。由于溶酶体中的蛋白酶、氨肽酶、脂肪酶、葡萄糖苷酶等还能消化蛋白质、脂肪和糖类，使得溶酶体兼有防御和消化的双重功能［39］。因此LSZ活性可作为评价贝类健康状况以及防御系统活力的一个重要指标［47］。

有研究表明，在缺氧胁迫下硬壳蛤的LSZ活性表现出下降趋势［48］。Wang等［29］也发现，暴露于缺氧条件下(24、48和72 h)会导致翡翠贻贝LSZ活性的降低，但只有暴露于缺氧条件下24 h的翡翠贻贝能恢复LSZ的活性。河蚬不同溶氧梯度胁迫实验表明，在第7天时，各组的LSZ活性均升高，而富氧组(11．0 mg·L-1)的LSZ活性最高，显著高于对照组(8．0 mg·L-1)和低氧组(2．0 mg·L-1)。随着胁迫时间的延长，各组LSZ活性均降低;到第21天时，3个组的LSZ活性均低于实验前的水平。富氧组和低氧组在应激下的溶菌酶活性均高于对照组，富氧组的LSZ活性始终高于低氧组的水平，这可能与水体中各种微生物的生长变化有关［49］。在翡翠贻贝的实验中，发现缺氧组(1．5 mg·L-1)LSZ活性显著低于正常溶氧组(6．0mg·L-1)［34］。

翡翠贻贝24和48 h缺氧处理后，血细胞裂解产物中与脱细胞血淋巴中的溶菌酶活性均出现显著下降［29］。经24 h复氧后，血细胞裂解产物中的溶菌酶活性仍然显著低于对照组和缺氧组，而血清中的溶菌酶活性显著高于对照组。相反，48 h缺氧处理组，虽然经24h的恢复处理，但LSZ活性仍然都显著低于对照组［29］。

2．1．2 缺氧对磷酸酶的影响

酸性磷酸酶(ACP)作为溶酶体的标志性酶，在免疫反应中起到杀灭和消化病原微生物的作用。碱性磷酸酶(ALP)属于多功能酶，参与贝类免疫反应，并在免疫反应中与超氧化物歧化酶和酸性磷酸酶具有紧密的联系［50-51］。在较低溶氧水平(4．5和2．5 mg·L-1)条件下，7d内，栉孔扇贝ACP活性没有显著变化，之后出现下降，直至显著低于正常水平［28］。在感染病原菌的实验中，发现淡水光滑双脐螺(Biomphalariaglabrata)血清中的 ACP水平有所上升［52］。只有在2．5mg·L-1溶氧条件下处理12h，栉孔扇贝ALP活性才出现显著更高的水平，而其他不同氧溶度处理以及不同的取样时间的ALP活性都在小范围内波动［28］。大量研究表明，在贝类免疫应答中SOD、ACP和ALP是紧密相关的［50-51］。因此，可通过检测THC、SOD活性、ACP活性和ALP活性来监控贝类在不同氧溶度梯度下的免疫应答。

2．2 缺氧对贝类抗氧化防御系统的影响

抗氧化防御系统主要由酶抗氧化物酶和抗氧化物因子两部分构成，在抗氧化防御过程中两者相互联系，协同作用。抗氧化物酶主要有超氧化物歧化酶(SOD)、谷胱甘肽过氧化物酶(GSH-Px)、过氧化氢酶(CAT)、谷胱甘肽转移酶(GST)和酚氧化酶(PO)等［9］。抗氧化物因子主要包括谷胱甘肽(GSH)、维生素A、维生素C、维生素E、β—胡萝卜素和尿酸等。

2．2．1 缺氧对 SOD 的影响

在免疫应答中，SOD作为消除自由基团的主要酶，对于减少宿主细胞的氧化损伤是必不可少的［53-54］。胡晓等［55］对背角无齿蚌(Anodontawoodiana)和三角帆蚌(Hyriopsiscumingii)血淋巴SOD的研究显示，活性氧可能在河蚌的正常生命活动中发挥重要功能，而SOD则是一切需氧有机体清除

