孙晓梅, 喻娟娟, 高田祥, 孙旭武, 戴绍军*

(1.上海师范大学 生命与环境科学学院 植物种质资源开发协同创新中心,上海 200234;2.东北林业大学 盐碱地生物资源环境研究中心,哈尔滨 150040)

植物叶片H2O2胁迫应答蛋白质组学分析

孙晓梅1, 喻娟娟2, 高田祥1, 孙旭武1, 戴绍军1*

(1.上海师范大学 生命与环境科学学院 植物种质资源开发协同创新中心,上海 200234;2.东北林业大学 盐碱地生物资源环境研究中心,哈尔滨 150040)

植物叶片是感知外界H2O2胁迫信号的重要器官.整合分析了水稻(Oryzasativa)、小麦(Triticumaestivum)、二穗短柄草(Brachypodiumdistachyon)和柑橘(Citrusaurantium)在应对不同程度H2O2胁迫时蛋白质表达模式的变化特征.阐明了H2O2胁迫应答网络体系中的信号与代谢通路(如:光合作用、糖类与能量代谢、转录调控、蛋白质合成与命运、胁迫防御、信号转导和基础代谢等)的变化及植物叶片应答H2O2胁迫的分子调控机制.

植物; 叶片; H2O2胁迫; 蛋白质组学

0 引 言

植物在进行光合作用和呼吸作用时,会产生各种活性氧分子(ROS).植物体内ROS包括超氧阴离子自由基(O2•-)、过氧化氢(H2O2)、单线态氧(1O2)和羟自由基(OH)等,H2O2是植物细胞内丰度较高的ROS之一.正常生理状态下,植物体内的ROS会保持在相对稳定的水平,而各种胁迫条件会引起H2O2产生和清除失衡,导致H2O2在细胞内大量积累.过量的H2O2对植物细胞造成氧化损伤[1-2].H2O2胁迫严重影响植物生长发育,导致农作物产量降低,品质下降[3-5].H2O2影响脂质、蛋白质和核酸等大分子的结构,破坏细胞结构的完整性[3,6-7].H2O2可通过修饰氨基酸残基,引起蛋白质结构和构象的改变(包括肽键断裂、聚合和交联等方式),从而对植物体造成氧化胁迫[8].另外,H2O2也可作为信号分子参与细胞增殖、细胞防御和信号转导等多种生长发育过程[9-10],例如,H2O2可触发细胞程序性死亡[5,11-12].

深入研究植物应答H2O2胁迫的分子机制对于提高作物抗性和培育耐氧化新品种具有重要意义[13-14].Desikan等[15]报道了在拟南芥中超过170个非冗余EST标签受到H2O2调节,其中113种被诱导,62种被抑制.研究表明,拟南芥通过光诱导过氧化氢酶缺失突变体产生H2O2,此过程中349个转录本上调,88个转录本下调.这些转录组学研究初步构建了植物H2O2胁迫应答的分子网络框架[6,13,15-16],参与体内ROS平衡、信号转导、光合作用、能量代谢、脂质代谢,以及蛋白质合成与周转的蛋白质在H2O2应答过程中起重要作用.然而,由于存在转录可变剪切、蛋白质翻译后修饰、蛋白质相互作用和蛋白质亚细胞定位等调控机制,转录组学研究并不能全面揭示植物H2O2胁迫应答的分子机制.

近年来,植物叶片H2O2应答蛋白质组学研究为从系统生物学水平深入认识植物H2O2胁迫的网络协同应答机制提供了重要信息[17].目前,小麦(Triticumaestivum)[1]、水稻(Oryzasativa)[3]、二穗短柄草(Brachypodiumdistachyon)[18]和柑橘(Citrusaurantium)[19]等物种应答H2O2胁迫的蛋白质表达谱,及372种H2O2胁迫响应蛋白质丰度变化特征(表1)已得到[1,3,18-19].以上研究结果来自于不同的实验室,对蛋白质命名和功能分类的标准各异,因此,本文作者整合分析了植物H2O2胁迫(0.6～20 mmol·L-1处理2 h～5 d)应答蛋白质的表达特征,旨在为解释H2O2胁迫应答网络体系中的信号与代谢通路提供线索.

