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植物叶绿体盐逆境应答蛋白质组学研究进展

2018-09-20暴雪松李莹喻娟娟

现代农业科技 2018年12期
关键词:叶绿体植物

暴雪松 李莹 喻娟娟

摘要 叶绿体是光合作用的主要细胞器。人们利用蛋白质组学技术分析了小麦、水稻、玉米、芥菜、苋菜、秋茄树和刺槐等植物叶绿体盐逆境应答过程中蛋白质丰度模式特征。本文综述了植物叶绿体盐逆境应答的蛋白质组学研究进展,以期为深入认识叶绿体盐响应机制提供参考。

关键词 植物;叶绿体;盐逆境应答机制;蛋白质组学

中图分类号 Q945.78 文献标识码 A 文章编号 1007-5739(2018)12-0172-02

Abstract Chloroplasts are the important organelles of photosynthesis.The protein abundance pattern of chloroplast salt stress response in Triticum aestivum,Oryza sativa,Zea mays,Brassica juncea,Amaranthus tricolor,Kandelia candel,Robinia pseudoacacia and other plants was analyzed by high-throughput proteomic technology. In this paper,the progress of salt-responsive proteomics in plant chloroplasts were reviewed,which provided new clues for understanding the salt-responsive mechanism in plant chloroplasts.

Key words plant;chloroplast;salt-responsive mechanism;proteomic

土壤盐渍化是全球农业生产的主要限制因子之一。盐胁迫会对植物造成离子胁迫、渗透胁迫和氧化胁迫,严重影响植物的生长发育。在适应盐胁迫过程中,植物逐渐进化出离子选择性吸收/外排、离子区室化、积累渗透保护物质,以及利用抗氧化系统清除活性氧(ROS)等一系列代谢机制和调控体系[1]。叶绿体是植物光合作用的主要场所,也是氨基酸、维生素、类异戊二烯和脂类物质合成以及亚硝酸盐和硫酸盐还原的场所。同时,叶绿体是植物细胞内ROS产生的主要场所,对盐胁迫十分敏感,研究植物叶绿体响应盐胁迫的分子机制具有重要意义。

近年来,植物叶绿体盐逆境应答蛋白质组学研究为系统认识叶绿体盐胁迫应答机制提供了重要信息。截至目前,相关研究人员已经分析了小麦(Triticum aestivum)[2]、水稻(Oryza sativa)[3]、玉米(Zea mays)[4]、芥菜(Brassica juncea)[5]、苋菜(Amaranthus tricolor)[6]、秋茄树(Kandelia candel)[7-8]和刺槐(Robinia pseudoacacia)[9]等植物叶绿体响应盐胁迫的差异蛋白质表达谱,共鉴定了260种叶绿体盐胁迫应答蛋白质(表1)。本文通过整合分析总结上述植物在应对各种处理强度(0~600 mmol/L NaCl,0~10 d)盐胁迫叶绿体蛋白质表达丰度模式,系统总结了植物叶绿体参与光合作用、ROS清除、蛋白合成与命运以及基础代谢等过程的蛋白质丰度变化特征,以期为理解叶绿体应答盐胁迫的网络调控分子机制提供线索。

1 盐胁迫影响光合作用

盐胁迫会造成植物体内失水,导致气孔导度降低,破坏渗透平衡、离子平衡与营养平衡,影响叶绿体中光合电子传递和碳同化相关酶的活性,从而影响光合作用[10]。蛋白质组学研究发现,大量光合作用相关蛋白质的丰度受到了盐胁迫的影响[2-8]。光合电子传递链相关蛋白质受到影响,如捕光复合体、叶绿素a、叶绿素b结合蛋白、光系统ⅠP700、光系统Ⅰ反应中心蛋白、细胞色素b6f复合体、光系统Ⅱ反应中心蛋白、放氧复合体、铁氧还蛋白NADP(H)还原酶以及ATP合酶等,这些蛋白质的丰度变化可改变电子传递效率和跨膜电化学质子梯度,进而影响还原当量NADPH和ATP的合成。同时,碳同化相关蛋白质发生变化,如RuBisCO、RuBisCO活化酶、磷酸甘油酸激酶、核酮糖激酶以及景天庚酮糖-1,7-二磷酸酶等,这些蛋白质的丰度变化将直接影响植物叶片碳同化的速率。此外,蛋白质组学研究还发现,耐盐植物(如秋茄树[7-8])中多数光合作用相关蛋白质在盐胁迫时丰度上升;甜土植物(如水稻[3])中多数光合作用相关蛋白质则大多在盐胁迫条件下丰度下降。由此表明,与甜土植物相比,盐生植物能够通过增强光能捕获与光能向化学能转化,加快光合电子传递速率,提高CO2利用率和同化效率,以更好地适应盐胁迫的影响。

