袁 陈, 邹伊荣, 陈 佳, 张 科, 王勤思, 章鹏程, 秦 诚

(杭州师范大学生命与环境科学学院植物RNA信号传导研究中心,浙江 杭州 310036)

植物成花素FT蛋白及其互作蛋白调控植物开花的研究进展

袁 陈, 邹伊荣, 陈 佳, 张 科, 王勤思, 章鹏程, 秦 诚

(杭州师范大学生命与环境科学学院植物RNA信号传导研究中心,浙江 杭州 310036)

FT基因是模式植物拟南芥中调控开花的关键基因之一,在7条成花诱导途径中扮演重要角色；FT蛋白是成花素最重要的组分,在诱导性的光照条件下,可在叶片的伴胞中表达,随后从韧皮部长距离运输至顶端分生组织,和一系列蛋白形成具有转录活性的开花复合体,从而诱导开花.在FT蛋白诱导植物开花的过程中需要其它各种蛋白以实现诱导开花这一功能,文章对近几年FT蛋白及其互作蛋白参与调控植物开花过程的机制进行了综述.

成花素；FT；FT互作蛋白；成花诱导

0 前言

高等植物生长周期一般经历种子萌发、营养生长、开花、受精、胚胎发育、种子形成等一系列阶段,其中开花是植物从营养生长到生殖生长的重要转折点,对生殖生长的成功至关重要.高等植物成花的早期发育可以分为3个阶段:1)成花诱导(或成花决定).进行着营养生长的植物感受到外界环境信号(如光周期、春化等)及自身产生的开花信号,向生殖生长转变；2)形成花原基.茎端分生组织转变为花分生组织,形成花器官原基；3)花器官的形成及其发育.花器官原基进一步发育成不同的花器官.其中成花决定阶段是后两个发育阶段的基础,也是植物生殖生长启动的第一个阶段, 它直接决定了开花时间,从而影响植物生育期的早晚,因此与植物产量品质密切相关.近几十年通过对拟南芥等有花模式植物的研究发现,植物成花诱导主要受7条途径的调控:自主途径、春化途径、光周期途径、光敏途径、赤霉素途径、成花途径以及衰老途径[1-5].

FT(FloweringLocusT)是调控植物开花的重要基因,也是近年来高等植物花发育研究的热点[6-10].现有研究表明,FT基因是7条成花途径中最重要的参与者.为了更具体地掌握FT的分子生物学功能,近年来研究人员通过体外酵母双杂实验筛选出许多能与FT蛋白结合,并在植物体内影响植物开花的蛋白,其中比较重要的有FD,14-3-3,FTIP1,BRC1等.本文通过综述近年来FT蛋白及其互作蛋白的结构、功能,以及它们参与调控植物开花的机制的研究进展,以期为进一步研究FT调控植物开花的机制提供一些思路.

1 成花素FT蛋白的结构、功能及其作用模式

1.1 FT蛋白的结构及其功能

人类对于植物开花的探索很早便开始了.1936年,前苏联科学家Chailakhyan通过嫁接实验发现传递成花诱导信号的物质“成花素”(Florigen).至20世纪80年代“成花素”假说逐渐得到完善,形成了现在人们熟知的成花素假说:感受光周期反应的器官是叶片,它经诱导后产生成花刺激物——成花素.近十几年,随着分子遗传学与分子生物学的不断发展,成花素的定义得以更新:FT基因编码的FT蛋白即是植物的“成花素”[11].

拟南芥FT基因在光周期激发下,主要在植物叶片中表达.FT编码的小分子蛋白为175个氨基酸,经加工折叠后成为分子质量约为19.8 kDa的FT蛋白.该蛋白属于磷脂酰乙醇胺结合蛋白(phosphatidylethanolamine-binding protein, PEBP)家族,其晶体结构与哺乳动物的磷脂酰乙醇胺结合蛋白非常相似,它们的三级结构都有一个高度保守的阴离子结合域,都拥有一个大的中心β-折叠片,两边分别是1个 C 端α-螺旋和1个β-折叠片,而N端则存在1个负责识别磷酸化残基的保守阴离子结合位点.但与哺乳动物的磷脂酰乙醇胺结合蛋白相比,拟南芥FT蛋白及其他植物的磷脂酰乙醇胺结合蛋白阴离子结合域周围都没有阴离子、磷酸组、磷脂等与其直接结合,拟南芥FT蛋白阴离子结合域中的疏水性氨基酸替代哺乳动物中的Y120残基,行使不同的功能[12].

