耿小红， 武艳芍， 余 马

(1.运城农业职业技术学院，山西运城 044000； 2.西南科技大学生命科学与工程学院，四川绵阳 621010)

人工合成六倍体小麦SHW-L1生长后期紫色茎叶的遗传定位

耿小红1， 武艳芍1， 余 马2

(1.运城农业职业技术学院，山西运城 044000； 2.西南科技大学生命科学与工程学院，四川绵阳 621010)

小麦花青素苷色素基因对小麦抗性提升意义重大。以170份重组自交系群体为材料，并利用已构建的高密度遗传图谱对人工合成六倍体小麦SHW-L1的生长后期紫色茎叶目标性状进行遗传定位。结果表明，该目标性状为单基因遗传，且被定位于染色体7D，与Rc-D1、Pls-D1、Plb-D1、Pan-D1等基因毗邻或具有等位性。

人工合成小麦；生长后期；紫色茎叶；遗传定位

花青素苷色素对生物胁迫和非生物胁迫都具有广谱性防御，花青素苷色素还对心血管疾病疗效显著，且表现较好的抗癌和抗炎活性，具有很高的药用价值。这使得植物中花青素苷生物合成途径研究极为广泛，并被认为是最好的次生代谢途径模式之一[1]。目前，玉米、拟南芥、金鱼草及牵牛花等模式植物中与花青素苷合成相关调控及结构基因都已被识别，并为普通小麦等具有复杂基因组的栽培物种提供了同源克隆基础[2]。普通小麦中花青素苷色素累积会产生红色或紫色的胚芽鞘及叶耳，蓝色淀粉，紫色茎秆、叶片叶鞘等器官。因此，研究具有颜色特异性的种质资源，以发掘到优异的小麦花青素苷色素基因对小麦抗性提升意义重大。

普通小麦(AABBDD)是由四倍体小麦(AABB)和节节麦(DD)杂交后产生的异源六倍体物种。作为普通小麦的D基因组供体物种，节节麦(Aegilopstauschii)分布广泛，其分布范围从土耳其一直延伸至中国。如此广阔的分布亦表明节节麦丰富的遗传多样性。因此，利用节节麦创制新的六倍体小麦对小麦在世界范围内的适应性提升非常重要。本研究通过对以人工合成小麦和四川审定品种为亲本构建的重组自交系群体及其亲本为材料，同时利用已构建图谱对该群体生长后期紫色植株颜色进行质量性状定位，以发掘到小麦茎叶中花青素色素沉积的关键位点。

1 材料与方法

1.1 材料

本研究采用的试验材料为170份重组自交系群体(SHW-L1×川麦32，简称SC群体)。该群体亲本SHW-L1系人工合成六倍体小麦，为节节麦AS60(Ae.tauschiissp.tauschii，DD，2n=14)与我国特有圆锥小麦AS2255(Triticumturgidumssp.turgidum，AABB，2n=28)杂交后，F1后代经秋水仙碱染色体加倍处理所得[3]。川麦32为四川省主要主推品种，本研究所有材料均由四川农业大学小麦研究所提供。

1.2 试验实施

170份重组自交系群体、亲本SHW-L1及川麦32以及SHW-L1合成亲本AS60及AS2255于2012—2013年种植于四川农业大学温江校区试验农场。田间设计采用单粒播种，种植行长1.5 m，单株间距0.1 m，行间距0.3 m，每株系种植3行，常规肥水管理及病虫害防治。

1.3 表型鉴定

待植株进入成熟期后，茎叶及麦穗变黄以前，定期观察植株茎秆、叶片、叶鞘颜色。表型与SHW-L1一致的群体株系记为A，与川麦32一致的群体株系记为B。

1.4 标记-性状连锁分析

方差分析采用SPSS 16.0分析软件。SC群体遗传连锁图谱数据及各株系基因型数据来源于四川农业大学小麦研究所研究结果[4]。SC群体遗传图谱共包括1 862个标记位点，全长3 766.9 cM，平均标记密度为每个位点2 cM。因Mapmaker/EXP软件不能处理高通量的高密度图谱数据，故目标性状基因染色体定位采用Joinmap分析软件对图谱标记位点及目标性状进行群体划分，以识别到和目标性状连锁紧密的标记位点连锁群。目标性状在该连锁群的遗传定位采用Mapmaker/EXP 3.0软件分析。