表1 植物H2O2胁迫应答蛋白质组学研究的对象与内容

a)鉴定到的蛋白质斑点数量;b)鉴定到的非冗余蛋白质数量(丰度上升蛋白质数量/丰度下降蛋白质数量)

1 H2O2抑制植物光合作用

H2O2胁迫导致植物叶绿体类囊体膜结构发生改变,并影响光系统Ⅱ、光系统Ⅰ和碳同化作用相关蛋白质的表达与活性,从而降低植物的光合速率.Wan等[3]研究发现,H2O2处理后水稻叶片中净光合速率(Pn)、气孔导度(Gs)、胞间CO2浓度(Ci)、蒸腾速率(Ts)均下降,这表明H2O2处理导致气孔关闭,减少水分蒸腾.

H2O2影响植物光反应过程.光反应发生在叶绿体类囊体中,通过光合色素分子吸收光能分解水,激活电子传递链和光合磷酸化过程,将光能转化为化学能,形成腺嘌呤核苷三磷酸(ATP)和烟酰胺腺嘌呤二核苷磷酸(NADPH).叶绿素a/b结合蛋白(CAB)能够捕获光能,并将激发态能量传递到各自的光反应中心.Wan等[3]在H2O2处理的水稻叶片中发现两种CAB丰度下降,这可能影响叶片捕获光的能力.此外,放氧复合体(OEC)位于类囊体膜基粒片层外侧,是光系统Ⅱ的重要成员,能够裂解水并释放氧气.H2O2胁迫下水稻叶片中的OEC丰度上升有利于促进水光解放氧.

蛋白质组学研究结果表明光合电子传递过程也受到H2O2胁迫的影响.细胞色素b6f复合体连接PSII到PSI的电子传递过程,氧化质醌,并产生跨膜质子梯度,催化ATP合成.细胞色素b6是细胞色素b6f复合体的一部分,参与光诱导的光合电子传递过程,起电子载体的作用.研究发现,在H2O2胁迫下,小麦叶片中的细胞色素b6丰度下降,这可能导致光合电子传递过程减缓,进而抑制光合作用[1].

参与碳同化过程的多种酶的丰度也受到H2O2胁迫的影响.核酮糖-1,5-二磷酸羧化酶/加氧酶(RuBisCO)是叶片中含量最丰富的蛋白质,具有羧化酶和加氧酶双重活性,是光合作用中决定碳同化速率的关键酶,同时也参与植物光呼吸途径.RuBisCO活化酶(RCA)可以催化RuBisCO从无活性状态转变为有活性状态.蛋白质组学研究表明,在20 mmol·L-1H2O2处理4～6 h条件下,二穗短柄草叶片中RuBisCO丰度上升[18].与之相反,3～15 mmol·L-1H2O2处理5 d的小麦叶片中RuBisCO丰度下降[1].此外,在0.6～15 mmol·L-1H2O2处理6～8 h条件下,水稻和柑橘叶片中RuBisCO大亚基和RCA的丰度也发生改变[3,19].这表明,各种植物中的RuBisCO和RCA对H2O2都十分敏感,并且在不同条件下呈现多样化的表达模式,从而调节碳同化速率.