FT蛋白中诱导植物开花最关键的部位是区域B和Y85(图1)[11],水稻中与FT同源的Hd3a(Heading date 3a)的蛋白关键部位则是区域B和Y87,TFL1(Terminalflower1)是拟南芥中与FT发挥相反功能的开花抑制因子,Hd3a蛋白、TFL1蛋白的阴离子结合部位和FT蛋白中Y85是相似的,而三者的不同结构主要在区域B,当使TFL1蛋白的一个氨基酸突变后其就成为开花激活因子FT蛋白,表明区域B中含有调控植物开花的重要区域[11].同时,当FT蛋白的区域B和Y85中某些重要碱基发生突变后,导致该区域氨基酸在折叠时无法暴露在表面,无法行使功能,最终会直接影响植物开花[13].

图1 成花素蛋白(FT蛋白)结构[11] Fig. 1 Structure of florigen (FT protein)

FT基因的功能在不同物种中是高度保守的,如水稻的Hd3a、番茄的SFT、玉米的ZCN8等[14].无论是拟南芥的FT蛋白,或是水稻的Hd3a蛋白,它们在植物体内产生后将在不同时间、不同空间内与其他许多不同种类的物质(蛋白、脂质、糖类等)相互结合,共同行使调控植物生长发育、开花繁衍等功能.

1.2 植物开花基因FT在开花过程中的作用模式

为研究FT蛋白在开花过程中的作用模式,Abe等[15]通过酵母双杂实验筛选出与FT互作的转录因子FD(bZIP),FD基因主要在顶端分生组织处表达,FD蛋白在体内和体外均能与FT蛋白结合.随后研究发现,在水稻和玉米中,与拟南芥FD同源的蛋白OsFD、DFL1也能和与拟南芥FT同源的Hd3a、ZCN8蛋白互作.无论是长日照或短日照条件下,FD突变株系fd-1开花时间明显晚于野生型Col,当在突变株系fd-1中表达35S::FD后能使其晚花表型得到回复；在长日照条件下,FD超表达株系35S::FD与野生型Col相比,AP1基因表达量更高,说明FT蛋白诱导植物顶端开花不能缺少FD蛋白的协助[15].

进一步研究发现,14-3-3蛋白也参与FT、FD调控植物开花的过程.14-3-3蛋白家族是一类高度保守的调节分子,广泛存在真核细胞内,与成百上千种结构功能各异的蛋白(转录因子、蛋白激酶等)结合互作参与各项细胞信号转导途径[16].Pnueli等[17]发现番茄的14-3-3蛋白可与番茄的成花素同源蛋白SFT互作.Purwestri等[18]通过酵母双杂筛选到了Hd3a的互作蛋白GF14b(14-3-3蛋白).Taoka等[19]通过双分子荧光互补技术(Bimolecular Fluorescence Complementation, BiFC)发现,FT蛋白从叶片被运输至顶端分生组织细胞质内先与14-3-3蛋白互作,然后一起进入细胞核内与转录因子FD蛋白结合.当14-3-3蛋白被突变后,FT不能通过14-3-3形成FAC(florigen activation complex)复合蛋白,不能促进拟南芥早花也不能激活AP1等下游花分生组织基因.

在水稻中,Hd3a蛋白经长距离运输至顶端分生组织后,在细胞质和细胞核中都有分布；而水稻中的14-3-3蛋白-GF14b大多分布在细胞质中,少部分在细胞核上；OsFD1蛋白集中分布在顶端分生组织的细胞核中.双分子荧光互补实验显示Hd3a-GF14b主要在细胞质中结合,GF14b-OsFD1以及Hd3a-OsFD1都在细胞核中结合,Hd3a-GF14b在顶端分生组织细胞质中结合后进入细胞核,与OsFD1蛋白形成FAC三聚蛋白复合物,继而激活下游诱导开花的OsMADS15基因表达,诱导水稻开花(图2)[11,19].

