李兴启

·专家笔谈·

再谈“关于听神经病之我见”

李兴启1

2003年我们曾在《听力学及言语疾病杂志》上浅谈过“关于听神经病之我见”［1］。根据解剖生理学研究证明，95%的声信息传入是通过内毛细胞（IHC）及其传入突触完成的，而且IHC承担着首当其冲的任务，因此推断IHC损坏或者IHC下突触和突触后膜抑制可能是听神经病（auditory neceropathy，AN）患者听力学表现中听性脑干反应（ABR）未引出或严重异常的重要原因。

十年来，就上述认识我们在基础研究和临床观察中积累了较为有说服力的依据，故本文结合国内外一些研究成果，再次谈谈我对AN的认识。与此同时，在文末提出一些尚未解决或需进一步研究的问题，以期和同道们共同讨论，从各方面努力探讨AN的发病部位和机制，为早期干预治疗AN提供理论和实验依据。

1 AN定位的基础研究

1.1 选择性破坏外毛细胞（OHC）后，耳蜗微音电位（CM）的变化特点 仿Dallos的方法做豚鼠载体耳蜗外毛细胞的胞内记录时，胞内CM的输入／输出函数曲线（I／O）呈非线性，如果白噪声100 dB SPL暴露后，其胞内CM的I／O呈线性特点［2］。在正常情况下，做中阶场电位记录时CM的I／O曲线也呈非线性，提示中阶记录的CM来源于毛细胞的胞内电位［3］。

当豚鼠在100 dB SPL的噪声下暴露2个小时后，在豚鼠圆窗龛记录的CM大幅度下降，I／O曲线呈线性特点［4］；形态学实验证明，OHC的胞浆中可见空泡，溶酶体增多，而IHC正常［5］。即使是在强脉冲噪声暴露后，扫描电镜观察结果提示IHC纤毛保存完整，OHC纤毛全部消失，网状板已被破坏［6］，可见CM主要来源于OHC；而CM的I／O曲线呈线性特点则是OHC损伤而IHC完好的表现。

1.2 选择性破坏IHC后耳蜗微音电位（CM）变化特点 Puel等［7］观察到缺血、缺氧、噪声刺激等条件后，兴奋性神经递质谷氨酸（Glu）在耳蜗内毛细胞与传入神经间的突触过度堆积，产生兴奋性毒性，导致IHC、与之相连的突触和传入神经纤维空泡形成、肿胀、变性。Sawada等［8］用浓度分别为0.1、1和10μmol／L谷氨酸对灰鼠耳蜗进行灌注，结果听神经复合动作电位（CAP）明显下降，CM和畸变产物耳声发射（DPOAE）幅度无改变。孙勍等［9］在豚鼠全耳蜗灌流10μmol／L谷氨酸后，发现DPOAE无改变；ABR波Ⅰ潜伏期延长，但Ⅰ-Ⅲ波间期未改变，CM幅度下降，但其非线性特点无改变；复合动作电位（CAP）反应阈平均升高35 dB；IHC及其下方神经纤维出现空泡。提示选择性破坏IHC后，由于CM主要来源于OHC，一小部分来源于IHC，所以CM的I／O非线性特点未改变（原由OHC的主动机制），只是其幅度有所下降。这可能是仅损伤IHC的AN模型的CM主要表现特点。

1.3 耳蜗总和电位（SP）产生机制 Davis曾提出耳蜗总和电位（SP）是耳蜗内部许多非线性机制多成分的总和，故名［10］。SP是一直流变化的感受器电位，因此，必然与耳蜗中的毛细胞（IHC和OHC）相关。从理论上来说，IHC的胞内记录为正电位（因为IHC只产生去极化），因此，在IHC以外的周围可记录到-SP，即-SP来源于IHC；OHC可产生超极化，因此，在OHC外可记录到+SP，即+SP来源于OHC。