2 盐胁迫诱导叶绿体胁迫防御机制

盐胁迫引起叶绿体内光合电子传递链的过度还原、光呼吸以及各种脱毒反应,导致活性氧(ROS)的大量积累。ROS过量积累会破坏植物细胞内的氧化还原平衡,对细胞组分(蛋白质、核酸和脂质)和结构造成氧化损伤。因此,为了在盐胁迫条件下维持体内氧化还原稳态,植物叶绿体逐步进化出利用酶与非酶系统清除ROS功能。

蛋白质组学研究发现了多种参与ROS清除过程的蛋白质在胁迫过程中丰度发生变化。超氧化物歧化酶(SOD)催化超氧阴离子歧化反应,生成H2O2和H2O,是抵御ROS伤害的第一道防线,500 mmol/L NaCl处理6 d的秋茄叶绿体中SOD丰度增加[8]。抗坏血酸过氧化物酶(APX)利用抗坏血酸(AsA)作为电子供体,将H2O2还原为H2O,研究发现盐处理的秋茄树和芥菜叶绿体APX丰度增加。过氧化物氧还蛋白(Prx)可以通过巯基催化机制还原H2O2,并通过巯基氧还蛋白(Trx)催化再生反应,在150 mmol/L NaCl处理1 d的水稻叶绿体中Prx-Q丰度上升[3];250 mmol/L NaCl处理7 d的四倍體刺槐叶绿体中Trx也上升[9]。这些结果意味着SOD、APX、Prx-Q和Trx在清除ROS毒性过程中具有重要作用。

此外,蛋白质组学研究还发现了其他一些重要的防御相关蛋白质在应对盐胁迫时发挥作用。铁蛋白(Fer)可容纳大量铁,在维持细胞内铁代谢平衡、清除铁介导的自由基反应、保护细胞免受环境胁迫带来的氧化损伤方面发挥重要作用;植物凝集素既可以参与植物防御反应,也可以作为含氮和硫的植物贮藏蛋白。四倍体刺槐叶绿体中Fer和凝集素的丰度在250 mmol/L NaCl处理时上升,而在500 mmol/L NaCl处理时下降[9]。这意味着Fer和凝集素可能在响应低浓度盐胁迫时发挥了重要作用。生长素抑制蛋白(ARP)在植物生长发育与抗病信号通路转导中发挥着重要作用。在150 mmol/L NaCl胁迫的小麦叶绿体中,ARP丰度增加[2]。

3 盐胁迫影响蛋白质命运

蛋白质组学研究发现,叶绿体中参与蛋白合成、加工与降解的蛋白质丰度发生变化。多种核糖核蛋白丰度下降[3],参与蛋白质合成的叶绿体延伸因子Tu在秋茄响应500 mmol/L NaCl处理3 d时丰度下降,但是在处理6 d时丰度上升[7];多种核糖体蛋白(P1a、S2、S18、L10a和L34)在150 mmol/L NaCl处理1 d的水稻叶绿体中丰度下降。此外,参与蛋白质折叠的分子伴侣60和ClpC在秋茄响应500 mmol/L NaCl处理3 d时丰度上升[7]。二倍体刺槐叶绿体中参与蛋白质降解的26S蛋白酶体亚基相关蛋白在响应盐胁迫时丰度上升。上述研究结果表明,盐胁迫影响了植物体内蛋白质的合成、加工及降解过程。