图2 光周期成花素调控植物开花模型[11,19]Fig. 2 Model for the regulation of photoperiodic flowering by florigen

图3 FAC-DNA复合物模型[19]Fig. 3 A modeled structure of the FAC-DNA complex

进一步的研究表明两个水稻成花素Hd3a蛋白分别和两个方向不同的14-3-3蛋白C端结合形成厚实、较深沟壑的“W”结构,两个磷酸化的OsFD1蛋白C端分别与“W”结构内的两个带正点的“口袋”紧密结合,使两个OsFD1蛋白能镶嵌在Hd3a-14-3-3二聚体中间,最终形成FAC三聚蛋白复合物,Hd3a蛋白中诱导开花的重要区域Y87和片段B暴露在水稻FAC-DNA表面,便于与下游转录因子结合(图3)[19].

2 FT互作蛋白的相关研究

虽然很早就发现了FT蛋白是植物的“开花素”,能诱导植物开花,但FT蛋白从表达部位叶片转运到顶端分生组织,以及在顶端分生组织中诱导开花的机制在很长一段时间内未发现.因此,很多研究小组通过筛选FT的互作蛋白来进一步研究FT蛋白调控植物开花的机制[15,17-19],上述和FT互作形成FAC复合物的FD和14-3-3蛋白就是通过酵母双杂交发现的[15,18].近几年研究还发现了其他FT的互作蛋白,如FT-INTERACTING PROTEIN 1 (FTIP1)以及BRANCHED1 (BRC1)等[20-21].对于FT互作蛋白的深入研究不仅有助于研究FT调控植物开花的分子机制,还能了解FT对于植物其他生长发育过程的影响.

2.1 FTIP1蛋白

2012年,Liu等[20]通过酵母双杂交筛选出与拟南芥FT互作的66个候选蛋白,其中一个蛋白拥有3个C2结构域和一个磷酸核糖转移酶C端结构域,研究者将这个蛋白命名为FTIP1.这是一种新颖的膜蛋白,主要位于叶片伴胞细胞(一种专属于植物韧皮部血管系统的薄壁细胞)内质网上,在叶和茎中的表达含量高于其他部位.

从ftip1突变体中检测到当FTIP1蛋白含量下降后将导致FT蛋白在韧皮部大量累积,FT蛋白运输至筛管系统受阻,在长日照条件下延迟开花.而将FTIP1过表达后,并不能诱导拟南芥提前开花,反而诱导其晚花；用激光共聚焦显微镜观察过表达株系35S:FTIP1中的FT蛋白,发现FT-GFP蛋白不仅在韧皮部伴胞中存在,还存在于木质部薄壁组织细胞中,说明FTIP1蛋白表达过多会导致FT蛋白被移出韧皮部伴胞细胞,无法进入筛管组织,最终导致拟南芥在长日照下出现晚花现象[20].

这些研究表明FT蛋白从韧皮部的伴胞细胞移动到筛管组织的过程中,FTIP1蛋白起着至关重要的作用,是FT蛋白诱导植物开花过程中不可或缺的重要组分.

2.2 BRC1蛋白

在长日照环境下,植物侧枝生长发育分为3个阶段:叶腋分生组织分化、腋芽的分化、侧枝的生长.Tsuji等[21]发现水稻Hd3a基因干涉株系(Hd3aRNAi)与野生型(WT)相比,在发芽后77天侧芽数目相对减少；而Hd3a的超表达株系prolC:Hd3a与野生型(WT)相比,在发芽后28天侧芽数便开始增加；研究者还通过构建Hd3a荧光蛋白(pHd3a:Hd3a-GFP)观察其在水稻体内的具体定位,发现在水稻叶片中产生的Hd3a蛋白能移动至其腋部分生组织处,表明Hd3a蛋白能促进侧枝生长发育.

