李琦瑶　王树声　刘光亮　周培禄　郑璇　曾文龙　陈志厚　陈爱国

摘要：为研究低温胁迫及恢复生长后烟苗叶形及生长素含量的动态变化规律，采用盆栽试验研究4 ℃低温胁迫下及低温后恢复常温生长的烟苗地上部生物量、叶面积、叶形指数、不同部位叶片生长素含量以及生长素外流蛋白家族基因NtPINs表达的变化情况。结果表明，低温胁迫下烟苗地上部生物量较同期对照组极显著减小，恢复常温后虽能继续生长但生物量仍低于同期对照组;低温后恢复生长烟苗的叶形指数极显著高于同期对照组;低温胁迫24 h时，烟苗茎尖新生叶IAA含量较对照组极显著升高，但自下而上第4张叶片的IAA含量较对照组极显著降低，恢复生长8 d时不同部位叶片IAA含量均大幅升高;qRT-PCR结果显示，低温胁迫24 h时，烟苗茎尖新生叶NtPIN1、NtPIN1b、NtPIN3、NtPIN3b、NtPIN4和NtPIN9表达水平均较同期对照极显著下调;低温下施加外源生长素α-萘乙酸（NAA）、生长素极性运输抑制剂1-萘氨甲酰苯甲酸（NPA），常温下施加NPA可明显影响烟苗的叶形指数。因此，低温胁迫导致烟苗地上部生长素从茎尖新生叶向茎基部极性运输的减少是烟苗叶片形态响应低温胁迫的生理机制之一。

关键词：烟草;低温胁迫;叶形指数;生长素;NtPINs基因表达

中图分类号： S572.01  文献标志码： A  文章编号：1002-1302（2019）03-0060-06

收稿日期：2018-04-24

烟草是原产于亚热带的喜温作物，早春季节的低温冷害是我国福建、江西等地南方烟区在移栽期常见的问题之一，易导致烟苗在大田前期生长迟緩、早花和叶形狭长等现象[1]。叶片是烟草最主要的商品器官，其发育情况在很大程度上决定着烟叶的产量和品质。叶形态是植株形态建成的重要组成部分[2]，叶在空间三维轴向上的极性包括基-顶轴、中-侧轴和背-腹轴[3]，而叶在基-顶轴和中-侧轴2个轴向上的协调生长，决定了叶具有一定的叶形指数（长/宽）[4]。植物受到低温等逆境胁迫时，会通过激素调节引发相关生理反应来适应环境[5]。生长素（IAA）是最早被发现的一类植物激素[6]，其分布、极性运输和信号转导对植物叶片发育及形态建成具有重要的调节作用[7]。李林川等研究发现，生长素极性运输在叶片形态发生和两侧对称性生长中具有重要作用[8];用生长素极性运输抑制剂处理局部叶片，可导致该部位生长素含量升高，叶脉发达，可见生长素的极性运输与微管组织分化密切相关，进而影响叶片脉型[9]。此外，IAA还可以诱导一些抗寒基因的快速表达。因此也有研究认为，生长素代谢属于植物抗寒调控系统的一部分[10]。

如上所述，生长素极性运输对植物叶片形态具有非常重要的作用。Fujino等发现，水稻突变体中生长素含量的变化最终导致窄叶突变性状的出现[11]，在已克隆的3个窄叶基因NAL7、NAL1和NRL1中，NAL7、NAL1分别涉及生长素的生物合成、极性运输;而NRL1则通过调控叶片维管组织的发育影响叶片宽度。当前的研究认为，生长素参与烟苗非生物胁迫主要与烟草根系生长有关[12-13]，而关于叶形变化与生长素关系的研究未见报道，外源生长素及生长素极性运输抑制剂对叶形的影响也尚不清楚。因此，本试验以我国主栽品种同时也是低温敏感型品种K326为材料[14]，研究低温胁迫及恢复生长后烟苗地上部生物量、叶面积、叶形指数、不同部位叶片生长素含量及NtPINs家族基因表达的变化情况，分析不同浓度外源生长素 α- 萘乙酸（NAA）和生长素极性运输抑制剂1-萘氨甲酰苯甲酸（NPA）处理下烟苗叶形的变化规律，旨在揭示苗期烟草叶形发育对低温胁迫的响应机制。