2 H2O2诱导糖类与能量代谢动态调节

糖类与能量代谢过程(糖酵解途径、三羧酸循环等)对于植物生长发育和逆境应答具有重要作用.糖酵解相关酶的丰度受到H2O2的影响.在0.3～20 mmol·L-1H2O2处理2 h～5 d条件下,小麦叶片中的葡萄糖-6-磷酸异构酶(glucose-6-phosphate isomerase)、丙酮酸激酶(pyruvate kinase)和甘油醛3-磷酸脱氢酶(glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase),以及水稻、小麦、二穗短柄草和柑橘叶片中的果糖二磷酸醛缩酶(fructose-bisphosphate aldolase)丰度下降[1,3,18-19].相反,在10～20 mmol·L-1H2O2处理4～8 h条件下,柑橘叶片中的烯醇化酶(EA)、二穗短柄草和柑橘叶片中的磷酸甘油酸激酶(phosphoglycerate kinase)丰度上升[18-19].此外,水稻叶片中的磷酸甘油酸变位酶(phosphoglycerate mutase)在受到H2O2胁迫(0.6～3 mmol·L-1H2O2处理6 h)时丰度也上升[3].

在H2O2胁迫下,一些三羧酸循环相关酶的丰度也受到影响.柠檬酸合酶(CS)能催化来自糖酵解或其他异化反应的乙酰CoA与草酰乙酸缩合形成柠檬酸,决定了乙酰CoA进入三羧酸循环的速率,是三羧酸循环中的限速酶.在H2O2胁迫下,柑橘叶片中CS丰度下降,这可能影响三羧酸循环速率[19].另外,异柠檬酸脱氢酶(IDH)是三羧酸循环过程中的关键酶,此酶能在细胞质中生成NAPDH,后者是ROS清除系统中谷胱甘肽还原酶的重要辅酶.H2O2处理的二穗短柄草叶片中IDH丰度上升[18],这可能有利于加强三羧酸循环为植物提供能量,也能在清除ROS过程中发挥一定的作用.

此外,其他参与糖类与能量代谢的酶的丰度也受到H2O2影响.丙酮酸脱氢酶复合体催化丙酮酸氧化脱羧生成乙酰CoA,是连接糖酵解与三羧酸循环的纽带,而丙酮酸脱氢酶(PDH)和硫胺素焦磷酸是构成丙酮酸脱氢酶复合体必不可少的酶和辅因子.H2O2胁迫导致柑橘叶片中PDH丰度下降,影响丙酮酸脱氢酶复合体的生成,进而影响细胞内能量代谢[19].此外,在0.6～15 mmol·L-1H2O2处理6 h～5 d条件下,其他参与糖类与能量代谢过程的酶,如小麦叶片中的肉桂醇脱氢酶(cinnamyl alcohol dehydrogenase)和磷酸烯醇丙酮酸羧化酶(phosphoenolpyruvate carboxylase),以及水稻叶片中的UDP葡萄糖焦磷酸化酶(UDP-glucose pyrophosphorylase)和ADP葡萄糖焦磷酸化酶(ADP-glucose pyrophosphorylase)丰度上升.此外,Wan等[3]在H2O2处理的水稻叶片发现ATP合成酶β亚基丰度上升,这将有利于促进ATP合成,为抵御胁迫提供更多的能量支持.

3 H2O2影响转录、翻译与翻译后调控

转录调控是植物应答H2O2胁迫的重要策略之一.组蛋白是真核生物染色体的基本结构蛋白,是一类小分子碱性蛋白质,它与带负电荷的双螺旋DNA结合成DNA-组蛋白复合物.DNA结合蛋白又称单链结合蛋白(SSB),能结合于螺旋酶沿复制叉方向向前推进产生的单链区,防止新形成的单链DNA重新配对形成双链DNA.蛋白质组学研究发现,H2O2处理的小麦叶片中组蛋白丰度上升,SSB丰度下降[1].这表明H2O2胁迫影响植物DNA复制过程.此外,基因表达转录后调控包括pre-mRNA的剪切、编辑、运输、稳定性保持和降解、翻译等多个过程,对逆境应答十分重要.RNA结合蛋白通过和RNA的相互作用来调节细胞功能,对转录后基因表达调节起着重要作用.蛋白组学研究发现,3～15 mmol·L-1H2O2处理6 h的水稻叶片中,mRNA结合蛋白(mRNA-binding protein)丰度发生变化[3].这暗示着部分基因转录后调控受到H2O2胁迫的影响.

