杨少辉， 王洁华， 宋英今， 胡荣峰

(天津大学环境科学与工程学院， 天津 300072)

木材对人类生活具有重要的意义，具有显著的经济效益和生态效益。木材不仅为我们提供工农业生产的优质原材料，还可以在防风固沙、净化空气、维持生态系统平衡等方面发挥重要作用[1]。杨树具有速生、轮伐期短、成材早、易繁殖、用途广、适应性强等特点，已经成为世界中纬度地区栽培面积最大的速生丰产林和生态防护林树种。因此，根据市场需求培育不同用途的杨树新品种已经成为目前产业高速发展的必然趋势，而利用基因工程手段改良林木材性是加速林木新品种选育的创新手段。随着杨树基因组测序计划的完成，杨树中功能基因的克隆和功能基因组学的研究被大大推进。木材主要由纤维素、半纤维素和木质素三种主要成分组成，阐明它们的生物合成机理是我们理解木材形成过程的第一步。现阶段，纤维素和木质素相关研究较为广泛，而半纤维素的研究相对很少[2,3]。

在植物体内，化合物的糖基化是一种很普遍的生理现象，是植物细胞维持代谢平衡的主要机制之一[4]。植物糖基转移酶是专门负责催化糖基化反应的酶，它将活性糖基从核苷糖，通常是从尿嘧啶核苷二磷酸-葡萄糖转移到次级代谢物等一系列化合物受体上[5]。糖基转移酶具有多种功能和生物活性，作用底物广，同时糖基化还能产生级联效应，因此糖基转移酶对植物小分子化合物的作用影响着植物生长发育的众多方面。研究发现，糖基转移酶在杨树木质部中参与碳水化合物的合成和重构，进而直接影响木质部的发育，理解这些糖基转移酶在木材形成过程中的作用机理将有助于我们理解木材形成的整个过程，并为将来改良材性奠定基础[6]。本文针对杨树中参与次生细胞壁生物合成的糖基转移酶基因家族及其生物学功能进行了综述，并对其在选育和改良杨树品种方面的应用进行了展望。

1 糖基转移酶及其家族简介

糖基转移酶是多基因家族编码，其数量几乎占到古细菌、细菌和真核生物体基因产物的1%～2%[7]。通常，糖基转移酶的分类是按照其催化反应机理和反应底物的特异性来进行的，但是随着糖基转移酶数量的急剧增加，人们对其按照序列的同源性重新进行了分类[8,9]。目前为止，生物界的糖基转移酶被划分为92个家族[10]，其中，糖基转移酶家族1(GT1)，通常指UDP-糖基转移酶(UGTs)，是植物中最大的糖基转移酶基因家族。这个家族中的酶所催化的底物是一些亲脂性的小分子化合物，一个或多个糖基可以结合在这些分子的-OH、-COOH、-NH2、-SH或C-C基团上[11]。在许多物种间，UGT基因中能够编码蛋白的基因占该物种总基因数比例相似[7]；但是，对于特定的糖基转移酶基因家族而言，不同物种则占有不同的比例[10]。在拟南芥和水稻中，GT1所占比例分别为>25%和>35%，而GT2、GT8、GT31 和GT47家族所占比例都接近6%～9%之间。在糖基转移酶基因家族中，GT2、GT8和GT47家族为植物体内所特有的，GT29为人类特有，GT11、GT14 和GT92为线虫特有，GT1和GT31家族为大部分生物体中都共有[10]。

植物糖基转移酶在植物体内催化糖苷键的形成，从而合成天然寡聚糖[7]。1,4-半乳糖基转移酶是目前研究最为广泛的、具有生物催化作用的糖基转移酶，并且具有巨大的商业价值。随着许多植物基因组测序的完成，植物糖基转移酶的家族成员不断增多，许多编码糖基转移酶的基因被列入基因表达数据库中。但目前只有少于5%的糖基转移酶的糖基供体和受体被鉴定出来，因此要深入地了解糖基转移酶的生物学功能仍是一个巨大的挑战[10]。Yonekura-Sakakibara等[10]为了解陆生植物植物糖基转移酶家族1(UGTs)在进化中如何在数量和功能上进行扩展，筛选了6种模式植物(小立碗藓、江南卷柏、毛果杨、水稻、拟南芥和琴叶拟南芥)中的UGT蛋白序列，并从中得到了保守区域。随着更多植物糖基转移酶家族成员的结构被破解，加上目前在体外通过生物化学获得大量的、与植物糖基转移酶活性相关的数据，我们有可能预测多基因家族中每个糖基转移酶的结构，从而进一步了解每种糖基转移酶与底物相互识别和作用的机制。