1 材料与方法

1.1 试验材料

供试烤烟品种为K326，由国家农作物种质资源平台烟草种质资源子平台（中国农业科学院烟草研究所）提供。

1.2 试验设计

试验于2018年1—4月在中国农业科学院烟草研究所青岛试验基地进行。挑选颗粒饱满的种子，用水浸泡后，用70%乙醇消毒5 min，用水冲洗后在水中浸泡24 h，然后播种于装有由草炭和蛭石（体积比为1 ∶ 1）混匀后组成的育苗基质的育苗盘中，播种后将其置于温室内，自然光照，每天浇水，待幼苗出土后，将幼苗移栽至装有相同基质的假植盘中继续生长。选取假植盘中长势一致的7叶苗龄烟苗移栽至装有等量基质的营养钵（上口内径为8 cm，底部内径为6 cm，高度为10 cm，钵底有孔）中，置于昼夜时段各12 h（昼：08：00—19：59;夜：20：00 —次日07：59），温度为（25±1） ℃的人工智能气候箱（SPX-250B-G，上海博迅医疗生物仪器股份有限公司）中还苗2 d。设置如表1所示的处理。

表1中的低温处理时间由笔者所在课题组前期研究低温胁迫对烟苗叶形的影响时筛选确定[15]。各处理设3次重复，每次重复选取长势一致且叶片大小相近的烟苗5株，用于地上部生物量、叶形指标、生长素含量的测定以及NtPINs家族基因表达的定量分析。

为研究生长素对烟苗叶形的影响，采用叶面喷施法筛选合适的NAA、NPA浓度，分别对25、4 ℃处理24 h后的烟苗进行外源NAA、NPA喷施。配制100、200、500、1 000 nmol/L NAA（1 mol/L NaOH溶解），对4 ℃处理24 h后恢复到常温生长的烟苗于次日08：00利用小型喷雾器均匀喷施，以叶面挂有水珠为度，每2 d喷1次;配制150、300、600、1 200 nmol/L NPA（二甲基亚砜溶解），对25 ℃处理24 h后的烟苗于相同时间喷施。每个喷施浓度设3次重复，每次重复选取长势一致且叶片大小相近的烟苗5株，8 d后记录自下而上第4张叶片的叶长、叶宽，计算叶形指数（叶长/叶宽），确定外施NAA和NPA的适宜喷施浓度。利用筛选出的适宜喷施浓度，以25 ℃处理24 h后喷施等量去离子水的烟苗为对照，对25 ℃处理24 h后的烟苗分别喷施NAA、NPA，对 4 ℃ 处理24 h后的烟苗分别喷施NAA、NPA，8 d后记录自下而上第4张叶片的叶长、叶宽，计算叶形指数。每个处理设3次重复，每次重复选取长势一致且叶片大小相近的烟苗5株。

1.3 样品采集与分析

1.3.1 地上部生物量的测定 地上部生物量的测定参考赵永长等的方法[16]，用蒸馏水将植株冲洗干净，擦干后剪取地上部，称其鲜质量，然后于105 ℃条件下杀青15 min，75 ℃条件下烘至恒质量，称其干质量。

1.3.2 叶形指数和叶面积的测量 测量自下而上第4张叶片的叶长、叶宽，计算叶面积（叶长×叶宽×0.634 5）和叶形指数（叶长/叶宽）。测量方法参考YC/T 142—2010《烟草农艺性状调查测量方法》。

1.3.3 生长素含量测定 生长素含量测定参考Song等的方法[17]，采集各处理茎尖新生叶和自下而上第4张叶片（靠近主脉附近）各0.1 g，放入液氮中速冻。将样品放置于液氮预冷的研钵中，快速研磨至粉末后，加入80%甲醇继续研磨，将研磨后的样品转移至50 mL离心管中，加入少量80%甲醇冲洗研钵，定容至20 mL，4 ℃浸提过夜。8 000 r/min、4 ℃离心10 min后取出上清液，向残渣中加入0.5 mL 80%甲醇继续浸提3 h，重复上述操作，合并2次上清液。用氮吹仪浓缩至05 mL左右，加入0.5 mL石油醚，振荡混匀，移去上层醚相，保留下层水相，重复上述操作3次。向下层水相中加入 1 mol/L HCl将pH值调至2.5左右，加入等体积的乙酸乙酯萃取3次，合并3次萃取后的乙酸乙酯层，用氮吹仪吹干，用流动相（100%甲醇：1%乙酸体积比为4 ∶ 6）定容至0.5 mL，然后用针头式过滤器将其过滤于带有内衬管的样品瓶内待测。仪器设置条件：Rigol L3000高效液相色谱仪，Kromasil C18反相色谱柱（250 mm×4.6 mm，5 μm），KQ2200DE数控超声波清洗器，吲哚乙酸（IAA）標准品（购自Sigma公司）。