蛋白质合成是植物体最重要的生命活动之一,H2O2胁迫导致参与蛋白质合成的蛋白质丰度改变.真核起始因子(eIF)是蛋白质翻译起始过程中的重要成员之一.蛋白质组学研究发现,H2O2处理的小麦叶片中的eIF,以及水稻叶片中的eIF4A的丰度都下降[1,3],而15 mmol·L-1H2O2处理5 d的小麦叶片中eIF上升.这表明H2O2胁迫影响了植物蛋白质翻译的起始.此外,延伸因子(EF)通过催化核糖体上氨基酸链的延伸来参与调控蛋白质合成过程.EF-Tu在蛋白质合成转运氨酰tRNA进入核糖体A位过程中发挥作用.EF-G可以使核糖体沿mRNA移动,使下一个密码子暴露出来供继续翻译.Wan等[3]在H2O2处理的水稻叶片中发现EF-Tu和EF-G丰度变化.另外,核糖体蛋白(Ribosomal protein)是翻译系统的重要成员.Ge等[1]在H2O2处理的小麦叶片中发现核糖体蛋白L30、40S核糖体蛋白S2和60S核糖体蛋白L37丰度上升,而核糖体蛋白L2、核糖体蛋白L12和核糖体蛋白L16丰度下降.在0.6～15 mmol·L-1H2O2处理6 h条件下,二穗短柄草叶片中30S核糖体蛋白S10丰度上升[18],水稻叶片中核糖体蛋白S5、核糖体蛋白S15和50S核糖体蛋白L12丰度下降[3].这些核糖体蛋白的变化表明,H2O2胁迫影响了叶片内蛋白质合成过程.

蛋白质正确折叠与加工在植物H2O2胁迫应答过程中尤为重要.热激蛋白(HSP)是细胞内含量最丰富的蛋白质之一,在蛋白质折叠、组装、胞内定位、运输,以及防止蛋白降解,激活损伤蛋白与维持蛋白质稳定性等方面都有重要作用.HSP70和HSP90是热激蛋白的2个主要家族,HSP70参与蛋白质折叠、组装以及对胁迫的应答反应,HSP90是具有ATP酶活性的分子伴侣,能与转录调控和信号转导相关蛋白质相互作用.在0.6～20 mol·L-1H2O2处理6 h条件下,二穗短柄草叶片中的HSP70以及水稻叶片中的HSP70和HSP90丰度均下降[3,18].这表明在H2O2胁迫下,HSP70与HSP90共同作用,影响蛋白质正确折叠与加工.胞质HSP70是HSP70的一种亚型,在正常环境下,胞质HSP70抑制热激因子的功能,热激环境下,胞质HSP70瞬时失活,热激因子被激活,从而调控含有热激应答元素下游基因的表达.Wan等[3]在H2O2处理的水稻叶片中发现胞质HSP70丰度下降.此外,其他一些参与蛋白质折叠、组装的蛋白质丰度也发生变化.DnaK型分子伴侣(DnaK-type molecular chaperone BiP)也参与植物对H2O2胁迫的应答过程.在3 mmol·L-1H2O2处理6 h水稻叶片中,DnaK丰度下降[3].肽基-脯氨酰顺反异构酶(PPTI)参与蛋白质折叠、组装.在20 mmol·L-1H2O2处理的二穗短柄草叶片中,PPTI在4 h时丰度上升,在6 h时丰度下降[18].这表明H2O2胁迫影响了蛋白质的折叠与加工过程.

参与蛋白质降解过程的蛋白质也受到H2O2胁迫的影响.植物细胞通过特定机制识别氧化损伤的蛋白质,并将其定位到20S蛋白酶体,通过依赖泛素的方式进行降解.蛋白质组学研究发现,在10 mmol·L-1H2O2处理8 h的柑橘叶片中,20S蛋白酶体α亚基丰度下降[19].在9 mmol·L-1H2O2处理5 d的小麦叶片中,蛋白酶体β亚基丰度下降[1].这表明,长时间H2O2胁迫抑制了20S蛋白酶体的作用,蛋白质可能转为其他不依赖于蛋白酶体的方式降解.