2 杨树中与次生细胞壁生物合成相关的糖基转移酶基因家族

通过对杨树木质部基因转录图谱进行分析，已经鉴定出25个与木材形成相关的糖基转移酶，它们分别属于GT2、GT8、GT14、GT31、GT43、GT47和GT61基因家族[12，13]。其中GT47C、GT8D、GT8E/F、GT43A/B在拟南芥中可以找到同源基因[12]。

杨树GT2家族包括40个成员，其中包含杨树EST文库中的9个纤维素合成酶[13]。微矩阵和实时定量PCR分析结果表明，杨树纤维素合成酶基因(PttCesA1，PttCesA3-1，PttCesA3v-2， PttCesA9)在木质部的形成中具有高表达[13,14]，但其具体的作用机制并不明确。GT2还包含一个类纤维素酶基因(PttGT2A)，它在杨树形成层组织中高效表达，可能参与纤维素-多糖的合成。AtCSL9A是与PttGT2A同源性最高的拟南芥纤维素酶基因，通过T-DNA插入突变分析，它是一种甘露醇糖合成酶，由此推断，PttGT2A可能作为甘露醇糖合成酶或木聚糖合成酶参与杨树次生木质部的合成[1]。

GT8基因家族在杨树表达文库中找到13个基因[1]。其中GT8D和GT8E/F与拟南芥中的IRX8和PARVUS分别为同源基因，它们在葡糖醛木聚糖含量高的木纤维和维管组织具有特异和高效的表达，突变这些基因后导致葡糖醛木聚糖的含量下降，葡糖醛木聚糖的还原末端的四糖几乎完全消失，表明这两个基因可能参与葡糖醛木聚糖的还原末端四糖的生物合成过程[12,15-18]。PttGT8A在杨树木质部也具有高表达；PttGT8B和PttGT8C属于次生细胞壁中合成特异纤维素酶的基因家族；PttGT8G可能参与果胶的合成[22]，但其催化反应的供体和受体仍不明确[1]。

GT14家族和GT31家族各有两个成员，分别是PttGT14A和PttGT14B及PttGT31A和PttGT31B。GT14家族的分类和酶特异性目前仍未知。GT31家族在次生细胞壁的行程中高效表达，由多个不同亚家族组成，可能与该家族成员具有多种供体/受体的特异性相关[1]。

GT43家族包含序列非常相似的PttGT43A和PttGT43B。在irx9拟南芥突变体中过量表达PttGT43B可以恢复缺陷植株的表型，其中包括恢复次生细胞壁的厚度以及木糖的含量[20,21]。GT47家族中，PttGT47A-PttGT47D在木质部具有高表达，PttGT47B和PttGT47C到目前还没有相关的功能鉴定，但由于它们在木质部有高表达，猜测它们有可能参与木质部的生理活动。GT61家族中，在杨树ESTs文库中只找到一个候选基因PttGT61A，但其具体作用机理目前仍不清楚[22,23]。

3 杨树糖基转移酶参与次生细胞壁的生物合成

通过对杨树不同组织部位进行基因转录图谱分析，并通过生物信息学手段分析实验数据，研究发现杨树中若干糖基转移酶家族成员会参与葡糖木聚糖(GX)和纤维素的合成[24]。

3.1 参与葡糖木聚糖(GX)的生物合成

在与木材合成相关的杨树糖基转移酶中，GT47C、GT8D、GT8E/F在拟南芥中的同源基因分别是FRA8/F8H、IRX8 和PARVUS，这些基因都在葡糖木聚糖含量较高的纤维和维管中具有特异性的表达[15-18]。通过基因突变、过量表达以及突变互补实验发现，这些糖基转移酶家族对葡糖木聚糖含量和葡糖木聚糖还原端的四糖合成起关键性作用[15-17,20]。将杨树GT基因在相关的拟南芥突变体中进行功能互补分析表明，这些参与葡糖木聚糖合成的GT基因在草本植物和木本植物中功能保守[23,24]，因此对木材中葡糖木聚糖的遗传修饰可能为生物能源中难以降解的纤维素高效转变为葡萄糖提供了一条新思路[24]。Lee等人利用RNA干扰技术(RNAi)抑制PoGT47C在杨树中的表达，使杨树木材的葡糖木聚糖和纤维素含量明显下降，纤维和维管厚度显著降低，同时还发现纤维素降解度有所提高[25]。Nishikubo等人通过过量表达杨树木糖葡聚糖内源糖基转移酶(XETs)PtxtXET16-34来验证其在木材发育中的功能。结果表明，所有XETs的编码基因都在木质部发育中有所表达，其中有5个基因的表达较高而且广泛，PtxtXET16-34具有特异性表达，它们的转基因植株中细胞壁的木糖葡聚糖发生了改变，但其效果取决于植株的发育时期。由于PtxtXET16-34的过量表达会促进导管发育而不是纤维的延伸，它们可能在某种程度上决定着细胞壁的致密与疏松程度[26]。