1.3.4 NtPINs家族基因的引物设计及qRT-PCR分析 另取各处理的茎尖新生叶于液氮中速冻后，于-80 ℃冰箱保存，用于RNA的提取。总RNA的提取采用Trizol法，cDNA合成采用TaKaRa公司的反转录试剂盒[18]，以不同处理后的样品逆转录cDNA稀释5倍后为模板，各基因的相对表达水平采用2-ΔΔCT方法[19]进行定量分析。qRT-PCR反应程序为预变性95 ℃ 30 s;95 ℃ 10 s，60 ℃ 30 s，循环反应40次;熔解曲线为95 ℃ 15 s，60 ℃ 60 s，95 ℃ 15 s。内参NtActin[19]及NtPINs家族基因引物序列见表2[20]，引物由睿博兴科生物技术有限公司合成。

1.4 数据分析

利用Microsoft Excel 2013和SAS 9.4对数据进行处理、统计分析及图形制作。

2 结果与分析

2.1 低温胁迫及恢复生长后烟苗地上部生物量的变化

从图1可以看出，处理12、24 h时，处理组烟苗地上部鲜质量较同期对照组极显著降低（P<0.01）;处理3、9 d时，对照组地上部鲜质量和干质量开始增大，而处理组虽较低温胁迫阶段有所增大但仍低于同期对照组，处理9 d时，对照组和处理组地上部鲜质量的差值较处理3 d时进一步增大;烟苗地上部干质量的变化趋势与鲜质量相似，同样在低温后恢复生长阶段，处理组地上部干质量与同期对照组的差值逐渐增大。

2.2 低温胁迫及恢复生长后烟苗叶面积和叶形指数的变化

从表3可以看出，处理12、24 h时，对照组和处理组叶长和叶宽变化不大，但随着处理时间的延长，对照组叶长和叶宽开始明显增大，而处理组增幅较小。当处理3、9 d时，处理组叶长显著小于同期对照组（P<0.05），叶宽极显著小于同期对照组（P<0.01）。

从图2可以看出，处理12、24 h时，对照组和处理组叶面积均未发生明显变化。处理9 d时，对照组叶面积快速增大，而处理组叶面积虽有所增大， 但增大后的叶面积极显著低于同期对照组（P<0.01）;低温后恢复生长阶段，处理组叶形指数开始增大，处理3、9 d时叶形指数均极显著高于同期对照组（P<0.01）。结合叶长、叶宽数据的变化规律，叶形指数的增大主要在于叶宽生长受抑制程度大于叶长生长受抑制程度，从而表现为叶形狭长。

2.3 低温胁迫及恢复生长后烟苗不同部位叶片IAA含量的变化

从图3可以看出，处理12、24 h时，对照组茎尖新生叶IAA含量无明显变化，而处理组茎尖新生叶在低温胁迫24 h时IAA含量大幅升高，升高后的IAA含量极显著高于同期对照组（P<0.01）。处理9 d时对照组和处理组茎尖新生叶IAA含量均大幅升高，但此时处理组与同期对照组IAA含量无显著差异。处理12、24 h时，处理组自下而上第4张叶片IAA 含量极显著低于同期对照组（P<0.01）。 处理9 d时对照组和处理组自下而上第4张叶片IAA含量同样大幅升高，处理组与同期对照组无显著性差异。

2.4 低温胁迫及恢复生长后烟苗NtPINs家族基因表达量的变化

通过qRT-PCR研究NtPINs家族基因的相对表达量。从图4可以看出，烟苗茎尖新生叶中NtPINs家族基因（NtPIN1、NtPIN1b、NtPIN3、NtPIN3b、NtPIN4和NtPIN9）的表达量呈现出不同的变化趋势。处理12 h时，处理组除NtPIN4之外，其余基因的表达水平均较同期对照组极显著下调（P<0.01）。处理24 h时，处理组各基因表达水平继续下调。处理3 d时，处理组仅NtPIN4基因表达水平继续下调，其余基因的表达水平均有所上调;在5个上调基因中，除NtPIN3b外，其余4个基因的表达水平仍极显著低于同期对照组（P<0.01）。处理9 d时，除NtPIN3外，其余5个基因的表达水平仍显著或极显著低于同期对照组。