我们成功造模观察了+SP和-SP的变化特点及相互关系［11］，在豚鼠的耳蜗圆窗龛处置银球慢性记录电极，用短声诱发-SP和AP复合波；用短纯音（上升／下降时间为2 ms，持续平台时间为10 ms）刺激可记录到各频率（0.25～20 k Hz）的+SP；在176 dB SPL的脉冲噪声暴露后，动态观察+SP和-SP的幅度变化，发现在暴露后即刻-SP的绝对值增大，+SP的幅度下降大，而随着恢复时间的延长，-SP的绝对值幅度减小，+SP逐渐恢复正常，故可推测在中阶或圆窗龛记录到的SP应是-SP与+SP的代数和；而且在实验过程中我们发现-SP的出现与CAP的阈移（ST）有一定关系，即当ST≥30 d B时，才出现优势-SP，提示此时OHC功能受损，与Dallos的结论OHC主要感受0～40 dB SPL的声强基本吻合。用豚鼠急性缺氧模型观察了+SP和-SP的互相转换特点［12］，在缺氧前，用短纯音诱发的SP为低的+SP；当急性缺氧5 min后+SP消失，只出现优势-SP；再给氧时-SP消失，+SP出现。我们知道OHC比IHC对缺氧更敏感，可见缺氧时OHC功能受到抑制而IHC功能正常的情况下出现优势-SP，进一步说明-SP来源于IHC。Zheng等［13］曾用灰鼠注射卡铂造模，结果表明卡铂会选择性破坏灰鼠的IHC，-SP消失，提示IHC的电活动是-SP的主要来源。当然，也要考虑其他非线性机制成分的参与。

2 AN在耳蜗定位的临床观察

Shi等［14］将初步诊断为小儿AN的患者36例（60耳），根据ABR、CM和DPOAE测试结果分为A组（15例，30耳；ABR缺失，CM能引出，DPOAE能引出）和B组（21例，30耳；ABR缺失，CM能引出，DPOAE未引出），两组患者的鼓室导抗图均正常，年龄3个月～9岁，平均年龄3岁。正常对照组15例（30耳），年龄2～12个月，平均6个月龄。记录CM的刺激声为疏波和密波短声，所得+CM和-CM相减后取其平均值。插入式耳机给声，声音强度分别为100、90、80、70 dB n HL，测量CM在每个声强下的振幅并做I／O函数曲线。结果表明上述的A组（即DPOAE能引出组）CM振幅与正常组相比无显著差异，CM的I／O函数曲线呈非线性特点；B组（即DPOAE未能引出组）CM的幅度明显下降，CM的I／O函数曲线非线性特点减弱。提示AN患者能引出CM不能完全证明OHC功能正常。DPOAE特异性反应OHC的功能，只有当CM的I／O函数曲线呈非线性时，证明OHC功能正常，此时AN的病变部位可能位于IHC、IHC下突触或者突触后；当CM的振幅降低且I／O函数曲线呈现线性特点时，表明IHC完好，OHC功能受损，AN病变部位可能在突触或者突触后。

Lu等［15］专门就AN的-SP-AP复合波进行了观察，选出能引出复合动作电位（CAP）的AN患者20耳，年龄10～20岁，平均16.6岁；正常听力志愿者10例（20耳）年龄15～25岁，平均23.25岁，其250～8 000 Hz的纯音听阈均≤20 d B HL，言语识别率均大于94%。结果表明正常对照组CAP的N1波幅为1.56±0.79μV，AN组为0.86±0.41 μV；-SP／AP比值前者为0.23±0.09，AN组为1.22±0.33；SP的绝对值对照组为0.32±0.17 μV，AN组为0.8±0.45μV。通常有重振现象的感音神经性聋者的-SP／AP比值＞0.4但＜1，该文观察结果为AN组-SP／AP大于1，同时-SP的绝对值（0.80）也比正常组（0.32）高，可见-SP／AP＞1的原因不仅仅在于CAP幅度下降（因听力下降），而主要在于AN患者的-SP绝对值增高，这种表现可能与AN患者耳蜗传入神经非同步化有关。这种非同步化的成分可能加到来自IHC的-SP之列，出现-SP的绝对值升高。这一特点也许是AN不同于一般感音神经性聋的特点之一。更重要的是这提示了AN患者的病变部位可能主要位于突触后，致使突触后传入神经纤维冲动非同步化。

3 NICU新生儿AN发病原因及其定位

NICU新生儿的病因较多，但调查表明，对听力造成影响的主要是核黄疸、高胆红素血症、极低体重新生儿、缺氧缺血及细菌性感染等。本文以多见的高胆红素血症为例，探讨其发病的机制及其定位。