O-2·，保护机体免受氧化伤害的关键酶，其活性与生物的免疫功能密切相关。

Chen 等［28］指出，在较高氧溶度水平(8．5 或 6．5mg·L-1)条件下，栉孔扇贝SOD活性在整个实验过程中都维持的相当稳定。而在较低溶氧水平(4．5或2．5mg·L-1)，其 SOD活性呈现出峰形变化趋势，12h前呈显著上升趋势，之后出现显著下降，直至正常水平以下。Santovito等［56］报道称，低溶氧会降低地中海贻贝消化腺中SOD的活性。河蚬的溶氧梯度实验也符合这一规律［49］。

2．2．2 缺氧对GPx的影响

贝类GPx主要存在于鳃组织中。由于GPx更倾向于除去SOD歧化·O2-产生的H2O2，故在不同溶氧梯度下贝类鳃中GPx活性与SOD活性紧密相关［56］。但是这2种抗氧化物酶在消化腺中含量较少，故不存在相关性［56］。许友卿等［57］发现，在缺氧条件下，8h后皱纹盘鲍SeGPx基因的表达量是正常情况下的16．8倍，这可能与缺氧导致的ROS含量增加有关。

2．2．3 缺氧对CAT的影响

与SOD以及GPx不同，CAT参与去除食物消化过程中产生的H2O2，因此消化腺CAT含量高于鳃组织中的CAT含量。CAT活性与SOD活性存在一定的相关性［56］。例如，在对皱纹盘鲍CAT的研究中，缺氧处理2h后皱纹盘鲍CAT基因表达量出现少量上升，之后又缓慢减少，这一变化趋势与SOD的基因表达量的变化趋势相吻合［57］。

2．2．4 缺氧对酚氧化酶(PO)的影响

PO是一种具有氧化活力的铜蛋白酶，作为酶类氧化蛋白酶之一，在贝类的防御系统中扮演着重要的角色。当机体受到损伤时，作为贝类一系列免疫防御因子级联反应的最后一个组件—PO将由免疫感受态血细胞释放到血淋巴中［58］。在开放式的贝类循环系统中，能及时反应、识别异物并通过防卫机制阻止伤口异物的入侵，防止血液流失等［59］。四角蛤蜊在缺氧条件下表现出较低的PO活性，表明在缺氧环境中四角蛤蜊的免疫功能减退，此时其将变得更容易被病原菌感染［19］。台湾九孔鲍PO活性在3．57和2．05mg·L-1溶氧条件下出现显著升高，分别升高 38% 和 69%［9］。Moullac等［60］推测这可能与PrPO系统等离子体抑制剂数量的减少有关。

3结语

综上所述，在缺氧条件下THC的下降往往伴随着吞噬活性以及ROS含量的下降［19］。吞噬作用涉及到呼吸爆发过程所伴随的活性氧的产生;呼吸爆发中活性氧的产生水平又取决于血淋巴中的循环血细胞含量，反过来活性氧含量又会影响血细胞的存活率。由此推测，在缺氧胁迫下贝类细胞免疫系统中血细胞总数、吞噬活性以及呼吸爆发的异变都是联动的，且都呈现出下降的趋势。体液免疫中SOD活性受呼吸爆发伴随的ROS的产生所诱导，在缺氧胁迫早期阶段SOD活性会有所上升［29，48］，而随着呼吸爆发的减弱以及循环血细胞总数的下降SOD活性也会迅速下降，在这个过程中贝类鳃组织中的CAT和GSH-Px活性几乎与SOD活性保持一致步调［61］。缺氧环境中溶菌酶活性的降低直接影响吞噬效率，而溶菌酶又由循环血细胞分泌产生。因此，缺氧胁迫对贝类体液免疫系统的负面影响与细胞免疫系统的基本保持一致。因此，缺氧胁迫将导致贝类免疫系统的衰退，大量文献显示，24 h(临界点)以内缺氧胁迫对贝类免疫系统的负面影响是可逆的，即这种强度的缺氧胁迫在贝类免疫系统的承受范围之内，当暴露于缺氧环境超过一定时间，缺氧胁迫就可能对贝类细胞免疫系统造成不可逆损伤，甚至导致贝类的死亡［19，29，43］。