4 H2O2激活植物ROS清除等防御机制

H2O2胁迫导致植物体内积累过量的ROS,对蛋白质、DNA和脂类等物质造成氧化损伤.植物体内多种抗氧化酶系统对于清除过量H2O2,维持体内ROS稳态具有重要作用.

超氧化物歧化酶(SOD)是O2•-的主要清除者,可以催化O2•-发生歧化反应,生成H2O2和O2,是植物体内ROS清除系统的第一道防线.蛋白质组学研究发现,在3～20 mmol·L-1H2O2处理4 h～5 d条件下,小麦叶片中的[Cu-Zn]SOD和二穗短柄草叶片中的[Mn]SOD的丰度上升,而20 mmol·L-1H2O2处理2 h导致二穗短柄草叶片中[Mn]SOD的丰度下降[1,18].这表明,不同SOD家族成员在应答H2O2胁迫过程中的作用存在差异.

此外,参与清除H2O2的过氧化物酶(peroxidase,POD)、过氧化物氧还蛋白/硫氧还蛋白(peroxiredoxin/thioredoxin,Prx/Trx)、抗坏血酸-谷胱甘肽(ascorbic acid-glutathione,AsA-GSH)循环以及谷胱甘肽硫转移酶(GST)途径在不同植物应答H2O2胁迫过程中丰度发生变化.POD是一种由多基因家族编码含血红素的糖蛋白,它能够利用多种电子供体(如酚类化合物、木质素前体、生长素以及次级代谢产物等)来催化H2O2的还原反应,是清除H2O2的重要保护酶.蛋白质组学研究表明,3～15 mmol·L-1H2O2处理5 d的小麦叶片中POD丰度下降[1],这可能抑制了POD途径.此外,Prx可以利用巯基催化机制还原H2O2,而Trx则有助于还原态Prx的再生.在3 mmol·L-1H2O2处理5 d的小麦叶片中Prx和Trx丰度均下降,这将导致H2O2积累,损伤植物细胞[1].AsA-GSH循环作为重要的抗氧化途径参与细胞质、线粒体、叶绿体和过氧化物酶体中的H2O2清除.其中,抗坏血酸过氧化物酶(APX)以AsA为电子受体催化H2O2还原生成H2O和单脱氢抗坏血酸.0.6～15 mmol·L-1H2O2处理6 h水稻叶片中APX的丰度,以及20 mmol·L-1H2O2处理4 h的二穗短柄草叶片中APX的丰度都下降[1,3].此外,GST能缓解ROS造成的氧化损伤,在保护植物免受氧化损伤过程中具有重要作用.研究表明,在0.6～15 mmol·L-1H2O2处理6 h～5 d条件下,水稻和小麦叶片中GST丰度上升,而10～20 mmol·L-1H2O2处理6～8 h导致二穗短柄草和柑橘叶片中GST丰度下降[1,3,18-19].这些ROS清除途径的动态调节对于植物应对H2O2胁迫具有重要意义.

此外,晚期胚胎富集蛋白(LEA)作为防御相关蛋白质在植物应答H2O2胁迫过程中发挥重要作用.研究表明,在15 mmol·L-1H2O2处理5 h条件下,小麦叶片中LEA丰度上升,而3 mmol·L-1H2O2处理5 h时的小麦叶片中LEA丰度下降[1].这为LEA在植物应答H2O2胁迫过程中的重要作用提供了新的证据.