1.5 目标性状紧密关联位点的亲本验证

利用与目标性状关联紧密的遗传位点(遗传距离小于 10 cM)对群体亲本SHW-L1，以及SHW-L1的合成亲本AS60及AS2255进行基因型鉴定，验证各目的条带在SHW-L1人工合成过程中的稳定性。

2 结果与分析

2.1 表型比较

当灌浆期结束后，SC群体株系及亲本SHW-L1与川麦32茎叶颜色差异明显。SHW-L1灌浆期结束后，未被叶鞘包被的茎秆、叶片及叶鞘都由绿色渐变成紫色(图1-a、图1-b)，最后全株变成紫色后直至成熟后期而全株枯黄。川麦32则在成熟后期直接由绿色转为枯黄(图1-c)。SHW-L1的A、B基因组供体亲本AS2255与川麦32表型一致，D基因组供体亲本AS60与SHW-L1表型一致(图1-d)。170份重组自交系群体中，93个株系与SHW-L1表型一致，剩余77份自交系与川麦32表型一致。卡方检验结果表明，植株生长后期茎叶颜色在SC重组自交系群体中分离比例为 1 ∶1，复合单基因遗传分离模式(表1)。

表1 RIL群体中胚芽鞘颜色方差分析

2.2 染色体定位

小麦生长后期茎叶颜色的染色体定位分析中，目标性状被划分到7D染色体所在连锁群。该位点与7D染色体上99.4～117.9 cM区段内17个标记位点最为紧密，遗传距离小于10 cM(图2)。

2.3 基因型鉴定

与目标性状紧密关联的连锁区段中共包含2个SSR分子标记位点(cfd14、wmc653)以及15个DArT位点。利用以上位点对人工合成小麦SHW-L1及其合成亲本进行基因型鉴定分析，结果表明，17个位点中，6个位点分别为 wPt-663809、wPt-744635、wPt-743857、wPt-743310、wPt-742859、wPt-9905，在异源六倍化过程中不符合孟德尔遗传规律。其中wPt-663809、wPt-744635、wPt-743857、wPt-743310、wPt-742859在AS60中都被检测到，但未在SHW-L1中检测到。wPt-9905则在SHW-L1、AS60及AS2255中都被检测到。其余9个位点在异源六倍化过程中按孟德尔遗传规律进行传递。

3 讨论

引起植物变色的花青素合成途径(ABP)是整个类黄酮合成途径网络分支之一[1]。目前在小麦植株各部位表达的花青素色素合成相关基因大多已被发掘，且被定位到染色体上，如位于7号染色体同源群的红色胚芽鞘基因Rc-A1、Rc-B1和Rc-D1[5]，及与该3个基因毗邻的紫色胚芽鞘基因Pc-A1、Pc-B1、Pc-D1；紫色叶鞘基因Pls-A1、Pls-B1、Pls-D1；紫色叶片基因Plb-A1，Plb-B1、Plb-D1；紫色花药相关基因Pan-A1、Pan-D1。此外，2个紫色果皮相关基因还被定位于染色体2A(Pp3)、7B(Pp1)上[6-7]。4个红色叶耳相关基因被定位于染色体4B、6B、7A、7D上[8-9]。从物种高冰草(Thynopirumponticum)、百萨偃麦草(Thinopyrumbessarabicum)、一粒小麦(Triticummonococcum)、野生一粒小麦(T.boeoticum)中发掘到的蓝色糊粉粒相关基因(Ba基因)则通过置换或基因导入的形式被引入到4号染色体同源群内[10-11]。