2.5 外源NAA、NPA浓度对烟苗叶形指数的影响

本试验对4 ℃低温处理24 h后的烟苗喷施系列浓度NAA进行浓度筛选，结果（图5-A）发现，随着NAA浓度从100 nmol/L增加到1 000 nmol/L，烟苗自下而上第4张叶片的叶形指数呈递减趋势，当NAA浓度为500 nmol/L时，低温胁迫后恢复生长烟苗的叶形指数与25 ℃对照组相当，因此在本试验条件下，把NAA的适宜喷施浓度确定为500 nmol/L。对25 ℃处理24 h后的烟苗施加系列浓度NPA进行浓度筛选，结果（图5-B）发现，NPA浓度从150 nmol/L增加到 1 200 nmol/L，叶形指数呈递增趋势，当NPA浓度为 600 nmol/L 时，常温生长下烟苗叶形指数与4 ℃对照组叶形指数相当，因此在本试验条件下，把NPA的适宜喷施浓度确定为600 nmol/L。从图5-C可以看出，25 ℃处理后喷施 500 nmol/L NAA烟苗的叶形指数与对照组（25 ℃处理后喷施去离子水）无明显差异，喷施600 nmol/L NPA烟苗的叶形指数极显著增大（P<0.01）;4 ℃处理后喷施NAA烟苗的叶形指数与对照（25 ℃去离子水处理）无明显差异，而喷施NPA烟苗的叶形指数极显著增大（P<0.01）。

3 讨论

叶片是烟草最重要的商品器官，其能通过光合作用提供烟株生长发育所需要的能量，同时储存有机物和矿质营养[2]。研究证明，叶片发育受体内遗传机制和体外环境因子的双重调节[8]。本研究中，常温生长的烟苗叶形指数在生长过程中未发生明显变化，但低温后恢复生长的烟苗叶形指数较对照组极显著增大，主要在于低温对叶宽生长的抑制作用强于对叶长生长的抑制作用，说明短期的极端低温（4 ℃）对叶片中-侧轴的影响大于基-顶轴，叶宽生长停滞的响应早于叶长，这与前人研究常态低温（10 ℃）对红花大金元、云烟87等烟草品种叶形影响的结果[21]一致。叶片中-侧轴的发育是指叶片沿中脉向两侧发育，即叶片的水平扩展，中间部分主要由中脉构成，而侧边部分主要由叶肉和次级脉构成[22]。此前已在拟南芥上发现，ANGUSTIFOLIA[23]和SPIKE1[24]通过影响细胞在中-侧轴方向上的极性扩展来调控叶片的宽度，而ANGUSTIFOLIA3[25]则通过调控中-侧轴方向上的细胞数量影响叶片的宽度，但烟草上是否也存在类似的调控因子，通过低温诱导其表达进而影响叶宽还有待进一步研究。

生长素的分布、极性运输和信号转导对植物叶片发育和形态建成具有重要的调节作用[26]。Wang等研究发现，生长素主要在植物根尖、茎尖、幼叶和发育中的种子等生长活跃的地方合成，然后再运输到其他部位发挥作用[27]。本研究分别测定生长素合成部位茎尖新生叶和烟苗自下而上第4张叶片中的IAA含量，结果发现，低温胁迫12 h时，处理组茎尖新生叶IAA含量略有降低，说明低温对茎尖新生叶的生长素合成有一定的抑制作用，这与低温下烟苗生长缓慢，顶端优势较弱等苗相表现一致;但低温胁迫24 h时，IAA含量明显升高，其原因可能与该时期烟苗顶芽生长发育状态的转变有关[14]。笔者所在课题组前期试验发现，低温后恢复常温生长的烟苗植株形态在2 d内就能恢复正常[15]，而本试验发现，处理9 d时，处理组烟苗的茎尖新生叶IAA含量大幅升高，说明此时可能是烟苗转向快速生长的关键时期[14]。生长素的极性运输可分为向顶运输和向基运输2种方式。在茎中，由茎尖生长素合成点向茎基部运输，即从形态学的顶端向基部运输，属于向基运输[28]。生长素在植物体内的流动是通过极性运输完成的，低温的作用主要是影响生长素的极性运输而不是生长素信号的传导[8]。李静等研究发现，低温影响生长素的极性运输和侧向运输，而高温影响生长素的生物合成[6]。本试验中，处理12、24 h时，处理组自下而上第4张叶片中IAA含量较同期对照组显著降低，说明低温影响烟苗地上部IAA的极性运输，这与Shibasaki等的研究结果[29]一致。此外，生长素外流运输蛋白基因家族PINs的不对称分布决定了生长素的极性运输[30]。本试验中，处理24 h时，处理组叶片NtPIN1、NtPIN1b、NtPIN3、NtPIN3b、NtPIN4和NtPIN9均较同期对照组极显著下调，处理9 d时，除NtPIN3基因外，其余各基因的表达水平均仍显著或极显著低于同期对照，说明低温对7叶苗龄烟苗生长素外流蛋白基因表达的抑制在恢复生长的短时间内不会恢复。不同基因在低温胁迫阶段及恢复生长后的表达模式各不相同，其分子机制有待进一步研究。