5 G蛋白介导的信号通路参与胁迫信号感知与传递

G蛋白是细胞内信号转导途径中具有重要作用的分子开关.小G蛋白具有与G蛋白相似的功能,参与多种应答胁迫的信号转导过程.植物中G蛋白/小G蛋白参与感知胁迫信号,并以下游Ca2+作为第二信使,调控蛋白质可逆磷酸化,将信号传递并放大,从而调控基因表达和各种细胞代谢通路.蛋白质组学研究发现,Ca2+信号通路相关的G蛋白和小G蛋白在H2O2胁迫下发生变化.在0.6～15 mmol·L-1H2O2处理6 h条件下,水稻叶片中G蛋白和小G蛋白丰度均上升,在15 mmol·L-1H2O2处理5 d条件下,小麦叶片中G蛋白丰度上升[1,3].这两者丰度上升暗示着G蛋白介导的信号通路受到H2O2胁迫的诱导.

蛋白质可逆磷酸化在植物胁迫信号转导途径的开闭与信号级联放大过程中具有重要作用.蛋白质组学研究发现,参与调控蛋白质可逆磷酸化过程的核苷二磷酸激酶(NDPK)和14-3-3蛋白都受到H2O2胁迫的影响.NDPK作为一种重要的蛋白激酶,可以利用ATP来维持细胞内CTP、GTP与UTP的正常水平,也参与由H2O2介导的有丝分裂源激活蛋白激酶信号转导途径.在3 mmol·L-1H2O2处理5 d条件下,小麦叶片中NDPK丰度下降[1].此外,在3～15 mmol·L-1H2O2处理5 d条件下,小麦叶片中磷酸酶2丰度下降[1].这些变化表明,蛋白质可逆磷酸化过程受到影响.14-3-3蛋白参与G蛋白介导的信号通路中下游事件的调节过程,如通过调控信号通路中的蛋白质(如:蛋白激酶、磷酸酶、磷脂酶等)的可逆磷酸化调控基因表达,或者通过改变蛋白质(如:谷胱甘肽还原酶、乙烯合成酶、细胞色素P450蛋白)参与的信号转导、转录激活和胁迫防御等过程来参与H2O2胁迫应答.蛋白质组学研究表明,在20 mmol·L-1H2O2处理2 h条件下,二穗短柄草叶片中的14-3-3蛋白丰度下降,而H2O2处理4 h时,二穗短柄草叶片中的14-3-3蛋白丰度上升[18].由此可见,14-3-3蛋白在植物应对H2O2胁迫过程中具有重要意义.

6 H2O2胁迫影响植物氨基酸代谢

谷氨酰胺合成酶(GS)是催化氨转变为有机含氮物的主要酶,能将游离氨转变为酰胺基团,催化谷氨酸和氨形成谷氨酰胺.蛋白质组学研究发现,在15 mmol·L-1H2O2处理6 h的水稻叶片中GS丰度上升,而H2O2处理5 d的小麦叶片中GS丰度下降[1,3].这表明短时间胁迫下GS丰度上升,启动积极应答模式,而长时间H2O2胁迫可能会抑制GS表达.半胱氨酸合成酶(CS)参与半胱氨酸的合成,将土壤中的硫同化为半胱氨酸.在0.6～15 mmol·L-1H2O2处理6 h的水稻叶片中CS丰度上升[3].此外,S-腺苷甲硫氨酸合成酶(SAMS)能合成S-腺苷甲硫氨酸,S-腺苷甲硫氨酸是一种参与甲基转移反应的辅酶,也是合成谷胱甘肽的转硫过程和合成多胺的转氨丙基过程的前体分子,并且还与多种酶的活性有关.蛋白质组学结果表明,3～15 mmol·L-1H2O2处理6 h条件的水稻叶片中SAMS丰度上升[3].这两种氨基酸合成酶丰度上升表明植物通过加强氨基酸的合成与代谢应对H2O2胁迫.另外,其他氨基酸代谢也受到H2O2的影响.天冬氨酸转氨酶(AAT)催化谷氨酸盐与草酰乙酸反应生成天冬氨酸与氧化戊二酸.在10 mmol·L-1H2O2处理8 h条件下,柑橘叶片中AAT丰度下降[19].这表明天冬氨酸的合成过程可能受到H2O2的影响.支链氨基酸转氨酶(BCAT)催化支链氨基酸(亮氨酸、异亮氨酸和缬氨酸)发生可逆的转氨基作用形成相应的酮酸,再经支链氨基酸脱氢酶催化进行不可逆的氧化脱羧反应.异亮氨酸降解为丙酰CoA和乙酰CoA;缬氨酸降解为琥珀酰CoA;分别参加成糖和成酮反应,进入三羧酸循环.蛋白质组学结果表明,9～15 mmol·L-1H2O2处理5 d条件的小麦叶片中BCAT丰度上升,这暗示着支链氨基酸代谢受到H2O2胁迫的影响[1].