本研究发现，人工合成小麦SHW-L1只在生长后期茎叶才变为紫色，与前人报道全生育期紫色叶鞘、茎秆、叶片有差异。目标性状收集中，紫色茎秆、叶片及叶鞘在SC群体中尚未出现分离，因此记录为一个性状。该目标性状在SC群体中为单基因遗传，且被定为于染色体7D上。笔者在该位点附近也定位了来源于SHW-L1的紫色胚芽鞘相关基因。该基因与Rc-D1具有等位性，本研究定位目标性状基因极有可能与紫色叶鞘基因Pls-D1或紫色叶片基因Plb-D1具有等位性。该性状是未被报道的新性状，也可能是一个新基因。本研究发现被叶鞘包被的茎秆在生长后期并未变成紫色，因此，该基因表达可能与生长阶段及光照等环境有关。因SC群体是一个初步定位群体，该目标基因与7D染色体上Rc-D1、Pls-D1、Plb-D1、Pan-D1等基因的等位性还有待进一步精细化定位验证。对目标性状周围位点进行SHW-L1及其亲本的基因型验证中，该区段有位点缺失现象，研究该基因在异源六倍化过程中的序列及功能表达变化非常必要。

[1]Winkel-Shirley B. Flavonoid biosynthesis. A colorful model for genetics，biochemistry，cell biology and biotechnology[J]. Plant Physiol，2001，126(2)：485-493.

[2]Mol J，Grotewold E，Koes R. How genes paint flowers and seeds[J]. Trends Plant Sci，1998，3：212-217.

[3]Zhang L Q，Liu D C，Yan Z H，et al. Rapid changes of microsatellite flanking sequence in the allopolyploidization of new synthesized hexaploid wheat[J]. Science China Life Sciences，2004，47(6)：553-561.

[4]Yu M，Mao S L，Chen G Y，et al. QTLs for uppermost internode and spike length：whether they affect wheat height at an individual QTL level in two RIL populations？[J]. Euphytica，2014，200(1)：95-108.

[5]Khlestkina E K，Pestsova E G，Röder M S，et al. Molecular mapping，phenotypic expression and geographical distribution of genes determining anthocyanin pigmentation of coleoptiles in wheat (TriticumaestivumL.)[J]. Theor Appl Genet，2002，104(4)：632-637.

[6]Khlestkina E K，Pshenichnikova T A，Röder M S，et al. Clustering anthocyanin pigmentation genes in wheat group 7 chromosomes[J]. Cereal Res Commun，2009，37(3)：391-398.

[7]Khlestkina E K，Röder M S，Pshenichnikova T A，et al. Functional diversity at theRc(redcoleoptile) gene in bread wheat[J]. Mol Breed，2010，25(1)：125-132.

[8]Gulyaeva Z B. Localization of the genes for pubescence of the glumes and coloration of the auricles in the leaf sheath in winter wheat variety Ul’Yanovka[J]. Bull Appl Bot Genet Plant Breed，1984，85：95-96.

[9]Melz G，Thiele V. Chromosome locations of genes controlling ‘purple leaf base’ in rye and wheat[J]. Euphytica，1990，49(2)：155-159.

[10]Arbuzova V S，Badaeva E D，Efremova T T，et al. A cytogenetic study of the blue-grain line of the common wheat cultivar Saratovskaya 29[J]. Russ J Genet，2012，48(8)：785-791.

[11]Shen Y，Shen J，Dawadondup，et al. Physical localization of a novel blue-grained gene derived fromThinopyrumbessarabicum[J]. Mol Breed，2013，31(1)：195-204.

10.15889/j.issn.1002-1302.2017.02.009

2015-12-08

四川省育种攻关(编号：2011NZ0098-12-11)；西南科技大学博士基金(编号：13ZX7155)。

耿小红(1969—)，女，山西运城人，硕士，讲师，主要从事作物遗传育种教学与研究。E-mail：gengxiaohong126@126.com。

S512.103.2

A

1002-1302(2017)02-0036-02

耿小红，武艳芍，余 马. 人工合成六倍体小麦SHW-L1生长后期紫色茎叶的遗传定位[J]. 江苏农业科学，2017，45(2)：36-38.