Leyser等研究认为，生长素供给、极性运输及叶片微管发育之间联系紧密，微管模式与生长素极性运输之间通过一个正反馈环相联系[31]。本研究中，低温胁迫后外施NAA可有效缓解叶片狭长的趋势，而常温下外施NPA则造成叶片横向生长受阻，叶形呈狭长生长。由于低温胁迫下叶宽生长较叶长生长受到的抑制程度更大，且低温主要影响茎部生长素的极性运输，推测NPA通过与生长素输出复合体结合，特异性地阻断茎尖合成的生长素向下极性运输，抑制PIN蛋白从膜内到质膜的移动[32]。Scarpella等研究发现，生长素极性运输抑制剂处理植物会使该部位叶脉异常发达，而其他部位则因没有生长素的输入而导致叶脉退化或不明显[33]，进一步证明生长素的极性运输与维管组织发育关系紧密，从而影响叶片形态。常温条件下施加外源生长素，叶形指数并未发生明显变化，说明单就生长素而言，植物叶形是生长素供应、生长素输入输出及生长素信号转导等多方面协同作用的结果。

4 结论

低温胁迫后恢复生长的烟苗，与同期对照组相比，地上部生物量、叶面积减小，叶形指数增大，叶形狭长;低温胁迫抑制烟苗叶片生长素由茎尖新生叶向茎基部的极性运输，外源生长素極性运输抑制剂NPA可调节烟苗的叶形指数，外源生长素NAA可有效缓解低温造成烟苗叶形狭长的趋势;低温胁迫下茎尖新生叶生长素外流蛋白家族基因NtPINs表达量整体显著降低。因此推断，低温胁迫导致烟苗地上部生长素从茎尖新生叶向茎基部极性运输的减少是烟苗叶片形态响应低温胁迫的生理机制之一。

參考文献：

[1]胡日生，曾 中，戴杏华，等. 不同耐性烟草品种苗期叶片光合特性对低温胁迫的响应[J]. 中国农学通报，2013，29（34）：71-75.

[2]崔晓峰，黄 海. 叶发育的遗传调控机理研究进展[J]. 植物生理学报，2011，47（7）：631-640.

[3]Bowman J L，Eshed Y，Baum S F. Establishment of polarity in angiosperm lateral organs[J]. Trends in Genetics，2002，18（3）：134-141.

[4]Tsukaya H. Mechanism of leaf-shape determination[J]. Annual Review of Plant Biology，2006，57：477-496.

[5]田小霞，孟 林，毛培春，等. 低温条件下不同抗寒性薰衣草内源激素的变化[J]. 植物生理学报，2014（11）：1669-1674.

[6]李 静，崔继哲，弭晓菊. 生长素与植物逆境胁迫关系的研究进展[J]. 生物技术通报，2012（6）：13-17.

[7]Tsukaya H. Leaf morphogenesis：genetic regulations for length，width and size of leaves[J]. Tanpakushitsu Kakusan koso. Protein，Nucleic Acid，Enzyme，2002，47（12）：1576-1580.

[8]李林川，瞿礼嘉. 生长素对拟南芥叶片发育调控的研究进展[J]. 植物学通报，2006，23（5）：459-465.

[9]王 丰，程方民. 生长素对植物维管分化的信号诱导作用[J]. 江苏林业科技，2004，31（1）：40-44.

[10]任怡怡，戴绍军，刘 炜. 生长素的运输及其在信号转导及植物发育中的作用[J]. 生物技术通报，2012（3）：9-16.

[11]Fujino K，Matsuda Y，Ozawa K，et al. NARROW LEAF 7 controls leaf shape mediated by auxin in rice[J]. Molecular Genetics and Genomics，2008，279（5）：499-507.

[12]赵 阳，王树声，张亚丽，等. 增加烟草一级和二级侧根是抵御干旱的生理机制[J]. 植物营养与肥料学报，2017，23（2）：548-555.