3.2 参与纤维素的生物合成过程

纤维素微纤维通过定位在质膜上的玫瑰花结状复合物合成，该复合物可能由3个不同的纤维素酶蛋白(GT2)、SUS(GT4)和其他未经鉴定的蛋白组成的[27]，因而，研究与其相关的糖基转移酶的结构和功能，将有助于揭示纤维素微原纤维合成的机理。通过对特定组织进行基因表达转录组学和生物信息学等分析，发现杨树的合成纤维素酶基因(PttCesA1、PttCesA3-1、PttCesA3-2、PttCesA9)属糖基转移酶家族，这些基因在白杨木质部形成过程中为高表达[13,14]。在杨树、水稻、大麦和拟南芥中与次生细胞壁相关的纤维素酶基因也相继被鉴定出来[1]，但其具体作用机制还不明确。

4 展望

生物界的糖基转移酶共包括92个家族，在许多物种中，编码糖基转移酶的基因在总基因数中的比例相似[28]；但是，在不同糖基转移酶基因家族中的比例不同[10]。随着更多物种全基因组测序的完成，与次生细胞壁生物合成相关的糖基转移酶基因家族成员会迅速得到挖掘和鉴定扩展，同时还需要实验去证实它们的生物学功能。本文对杨树中7个与次生细胞壁形成相关的糖基转移酶家族的研究现状进行了介绍，这些GT家族的大多数成员已经被挖掘出来，而且它们的拟南芥同源基因的功能也得到了鉴定，但是，在木本植物中，对这些GTs的表达进行调控的研究还比较少，还需要更多的相关研究来阐明其生理功能和作用机理。

随着人口的膨胀，环境的恶化，导致了能源和环境的危机。木材是人类最古老的可再生能源，也是纺织、纸浆、造纸以及其它产品的原材料。随着科学技术的发展和进步，利用植物纤维来获得新型产品的可能性被大大拓展，木材原材料的结构、成分和性质均可以通过生物工程的方法加以改变。杨树是重要的经济和生态林木，具有诸多优点，对解决木材短缺起着很大作用。随着杨树的全基因组测序的完成，与次生细胞壁生物合成相关的糖基转移酶基因家族成员会迅速得到分离与鉴定，这必将为杨树育种者提供更多的选择和思路。

[1]Aspeborg H,Schrader J,Coutinho P M,et al. Carbohydrate-active enzymes involved in the secondary cell wall biogenesis in hybrid aspen [J]. Plant Physiol,2005,137: 983-997.

[2]Boerjan W,Ralph J. Baucher M. Lignin biosynthesis [J]. Annu Rev Plant Biol,2003,54: 519-546.

[3]Joshi C P,Bhandari S,Ranjan P,et al. Genomics of cellulose biosynthesis in poplars [J]. New Phytol,2004,164: 53-61.

[4]Weis M,Lim E K,Bruce N C,et al. Engineering and kinetic characterisation of two glucosyltransferases fromArabidopsisthaliana[J].Biochimie,2008,90: 830-834.

[5]Lim E K,Bowles D J. A class of plant glycosyltransferases involved in cellular homeostasis [J]. EMBO J,2004,23: 2915-2922.

[6]Ye Z H,York W S,Darvill A G. Important new players in secondary wall synthesis [J]. Trends in Plant Science,2006,11(4): 162-164.

[7]Lairson L L,Henrissat B,Davies G J,et al. Glycosyltransferases: structures,functions and mechanisms [J]. Annu Rev Biochem,2008,77: 521-555.

[8]Campbell J A,Davies G J,Bulone V,et al. A classification of nucleotide-diphospho-sugar glycosyltransferases based on amino acid sequence similarities [J]. Biochem J,1997,326: 929-939.