7 结论与展望

植物叶片是感知H2O2信号的重要器官,研究叶片对H2O2的应答机制具有重要意义.蛋白质组学研究结果为解析植物叶片H2O2应答的分子网络调控机制提供了新的重要线索(图1),主要包括:(1)利用G蛋白/小G蛋白介导的多种信号通路与NDPK和14-3-3蛋白共同调控目标蛋白质可逆磷酸化过程感知并传递H2O2信号;(2)通过调节抗氧化酶系统以及合成其他防御物质降低体内过量ROS造成的伤害;(3)通过调整糖类与能量代谢调节体内能量供应水平;(4)通过转录调控、蛋白质翻译与翻译后修饰等多个水平的调控来调节基因表达与蛋白质功能;(5)调整光反应和碳同化相关酶的丰度,抵御H2O2对光合作用的抑制;(6)通过调节参与氨基酸代谢降低H2O2对植物造成的伤害.

目前,由于受到蛋白质组学研究方法的限制,植物叶片H2O2应答蛋白质组学研究仍存在以下几点不足:(1)研究对象局限于水稻、小麦、二穗短柄草和柑橘等几个物种;(2)缺乏对H2O2应答低丰度蛋白质的分析,也缺乏受H2O2影响的蛋白质氧化还原位点的分析;(3)缺乏对H2O2应答蛋白质的分子遗传学分析.因此,今后需利用修饰组学技术精准分析蛋白质应答H2O2的氨基酸位点,并利用生化与分子生物学技术深入分析蛋白质功能.

图1 蛋白质组学研究揭示的植物叶片H2O2胁迫应答机制

[1] Ge P,Hao P,Yan Y,et al.Comparative proteomics analysis reveals an intimate protein network provoked by hydrogen peroxide stress in rice seedling leaves [J].Proteomics,2013,13(20):3046-3058.

[2] Ishibashi Y,Yamamoto K,Tawaratsumida T,et al.Hydrogen peroxide scavenging regulates germination ability during wheat (TriticumaestivumL.) seed maturation [J].Plant Signaling and Behavior,2008,3(3):183-188.

[3] Wan X Y,Liu J Y.Comparative proteomics analysis reveals an intimate protein network provoked by hydrogen peroxide stress in rice seedling leaves [J].Molecular and Cellular Proteomics,2008,7(8):1469-1488.

[4] Schieber M,Chandel N S.ROS function in redox signaling and oxidative stress [J].Current Biology,2014,24(10):R453-462.

[5] Pei Z M,Murata Y,Schroeder J I,et al.Calcium channels activated by hydrogen peroxide mediate abscisic acid signaling in guard cells [J].Nature,2000,406(6797):731-734.

[6] Mittler R.Oxidative stress,antioxidants and stress tolerance [J].Trends in Plant Science,2002,7(9):405-410.

[7] Mittler R,Vanderauwera S,Breusegem F V,et al.Reactive oxygen gene network of plants [J].Trends in Plant Science,2004,9(10):490-498.

[8] Davies M J.The oxidative environment and protein damage [J].Biochimica et Biophysica Acta,2005,1703(2):93-109.

[9] Apel K,Hirt H.Reactive oxygen species:metabolism,oxidative stress,and signal transduction [J].Annual Review of Plant Biology,2004,55:373-399.