[13]刘尚俊. 生长素参与钾胁迫下烟草侧根生长发育机制研究[D]. 南京：南京农业大学，2015.

[14]韩锦峰，岳彩鹏，刘华山，等. 烤烟生长发育的低温诱导研究 Ⅰ. 苗期低温诱导对烤烟顶芽发育及激素含量的影响[J]. 中国烟草学报，2002，8（1）：25-29.

[15]李琦瑶，王树声，周培禄，等. 低温胁迫对烟苗叶形及生理特性的影响[J]. 中国烟草科学，2018，39（1）：17-23.

[16]赵永长，宋文静，邱春丽，等. 黄腐酸钾对渗透胁迫下烤烟幼苗生长和光合荧光特性的影响[J]. 中国烟草学报，2016，22（4）：98-106.

[17]Song W J，Sun H W，Li J，et al. Auxin distribution is differentially affected by nitrate in roots of two rice cultivars differing in responsiveness to nitrogen[J]. Annals of Botany，2013，112（7）：1383-1393.

[18]潘孝武，黎用朝，李小湘，等. CBF调节子在水稻品种日本晴和93-11低温驯化过程中的差异调控机制[J]. 中国水稻科学，2012，26（5）：521-528.

[19]Li R Y，Ul-Islam S，Wu Z J，et al. Bensulfuron-methyl treatment of soil affects the infestation of whitefly，aphid，and Tobacco Mosaic virus on Nicotiana tabacum[J]. Frontiers in Plant Science，2016，7：1970.

[20]Meng L，Song W J，Liu S J，et al. Light quality regulates lateral root development in tobacco seedlings by shifting auxin distributions[J]. Journal of Plant Growth Regulation，2015，34（3）：574-583.

[21]黄 璇. 夜间低温和短时高温对不同烤烟品种生长影响的研究[D]. 长沙：湖南农业大学，2014.

[22]徐 静，王 莉，钱 前，等. 水稻叶片形态建成分子调控机制研究进展[J]. 作物学报，2013，39（5）：767-774.

[23]Kim G，Shoda K，Tsuge T，et al. The ANGUSTIFOLIA gene of Arabidopsis，a plant CtBP gene，regulates leaf cell expansion，the arrangement of cortical microtubules in leaf cells and expression of a gene involved in cell-wall formation[J]. EMBO Journal，2002，21（6）：1267-1279.

[24]Qiu J L，Jilk R，Marks M D，et al. The Arabidopsis SPIKE1 gene is required for normal cell shape control and tissue development[J]. Plant Cell，2002，14（1）：101-118.

[25]Horiguchi G，Kim G T，Tsukaya H. The transcription factor AtGRF5 and the transcription coactivator AN3 regulate cell proliferation in leaf primordia of Arabidopsis thaliana[J]. Plant Journal，2005，43（1）：68-78.

[26]Himanen K，Adem D，Lijsebettens V. Genetic and epigenetic control of leaf size and shape[J]. International Journal of Developmental Biology，2007，1（2）：226-238.

[27]Wang Q N，An B，Wei Y X，et al. Melatonin regulates root meristem by repressing auxin synthesis and polar auxin transport in Arabidopsis[J]. Frontiers in Plant Science，2016，7：1882.

[28]Shi J M，Dong J Q，Xue J，et al. Model for the role of auxin polar transport in patterning of the leaf adaxial-abaxial axis[J]. Plant Journal，2017，92（3）：469-480.

[29]Shibasaki K，Uemura M，Tsurumi S，et al. Auxin response in Arabidopsis under cold stress：underlying molecular mechanisms[J]. Plant Cell，2009，21（12）：3823-3838.

[30]Dharmasiri S，Swarup R，Mockaitis K，et al. AXR4 is required for localization of the auxin influx facilitator AUX1[J]. Science，2006，312（5777）：1218-1220.

[31]Leyser O，Day S. Mechanisms in plant development[M]. Blackwell：Oxford，2003.

[32]Friml J. Subcellular trafficking of PIN auxin efflux carriers in auxin transport[J]. European Journal of Cell Biology，2010，89（2/3）：231-235.

[33]Scarpella E，Barkoulas M，Tsiantis M. Control of leaf and vein development by auxin[J]. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology，2010，2（1）：137-153.熊 偉，杨虹琦，王正华，等. 不同光照度与光照时数对培育烤烟壮苗的影响[J]. 江苏农业科学，2019，47（3）：66-70.