尽管林建云等［16］在对新生儿黄疸患儿听力筛查时发现，生理性黄疸组DPOAE通过率明显高于病理性黄疸组，证明病理性黄疸对耳蜗OHC功能有影响；但宋鹏等［17］在检测急性高胆红素血症动物模型的CAP时发现，CAP的N1波潜伏期延长，CM和DPOAE有一定的幅度下降，因为CAP的N1和ABR的波Ⅰ同源，故可以提示听觉外周受损；CAP的N1的潜伏期延长，则说明IHC、IHC下突触及突触后（螺旋神经节）三个环节中的一个或两个以上环节出现障碍，因此，高胆红素血症患者耳蜗传入通路有损伤；另外，听觉系统的发育顺序是从外周向中枢发育，耳蜗及其传入神经主要在出生前发育，故高胆红素血症更容易引起外周听觉损伤；因此，通过ABR波Ⅰ潜伏期的检测，也许会对生理性还是病理性黄疸的早期鉴别诊断提供客观依据。

对Gunn大鼠的研究表明［18］，螺旋神经节、听神经、耳蜗核是胆红素的易损部位，免疫反应染色结果发现钙结合蛋白和肌钙蛋白在上橄榄核和耳蜗核明显减少，其它中枢核团接近正常。因此，监测ABR各波潜伏期的变化是非常必要的。

胆红素对神经细胞的毒性作用有聚集、结合和沉淀三个步骤。早期患者可无临床症状，但会引起ABR变化，其损伤机理为影响神经细胞的氧化磷酸化、DNA合成、神经递质的合成和突触传递，或抑制Na+-K+ATP酶的活性，使神经传导速度减慢，先后侵及周围听神经和中枢。当然NICU中其他因素引起的AN其发生机制不尽相同，需要分别做深入研究。

4 遗传性AN发生机制及定位

上述所举的NICU的AN新生儿多为环境因素引起，随着遗传学的深入研究，遗传因素引起的AN患儿愈来愈多见。已发现了一系列AN病相关基因，与综合征型AN相关的基因有十余种，非综合征型听神经病的相关基因有OTOF、PJVK、SLC17A8、DIAPH3及12sr RNAT［19］。现对前三个基因突变引起的AN发病机理及定位进行论述。

实验证明OTOF（otoferlin）仅在成年小鼠耳蜗内毛细胞内表达，且主要表达在IHC基底外侧部。有人认为otoferlin为IHC突触前结构的组成部分与传入神经元的树突形成独特的带状突触，Otoferlin缺乏的小鼠表现为极重度听力损失。IHC与传入神经元之间的带状突触形态保持正常，Ca2+流通也正常，但突触囊泡对Glu的胞吐作用完全停止［20］，推测Glu释放减少，与突触后Glu受体相结合减少，引起的神经冲动自然减少。如果说，神经纤维对肌肉有营养作用是通过神经递质完成的，那么Glu可能也对突触后耳蜗传入神经纤维有营养作用［21］，这种营养作用的减弱也许会影响到突触后膜，使其产生退行性病变，这也许就是AN患者渐进性听力损失产生的原因之一。

上述推测在SLC17 A8基因突变的分子病理学研究中得到证实。SLC17A8基因负责编码IHC内囊胞谷氨酸转运载体3（VGluT3），即当Glu在IHC内合成后，首先通过VGlu T3进入囊泡，如果SLC17A8缺失或者突变，则IHC中转入囊泡的Glu减少，故使IHC释放入突触中的Glu减少。Glu作为一种传入兴奋性递质，它的减少明显使突触后神经冲动减少，造成听力损失。Sael等［22］在敲除SLC17A8的小鼠模型发现听力损失严重且在耳蜗螺旋神经节早期出现了退化；然而Ruel等［23］对敲除SLC17A8基因外显子的小鼠进行了观察，膜电容测量表明以小鼠Ca2+离子诱发的突触囊泡转运正常，扫描电镜观察表明内外毛细胞形态正常，IHC在数量上无明显减少。