4 盐胁迫对代谢途径相关蛋白的影响

甲硫氨酸腺苷转移酶(MAT)催化甲硫氨酸与ATP形成重要的甲基供体S-腺苷甲硫氨酸,可通过使DNA甲基化影响基因的表达,也参与细胞增殖和次生代谢等。NaCl处理的二倍体刺槐叶绿体中MAT丰度下降[9]。

植物萜类物质生物合成来源于共同的五碳前体异戊烯基焦磷酸(IPP)及其异构物二甲基丙基焦磷酸(DMAPP),异戊烯基焦磷酸异构酶(IPI)催化IPP和DMAPP之间同分异构转化。因此,IPI的蛋白水平直接影响五碳前体库的代谢流向,从而影响萜类化合物的合成。而萜类化合物在植物体内具有重要的功能,如赤霉素、脱落酸和昆虫保幼素是重要的激素,类胡萝卜素和叶绿素是重要的光合色素,质体醌和泛醌为光合链和呼吸链中重要的电子递体,甾醇是生物膜的组成成分。盐胁迫小麦叶绿体中IPI蛋白丰度减小,表明盐胁迫对萜类物质的生物合成可能造成影響[2]。

5 结论与展望

植物叶绿体是感知盐胁迫信号的敏感器官。蛋白质组学研究发现,在盐逆境应答过程中,叶绿体中参与光能吸收、电子传递、能量合成、蛋白质翻译与命运、ROS清除以及其他代谢的蛋白质丰度模式发生改变,为深入认识叶绿体盐胁迫应答机制提供了重要的信息[10]。进一步利用分子遗传学和生物信息学等手段证实和整合分析这些蛋白质的功能,对于构建植物叶绿体盐逆境应答信号与代谢网络具有十分重要的意义。

6 致谢

感谢戴绍军教授对本文提出的修改建议。

7 参考文献

[1] ZHANG H,HAN B,WANG T,et al.Mechanisms of plant salt response:insights from proteomics[J].Journal of Proteome Research,2011,11(1):49-67.

[2] KAMAL A H,CHO K,KIM D E,et al.Changes in physiology and protein abundance in salt-stressed wheat chloroplasts[J].Molecular Biology Reports,2012,39(9):9059-9074.

[3] XU J,LAN H,FANG H,et al.Quantitative proteomic analysis of the rice(Oryza sativa)salt response[J].Plos One,2015,10(3):e0120978.

[4] ZORB C,HERBST R,FORREITER C,et al.Short-term effects of salt exposure on the maize chloroplast protein pattern[J].Proteomics,2009,9(17):4209-4220.

[5] YOUSUF P Y,AHMAD A,AREF I M,et al.Salt-stress-responsive chlo-roplast proteins in Brassica juncea,genotypes with contrasting salt tolerance and their quantitative PCR analysis[J].Protoplasma,2015,253(6):1565-1575.

[6] JOAQUIN-RAMOS A,HUERTA-OCAMPO J ?魣,BARRERA-PACHECO A,et al.Comparative proteomic analysis of amaranth mesophyll and bundle sheath chloroplasts and their adaptation to salt stress[J].Journal of Plant Physiology,2014,171(15):1423-1435.

[7] WANG L,LIANG W,XING J,et al.Dynamics of chloroplast proteome in salt-stressed mangrove Kandelia candel(L.)Druce[J].Journal of Proteome Research,2013,12(11):5124-5136.

[8] WANG L,PAN D,LI J,et al.Proteomic analysis of changes in the Kande-lia candel chloroplast proteins reveals pathways associated with salt tolerance[J].Plant Science,2015,231:159-172.

[9] MENG F,LUO Q,WANG Q,et al.Physiological and proteomic responses to salt stress in chloroplasts of diploid and tetraploid black locust (Robinia pseudoacacia L.)[J].Scientific Reports,2013,14(10):20299-20325.

[10] SILVEIRA J A,CARVALHO F E.Proteomics,photosynthesis and salt resistance in crops:an integrative view[J].Journal of Proteomics,2016, 143:24-35.

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