近年来，由于我国贝类尤其是淡水珍珠蚌养殖规模的迅速扩大，导致水体严重富营养化，水华频发，致使水体中贝类急性缺氧。因此，研究贝类在缺氧环境下免疫功能的变化具有重要的生产实践意义。目前，有关缺氧对贝类免疫系统影响的研究尚有报道，但是与其他环境因子共同影响贝类的交互作用的研究还很少，而有毒物质例如水华藻类爆发所产生的生物毒素——微囊藻毒素与缺氧交互作用对贝类的研究还属空白。然而在实际生产中往往又是多因素胁迫共同存在，其间的关系或者协同或者拮抗也可能相互独立。因此，研究多因素对贝类免疫功能的影响应该成为今后贝类毒理生理学的主要研究方向。

［1］ Yu R，Wang R，Tian C，et al．Discussion on the high mortality and its prevention in scallop，Chlamys farreri［J］．Transactions of Oceanology and Limnology，1998，71(3):69-72

［2］ Zhang J．Reasons of themortality and its prevention in scallops，Chlamys farreri［J］．Fisheries Science，1999，18(1):44-46

［3］ Lee K，Liu P，Chen C，et al．The implication of ambient temperature with outbreak of vibriosis in cultured small abalone Haliotis diversicolor supertexta(Lischke)［J］．Journal of Thermal Biology，2001，26(6):585-587

［4］ Ministry of Land，Transport and Maritime Affairs(MLTM)．Statistics and Annual Report［R］．Seoul:The South Korean Government，2007

［5］ Malham K，Cotter E，O＇Keeffe S．Summer mortality of the pacific oyster，Crassostrea gigas，in the Irish Sea:The influence of temperature and nutrients on health and survival［J］．Aquaculture，2009，287(1-2):128-138

［6］ Karim M R，Sekine M，Ukita M．Simulation of eutrophication and associated occurrence of hypoxic and anoxic condition in a coastal bay in Japan［J］．Marine Pollution Bulletin，2002，45(1-12):280-285

［7］ Aguiar M C V，Neto A B J，Rangel M C．Eutrophication and hypoxia in four streams discharging in Guanabara Bay，RJ，Brazil，a case study［J］．Marine Pollution Bulletin，2011，62(8):1915-1919

［8］ Wu Y，Zhou C，Zhang Y，et al．Evolution and caused of formation of Gymnodinium sanguineum bloom in Yantai Sishili Bay［J］．Journal of Oceanography and Limnology，2001，32(2):159-167

［9］ Cheng W，Liu C，Cheng S，et al．Effect of dissolved oxygen on the acid-base balance and ion concentration of Taiwan abalone Halioti sdiversicolor supertexta［J］．Aquaculture，2004，231(1-4):573-586

［10］ Thursby G．Cape Cod to Cape Hatteras［M］．Washington DC:U SEnvironmental Protection Agency，2000:2-29

［11］ Tallqvist M．Burrowing behaviour of the Baltic clam Macoma balthica:Effects of sediment type，hypoxia and predator presence［J］．Marine Ecology Progress Series，2001，212:183-191

［12］ Harris O，Maguire B，Edwards J，et al．Low dissolved oxygen reduces growth rate and oxygen consumption rate of juvenile greenlip abalone，Haliotis laevigata donovan［J］．Aquaculture，1999，174(3-4):265-278

［13］ De Zwaan A，Cortesi P，van den Thillart G，et al．Marine Coastal Eutrophication［M］．Amsterdam:Elsevier，1992:1029-1039

［14］ Willson L，Burnett E．Whole animal and gill tissue oxygen uptake in the Eastern oyster，Crassostrea virginica:Effects of hypoxia，hypercapnia，air exposure，and infection with the protozoan parasite Perkinsus marinus［J］．Journal of ExperimentalMarine Biology and Ecology，2000，246(2):223-240