当然，上述位于IHC底侧部的otoferlin和位于IHC内部的囊泡上的SLC17 A8基因在缺失后，IHC功能是否正常还有待于用电生理的指标（如微音电位CM）来验证，耳蜗传入神经突触间隙和突触后膜是否发生退行性病变还须用听神经复合动作电位（CAP）的幅度及潜伏期是否改变来证实。

编码pejvakin蛋白的PJVK基因在小鼠耳蜗柯替器螺旋神经节细胞以及前三级听觉传入通路（耳蜗核、上橄榄核复合体、下丘）的神经主细胞中均有表达，而在神经束中无表达，在出生12天左右，pejvakin蛋白仅在IHC中微弱而短暂的表达［24］。但其功能研究中发现［25］，有PJVK基因的Sirtaki小鼠其前庭功能异常，听力进行性下降，ABR阈值升高，各波潜伏期延长，DPOAE大部分频率未引出。然而，2006年Delinaghani等［26］报道携带PJVK基因547C＞T突变的AN小鼠则不伴有前庭功能异常，有听力损失但非渐进性下降，DPOAE正常，这种差异有待进一步深入研究。不过在临床上，许多遗传性AN家系中确实发现不少典型的AN患者存在PJVK基因突变［26］。如果根据上述PJVK表达定位在听觉传入通路，那么通过听觉生理指标（如CAP、CM、SP和ABR等）的检测，才能进一步证实上述事实。

5 小结

综上所述，根据耳蜗解剖生理学原理我们进行选择性破坏IHC或OHC后动态观察了动物模型的ECochG（包括CM、SP和CAP），通过上述耳蜗各功能指标的变化特点，初步为判断AN患者是IHC损坏还是耳蜗传入突触功能丧失提供了理论和实验依据，并在已知诊断为AN患者的ECoch G检测中得到初步验证。但仍有以下问题有待进一步深入研究和探讨：

①既然认为AN患者是渐进性听力损失，那就有必要从新生儿开始进行ECoch G、ABR和DPOAE的动态观察（即追踪和随访），以便通过观察其变化规律了解病变部位，为选择最佳干预时间提供依据。

②既往描写AN听力学表现时，通常描述为ABR引不出或者严重异常，后者有些模糊不清，可否具体描述为如何异常，例如：ABR波形分化不清时，应具体指出是哪个波分化不佳，如果能分辨出波Ⅰ、Ⅲ、Ⅴ或者仅有波Ⅲ、Ⅴ则需描写波Ⅲ、Ⅴ的绝对潜伏期或Ⅰ-Ⅲ、Ⅲ-Ⅴ波间期变化情况，以判断AN是定位在耳蜗还是蜗后或是两者兼有。

③根据我们所做的选择性破坏IHC的动物模型观察结果表明当CM的I／O函数曲线仍为非线性而CM的幅度下降，提示OHC完整而IHC受损。如果在临床中应用时，则需建立不同记录方法时所得的CM幅度的正常值，方能对个体病例CM变化进行解释。

④对遗传性AN，一方面需要深入进行分子病理学及功能基因（蛋白质水平）的研究；另一方面可在临床中结合不同基因表达定位进一步观察ECoch G变化特点，从耳蜗功能（细胞和器官水平）印证基因突变所致AN的机理及其定位，也许这是通常所说的功能基因研究的最佳途径。

1 李兴启.关于听神经病之我见［J］.听力及言语疾病杂志，2003，11：241.

2 孙伟，李兴启，Salri RJ，等.耳蜗毛细胞内电位［M］.见：李兴启，孙建和，杨仕明，等.主编.耳蜗病理生理学.北京：人民军医出版社，2011.97～98.

3 张倩，李兴启.耳蜗的非线性特征［M］.见：李兴启，孙建和，杨仕明，等.主编.耳蜗病理生理学.北京：人民军医出版社，2011. 140～141.

4 孙伟，李兴启，姜泗长.白噪声暴露对豚鼠耳蜗毛细胞感受器电位非线性特性的影响［J］.中华耳鼻咽喉科杂志，1997，32：88.

5 孙勍，李兴启，单希征.噪声对豚鼠耳蜗电位及其超微结构的影响［J］.中国耳鼻咽喉头颈外科杂志，2005，12：373.

6 李兴启，孙建和，孙伟.脉冲噪声暴露后豚鼠耳蜗电位和毛细胞形态学改变的实验观察［J］.中华耳鼻咽喉科杂志，1991，24：67.