BRC1蛋白属于TCP家族,是一种转录因子.BRC1与玉米的Tb1 属于同源基因,在豌豆和拟南芥中与Tb1相似的基因能作用于独脚金内酯信号下游从而抑制侧枝的发育.2007年,Poza-Carrión等[22]发现brc1突变体与野生型Col相比其侧枝部位的腋芽提前发育,说明BRC1对侧芽的分化起抑制作用.

2013年,Niwa等[23]发现BRC1蛋白能和FT蛋白互作.研究者通过双分子荧光互补技术以及体外酵母双杂实验证实,BRC1蛋白与FT蛋白能直接结合,并且不需要14-3-3蛋白作为媒介,表明BRC1蛋白与FT蛋白互作方式是完全不同于FD蛋白与FT蛋白结合的方式.通过体外酵母双杂实验和双分子荧光互补技术检测BRC1蛋白与FT蛋白互作时发现,当截掉BRC1蛋白N端的74个氨基酸残基后BRC1蛋白不能与FT互作；当截掉BRC1蛋白C端保守区域R后能和FT蛋白互作,但当截掉整个C端后BRC1蛋白不能与FT相互结合,表明BRC1蛋白N端对于其与FT蛋白互作是不可或缺的,但同时还需要有C端的部分区域参与才能完成互作.他们还发现brc1-2突变体与野生型Col相比,brc1-2突变型的侧枝数目比野生型多,开花时间比野生型早,莲座叶和茎生叶的数量比野生型少.这些现象都表明当BRC1这个基因突变后会诱导拟南芥在长日照下提前开花、侧枝提前发育、侧芽数目增多.当在拟南芥顶端分生组织处特异表达BRC1(ProFD:BRC1)后整株植物出现植株矮小、开花叶片数目增多(晚花)等生长放缓现象,说明BRC1能抑制拟南芥侧芽分生组织的分化、生长发育及侧枝的生长[23].

因此,FT蛋白除了能诱导拟南芥顶端分生组织提前开花,还对植物其他部位的某些生长发育途径有重要调控作用.

3 展望

目前,对拟南芥FT蛋白调控植物开花的研究很多,其中一个很重要的方法就是筛选FT互作蛋白.研究发现,FT互作蛋白不仅参与FT蛋白调控植物开花的两个重要过程,即FT蛋白转运以及FT蛋白在顶端分生组织中调控开花的过程,而且FT及其互作蛋白也参与植物其它的生长发育过程,如侧枝的发育.因此,今后对FT互作蛋白的挖掘将不仅有助于进一步研究FT调控植物开花的分子机制,并且将有助于发掘FT蛋白调控植物其它生长发育的功能和作用机制.

致谢 杭州师范大学生命与环境科学学院植物RNA信号传导研究中心洪益国教授对本文提供了建议和修改意见,谨致谢意！

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The Regulation of Plant Florigen Flowering Locus T (FT) and its Interacting Proteins on Flowering

YUAN Chen, ZOU Yirong, CHEN Jia, ZHANG Ke, WANG Qinsi, ZHANG Pengcheng, QIN Cheng

(College of Life and Environmental Sciences, Hangzhou Normal University, Hangzhou 310036, China)

FT gene, which is one of the key genes in the regulation of flowering inArabidopsisthaliana, plays an important role in 7 inflorescence induction ways. FT protein is considered as an important component of florigen. Under inductive conditions, FT is expressed in the companion cells of the phloem and exported to the phloem sieve elements. It is then transported to the shoot apical meristem (SAM), and forms the flowering composite with transcriptional activity to induce flowering. In the process of the flowering induction of FT protein, other kinds of proteins are needed. This article reviews the mechanism of FT protein and its interacting proteins in the regulation of flowering.

florigen; Flowering Locus T (FT); FT-interacting protein; floral induction

10.3969/j.issn.1674-232X.2017.03.010

2015-12-22

国家自然科学基金项目(31500251);浙江省自然科学基金项目(LQ13C060003).

秦 诚(1981—),男，副研究员，博士，主要从事植物开花调控研究.E-mail:qincheng@hznu.edu.cn

Q946.1

A

1674-232X(2017)03-0278-06