［15］ Churchill A，Storey B．Metabolic responses to freezing and anoxia by the periwinkle Littorina littorea ［J］．Journal of Thermal Biology，1996，21(1):57-63

［16］ Sagasti A，Schaffner C，Duffy E．Effects of periodic hypoxia onmortality，feeding and predation in an estuarine epifaunal community［J］．Journal of Experimental Marine Biology and Ecology，2001，258(2):157-183

［17］ Baker SM，Mann R．Effects of hypoxia and anoxia on larval settlement，juvenile growth，and juvenile survival of the oysters Crassostrea virginica［J］．Biological Bulletin，1992，182(2):265-269

［18］ 顾孝连，徐兆礼．河口及近岸海域低氧环境对水生动物的影响［J］．海洋渔业，2009，31(4):426-437 Gu X L，Xu Z L．A review on the effects of hypoxia on aquatic animals in estuaries ［J］．Marine Fisheries，2009，31(4):426-437(in Chinese)

［19］ Yu JH，Choi M C，Park K I，et al．Effects of anoxia on immune functions in the surf clam Mactra veneriformis［J］．Zoological Studies，2009，49(1):94-101

［20］ Vosloo A，Laas A，Vosloo D．Differential responses of juvenile and adult South African abalone(Haliotismidae Linnaeus)to low and high oxygen levels［J］．Comparative Biochemistry and Physiology Part A:Molecular＆ Integrative Physiology，2013，164(1):192-199

［21］ Bayne C J．Molluscan Immunobiology［M］//Saleuddin A SM，Wibur K M．The Mollusca 5，Physiology，Part 2．New York:Academic Press，1983:407-486

［22］ Kuchel P，Raftos A，Birch D，et al．Haemocyte morphology and function in the Akoya pearl oyster，Pinctada imbricate［J］．Journal of Invertebrate Pathology，2010，105(1):36-48

［23］ ChengW，Liu C，Hsu J，et al．Effect of hypoxia on the immune response of giant freshwater prawn Macrobrachium rosenbergii and its susceptibility to pathogen Enterococcus［J］．Fish ＆ Shellfish Immunology，2002，13(5):351-365

［24］ Volety K，Oliver M，Genthner J，et al．A rapid tetrazolium dye reduction assay to assess the bactericidalactivity of oyster(Crassostres virginica)haemocytes against Vibrio parahamolyticus［J］．Aquaculture，1999，172(1):205-222

［25］ Coles A，Farley R，Pipe K．Alteration of the immune response of the commonmarinemusselMytilus edulis resulting from exposure to cadmium ［J］．Diseases of A-quatic Organisms，1995，22(1):59-65

［26］ Ordása M C，Ordásb A，Belosoa C，et al．Immune parameters in carpet shell clams naturally infected with Perkinsus atlanticus［J］．Fish＆ Shellfish Immunology，2000，10(7):597-609

［27］ Pipe K，Coles A．Environmental contaminants influencing immune function in marine bivalve mollusks［J］．Fish＆ Shellfish Immunology，1995，5(8):581-595

［28］ Chen J，Mai K，Ma H，et al．Effects of dissolved oxygen on survival and immune responses of scallop(Chlamys farreri Jones et Preston)［J］．Fish＆ Shellfish Immunology，2007，22(3):272-281

［29］ Wang Y J，Hu M H，Cheung SG，et al．Immune parameter changes of hemocytes in green-lippedmussel Perna viridis exposure to hypoxia and hyposalinity ［J］．Aquaculture，2012，356-357:22-29

［30］ Matozzoa V，Monarib M，Foschib J，et al．Exposure to anoxia of the clam Chamelea gallina:I．Effects on immune response［J］．Journal of ExperimentalMarine Biology and Ecology，2005，325(2):163-174

［31］ Suresh K，Mohandas A．Effect of sublethal concentrations of copper on haemocyte number in bivalves［J］．Journal of Invertebrate Pathology，1990，55(3):325-331