7 Puel TL.Chemical synaptic trasmission in the cochlear［J］. Prog Neuroliol，1995，4：499.

8 Samada S，Mori N，Mount RT，et al.Different vulneratility of inner and outer hair cell systems to chronic mild hypoxia and glutamate Otoloxicity：Insights into the case of auditory neuropathy［J］.T Otolarygol，2001，30：106.

9 孙勍，孙建和，单希征，等.谷氨酸对豚鼠畸变产物耳声发射和听性脑干反应的影响［J］.中华耳鼻咽喉头颈外科杂志，2005，40：435.

10 李兴启，于红.耳蜗电图［M］.见：李兴启，主编.听觉诱发反应及应用.人民军医出版社，2007.105～108.

11 李兴启，孙建和，孙伟.脉冲声暴露后豚鼠耳蜗+SP和-SP的变化［J］.声学学报，1993，18：35.

12 Li XQ，Sun JH，Sun W.Changes of summating potentials and morptutogy in the gunita pig cochlear duriung onoxia［J］.Chinese Jaurnal of Acoustics，1995，14：358.

13 Zheng XY，Ding DL，Mcfadden SL，et al.Evidence that inner hairs are major source of cochlear summating potential［J］. Hearing Research，1997，113：7.

14 Shi W，Ji F，Li XQ.Characteristics of cochlear microphonics in infants and young children with auditory neuropathy［J］.Informa，2012，132：188.

15 Lu Y，Zhang Q，Wen Y，et al.The SP-AP conpeunol wave in patients with auditory neuropathy［J］.Acta Otolarygol，2008，128：896.

16 林建云，张铁松，刘鲁洁，等.新生儿黄疸患儿听力筛查分析［J］.听力学及言语疾病杂志，2006，14：65.

17 宋鹏，罗凌惠，黄翔，等.急性高胆红素血症豚鼠听功能研究［J］.听力学及言语疾病杂志，2005，13：352.

18 Shaia WT，Shapiro SM，Spencer RF.The jaundiced gunn rat model of auditory neuropathy／dyssynchrony［J］.Laryngoscope，2005，115：2 167.

19 Wang QJ，Li R，Zhao H et al.Clinical and molceular charactering action of a chinese patient with auditory neuropathy associated with mitothondrial 12sr RNAT1095c mutation［J］.T Med Gent，2005，133A：27.

20 王大勇，王秋菊，兰兰，等.76例听神经病患者OTOF基因突变分析［J］.听力学及言语疾病杂志，2007，15：432.

21 张倩，李兴启.耳蜗微环境［M］.见：李兴启，主编.耳蜗病理生理学.北京：人民军医出版社，2011.120～121.

22 Seal RP，Ahil O，Yi E，et al.Sensorineueal Deafness and seigures in mice laching vtscular glutamate transporter［J］. Neccron，2008，57：263.

23 Ruel J，Emery S，Nourvian R，et al.Impairment of SLC17A8 encoding vesicular glugamate trasporter-3 VGLUT3，conderlies nonsyndromic deafness DFNA25 and inner hair cell dysfunction in null mice［J］.Amt Hum Genet，2008，83：778.

24 张秋静，王秋菊.PJVK基因与听神经病［J］.听力学及言语疾病杂志，2011，19：380.

25 Schwander M，Sczaniecka A，Grillct N，et al.A forwad renctics sercen in mice indentfics nocossive deafness tratis and revcals that pejvak in cssential for outer hair cell function［J］.T Neurosci，2007，27：263.

26 Dalmaghani S，del Castillo FJ，Micheal V，et al.Mutations in the genc encoding pejvakin，a newly indentified protian of the afferent auditory pathway，cause DFNB59 auditory neuropathy［J］.Nat Genct，2006，38：770.

（2013-03-14收稿）

（本文编辑 周涛）

10.3969／j.issn.1006-7299.2013.04.001

时间：2013-5-9 13：58

R764.4

A

1006-7299（2013）04-0327-04

1 解放军总医院耳鼻咽喉研究所（北京 100853）

网络出版地址：http：／／www.cnki.net／kcms／detail／42.1391.R.20130509.1358.004.html