[10] Navrot N,Finnie C,Hagglund P,et al.Plant redox proteomics [J].Journal of Proteomics,2011,74(8):1450-1462.

[11] Anthony R G,Henriques R,Bogre L,et al.A protein kinase target of a PDK1 signaling pathway is involved in root hair growth inArabidopsis[J].The EMBO Journal,2004,23(3):572-581.

[12] Baxter-Burrell A,Yang Z B,Bailey-Serres J,et al.Rop GAP4-dependent Rop GTPase rheostat control ofArabidopsisoxygen deprivation tolerance [J].Science,2002,296(5575):2026-2028.

[13] Vandenabeele S,Kelen K V D,Dat J,et al.A comprehensive analysis of hydrogen peroxide-induced gene expression in tobacco [J].Proceedings of the National Academy of Sciences,2003,100(26):16113-16118.

[14] Li A,Zhang R,Mao L,et al.Transcriptome analysis of H2O2-treated wheat seedlings reveals a H2O2-responsive fatty acid desaturase gene participating in powdery mildew resistance [J].PLoS One,2011,6(12):e28810.

[15] Vanderauwera S,Zimmermann P,Rombauts S,et al.Genome-wide analysis of hydrogen peroxide-regulated gene expression inArabidopsisreveals a high light-induced transcriptional cluster involved in anthocyanin biosynthesis [J].Plant Physiology,2005,139(2):806-821.

[16] Desikan R,Mackrness A H S,Hancock J T,et al.Regulation of theArabidopsistranscriptome by oxidative stress [J].Plant Physiology,2001,127(1):159-172.

[17] Zhou L,Bokhari S A,Liu J Y,et al.Comparative proteomics analysis of the root apoplasts of rice seedlings in response to hydrogen peroxide [J].PLoS One,2011,6(2):e16723.

[18] Bian Y W,Lu D W,Yan Y M,et al.Integrative proteome analysis ofBrachypodiumdistachyonroots and leaves reveals a synergetic responsive network under H2O2stress [J].Journal of Proteomics,2015,128:388-402.

[19] Tanou G,Job C, Belghazi M ,et al.Proteomic signatures uncover hydrogen peroxide and nitric oxide cross-talk signaling network in citrus plants [J].Journal of Proteome Research,2010,9(11):5994-6006.

(责任编辑:顾浩然,冯珍珍)

H2O2-responsiveproteomicsinplantleaves

Sun Xiaomei1, Yu Juanjuan2, Gao Tianxiang1, Sun Xuwu1, Dai Shaojun1*

(1.Development Center of Plant Germplasm Resources,College of Life and Environmental Sciences,Shanghai Normal University,Shanghai 200234,China;2.Alkali Soil Natural Environmental Science Center,Northeast Forestry University,Harbin 150040,China)

Plant leaves are important organ for sensing H2O2signals.This paper analyzes the diverse prote in patterns in plants such asOryzasativa,Triticumaestivum,BrachypodiumdistachyonandCitrusaurantiumunder various H2O2stress conditions.The change of signaling and metabolic pathways (such as photosynthesis,carbohydrate and energy metabolism,transcriptional regulation,protein synthesis and fate,stress and defense,signal transduction,basal metabolism,etc.) when the leaves put in H2O2-responsive networks were clarified.And the molecular regulatory mechanism of response to H2O2stress in plant leaves was expounded as well.

plant; leaf; H2O2-responsive; proteomics

Q 946.1

A

1000-5137(2017)05-0713-07

2017-09-14

上海市科委地方院校能力建设项目(14390502700);上海高校“东方学者”特聘教授项目(2011);上海植物种质资源工程技术研究中心项目(17DZ2252700)

孙晓梅(1993-),女,硕士研究生,主要从事植物逆境蛋白质组学方面的研究.E-mail:1243695179@qq.com

导师简介: 戴绍军(1972-),男,教授,博士生导师,主要从事植物蛋白质组学方面的研究.E-mail:daishaojun@hotmail.com

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