［32］ Matozzo V，Da Ros L，Ballarin L，et al．Functional response of haemocytes in the clam Tapes philippinarum from the Lagoon of Venice:Fishing impact and seasonal variations［J］．Canadian Journal of Fisheries and A-quatic Sciences，2003，60(8):949-958

［33］ Pampanin M，Ballarin L，Carotenuto L，etal．Air exposure and functionality of Chamelea gallina haemocytes:Effects on haematocrite，adhesion，phagocytosis and enzyme contents［J］．Comparative Biochemistry and Physiology Part A，2002，131(1):605-614

［34］ Wang Y J，Hu M H，Shin P K S，et al．Immune responses to combined effect of hypoxia and high temperature in the green-lippedmussel Perna viridis［J］．Marine Pollution Bulletin，2011，63(5):201-208

［35］ Cheng T，Sullivan J．Effects of heavymetals on phagocytosis by molluscan hemocytes［J］．Marine Environmental Research，1984，14(1):305-315

［36］ Ratcliffe N A，Rowley A F，Fitzgerald SW，etal．Invertebrate immunity:Basic concepts and recent advances［J］．International Review of Cytology，1985，97(1):183-350

［37］ Malagoli D，Casarini L，Sacchi S，et al．Stress and immune response in themusselMytilus galloprovincialis［J］．Fish and Shellfish Immunology，2007，23(1):171-177

［38］ Anderson S，Paynter T，Burreson M．Increased reactive oxygen intermediate production by hemocytes withdrawn from Crassostrea virginica infected with Perkinsusmarinus［J］．The Biological Bulletin，1992，183(3):476-481

［39］ 杜丽，张巍，陆逵，等．贝类免疫机制研究进展［J］．动物医学进展，2008，29(3):77-81 Du L，ZhangW，Lu K，et al．Progress on immunological mechanism in mollusks［J］．Progress in Veterinary Medicine，2008，29(3):77-81(in Chinese)

［40］ Green T J，Dixon T J，Devic E，et al．Differential expression of genes encoding anti-oxidant enzymes in Sydney rock oysters，Saccostrea glomerata(Gould)selected for disease resistance［J］．Fish＆ Shellfish Immunology，2009，26(5):799-810

［41］ Zelko N，Folz J．Extracellular superoxide dismutase functions as a major repressor of hypoxia-induced erythropoietin gene expression ［J］．Endocrinolology，2005，146(1):332-340

［42］ Boyd N，Burnett E．Reactive oxygen intermediate production by oyster hemocytes exposed to hypoxia［J］．The Journal of Experimental Biology，1999，202(22):3135-3143

［43］ Chen M，Yang H，Delaporte M，et al．Immune responses of the scallop Chlamys farreri after air exposure to different temperatures［J］．Journal of ExperimentalMarine Biology and Ecology，2007，345(1):52-60

［44］ Lacoste A，Malham SK，Cueff A，et al．Noradrenaline mondulates hemocyte reactive oxygen species production via beta-adrenergic receptors in the oyster Crassostrea gigas［J］．Developmental＆ Comparative Immunology，2001，25(4):285-289

［45］ Monari M，Matozzo V，Foschi J，et al．Effects of high temperature on functional responses of haemoyctes in the clam，Chamelea gallina［J］．Fish and Shellfish Immunology，2007，22(1):98-114

［46］ Cheng T C，Rodrick G E，Foley D A，et al．Release of lysozyme from hemolymph cells of Mercenariamercenaria during phagocytosis［J］．Journal of Invertebrate Pathology，1975，25(2):261-265

［47］ Chu F，La J．Effect of environmental factors and parasitism on hemolymph lysozyme and protein of American oysters(Crassostrea virginica)［J］．Journal of Invertebrate Pathology，1989，54(2):224-232

［48］ Hawkins E，Brooks D，Brooks S．The effect of tidal exposure on aspects ofmetabolic and immunological activity in the hard calm Mercenaria mercenaria(Lineaeus)［J］．Comparative Biochemistry and Physiology Part A，1993，140(2):225-228