[9]Coutinho P M,Deleury E,Davies G J,et al. An evolving hierarchical family classification for glycosyltransferases [J]. J Mol Biol,2003,328:307-317.

[10]Yonekura-Sakakibara K,Hanada K. An evolutionary view of functional diversity in family 1 glycosyltransferases [J].The Plant Journal,2011,66:182-193.

[11]Bowles D,Isayenkova J,Lim E K,et al. Glycosyltransferases: managers of small molecules [J].Curr Opin Plant Biol,2005,8: 254-263.

[12]Lee C,Teng Q,Huang W L,et al. Down-regulation of PoGT47C expression in poplar results in a reduced glucuronoxylan content and an increased wood digestibility by cellulose [J].Plant Cell Physiol,2009,50(6): 1075-1089.

[13]Djerbi S,Aspeborg H,Nilsson P,et al. Identification and expression analysis of genes encoding putative cellulose synthases (CesA) in the hybrid aspen,Populustremula(L.) xP.tremuloides(Michx.) [J]. Cellulose,2004,11: 301-312.

[14]Hertzberg M,Aspeborg H,Schrader J,et al. A transcriptional roadmap to wood formation [J]. Proc Natl Acad Sci USA,2001,98: 14732-14737.

[15]Zhong R,Pena M J,Zhou G K,et al.Arabidopsisfragile Fiber8,which encodes a putative glucuronyltransferase,is essential for normal secondary wall synthesis [J].Plant Cell,2005,17: 3390-3408.

[16]Lee C,Zhong R,Richardson E A,et al. The PARVUS gene is expressed in cells undergoing secondary wall thickening and is essential for glucuronoxylan biosynthesis [J]. Plant Cell Physiol,2007,48: 1659-1672.

[17]Pena M J,Zhong R,Zhou G K,et al.Arabidopsisirregular xylem8 and irregular xylem9: implications for the complexity of glucuronoxylan biosynthesis [J]. Plant Cell,2007,19: 549-563.

[18]Persson S,Caffall K H,Freshour G,et al. TheArabidopsisirregular xylem8 mutant is deficient in glucuronoxylan and homogalacturonan,which are essential for secondary cell wall integrity [J]. Plant Cell,2007,19: 237-255.

[19]Bouton S,Leboeuf E,Mouille G,et al. Quasimodo1 encodes a putative membrane-bound glycosyltransferase required for normal pectin synthesis and cell adhesion inArabidopsis[J]. Plant Cell,2002,14: 2577-2590.

[20]Zhou G K,Zhong R,Richardson E A,et al. The poplar glycosyltransferase GT47C is functionally conserved withArabidopsisfragile Fiber8 [J]. Plant Cell Physiol,2006,47: 1229-1240.

[21]Zhou G K,Zhong R,Richardson E A,et al. Molecular characterization of PoGT8D and PoGT43B,two secondary wall-associated glycosyltransferases in poplar [J].Plant Cell Physiol,2007,48: 689-699.

[22]Lukowitz W,Nickle T C,Meinke D W,et al.Arabidopsiscyt1 mutants are deficient in a mannose-1-phosphate guanylyltransferase and point to a requirement of N-linked glycosylation for cellulose biosynthesis [J].Proc Natl Acad Sci USA,2001,98: 2262-2267.

[23]Williamson R E,Burn J E,Hocart C H. Towards the mechanism of cellulose synthesis [J]. Trends Plant Sci,2002,7:461-467.

[24]Himmel M E,Ding S Y,Johnson D K,et al. Biomass recalcitrance: engineering plants and enzymes for biofuels production [J]. Science,2007,315: 804-807.

[25]Lee C,Teng Q,Huang W L,et al. Down-regulation of PoGT47C expression in poplar results in a reduced glucuronoxylan content and an increased wood digestibility by cellulase [J]. Plant Cell Physiol,2009,50,1075-1089.

[26]Nishikubo N,Takahashi J,Roos A A,et al. Xyloglucan endo-transglycosylase-mediated xyloglucan rearrangements in developing wood of hybrid aspen [J]. Plant Physiol,2011,155(1): 399-413.

[27]Doblin M S,Kurek I,Jacob-Wilk D,et al. Cellulose biosynthesis in plants: from genes to rosettes[J]. Plant Cell Physiol,2002,43: 1407-1420.

[28]Lairson L L,Henrissat B,Davies G J,et al. Glycosyltransferases: structures,functions and mechanisms [J]. Annu Rev Biochem,2008,77: 521-555.