［49］ 徐钢春，顾若波，闻海波，等．环境胁迫对河蚬溶菌酶和超氧化物歧化酶活性的影响［J］．安徽农业大学学报，2007，34(1):74-78 Xu G C，Gu RB，Wen HB，et al．Effects of environmental stress on lysozyme and superoxide dismutase of Corbiculafluminea(Müller)［J］．Journal of Anhui Agricultural University，2007，34(1):74-78(in Chinese)

［50］ Liu S L，Jiang X L，Hu X K，etal．Effects of temperature on non-specific immune parameters in two scallop species:Argopecten irradians(Lamarck 1819)and Chlamys farreri(Jones＆ Preston 1904)［J］．Aquaculture Research，2004，35(7):678-682

［51］ Mu H，Jiang X，Liu S，et al．Effects of immunopolysaccharide on the activities of acid phosphatase，alkaline phosphatase and superoxide dismutase in Chlamys farreri［J］．Journal of Ocean University of Qingdao，1999，29(3):463-468

［52］ Cheng C，Dougherty J．Ultrastructural evidence for the destruction of Schistosomamansoni sporocysts associated with elevated lysosomal enzyme levels in Biomphalaria glabrata［J］．Journal of Parasitology，1989，75(6):928-941

［53］ Zhang Z，Shao M，Kang K．Changes of enzyme activity and hematopoiesis in Chinese prawn Fenneropenaeus chinensis(Osbeck)induced bywhite spot syndrome virus and zymosan［J］．Aquaculture Research，2005，36(7):674-681

［54］ Campa-CórdovaáI，Hernández-Saavedra Y，Ascencio F．Superoxide dismutase as modulator of immune function in American white shrimp(Litopenaeus vannamei)［J］．Comparative Biochemistry and Physiology Part C，2002，133(4):557-565

［55］ 胡晓，张洪渊，刘克武．背角无齿蚌和三角帆蚌血淋巴超氧化物歧化酶的初步研究［J］．四川大学学报:自然科学版，1999，36(1):178-180 Hu X，Zhang H Y，Zhang K W．Preliminary studies of sod activities in the haemolymph of Anodonta woodiana Heude and Hyriopsis cumingee Lea［J］．Journal of Sichuan University:Natural Science Edition，1999，36(1):178-180(in Chinese)

［56］ Santovito G，Piccinni E，Cassini A，et al．Antioxidant responses of the Mediterranean mussel，Mytilus galloprovincialis，to environmental variability of dissolved oxygen［J］．Comparative Biochemistry and Physiology Part C，2005，140(3):321-329

［57］ 许友卿，吴卫君，蒋伟明，等．温度对贝类免疫系统的影响及其机理研究进展［J］．水产科学，2012，31(3):176-180 Xu Y Q，Wu W J，JiangW M，etal．Effectof temperature on immune system and themechanism in shellfish［J］．Fisheries Science，2012，31(3):176-180

［58］ Aladaileh S，Rodney P，Nair SV，et al．Characterization of phenoloxidase activity in Sydney rock oysters(Saccostrea glomerata)［J］．Comparative Biochemistry and Physiology Part A，2007，148(4):470-480

［59］ 王文琪，徐申波，姜令绪，等．双壳类生物免疫力的研究进展［J］．海洋科学，2006，30(1):69-74 Wang W Q，Xu SB，Jiang L X，etal．Advances in the studies on immunity of bivalves［J］．Journal of Marine Science，2006，30(1):69-74(in Chinese)

［60］ Moullac G L，Soyez C，Saulnier D，et al．Effect of hypoxic stress on the immune response and the resistance to vibriosis of the shrimp Penaeus stylirostris［J］．Fish＆ Shellfish Immunology，1998，8(8):621-629

［61］ De Zoysa M，Whang I，Lee Y，etal．Transcriptionalanalysis of antioxidant and immune defense genes in disk abalone(Haliotis discus discus)during thermal，low-salinity and hypoxic stress［J］．Comparative Biochemistry and Physiology Part B，2009，154(4):387-395 ◆