陈毅秋 石春卫 姜延龙 叶丽萍 王春凤

(吉林农业大学动物科学技术学院，吉林省动物微生态制剂工程研究中心，长春130118)

肠道菌群与B细胞发育的相互调节作用①

陈毅秋 石春卫 姜延龙 叶丽萍 王春凤

(吉林农业大学动物科学技术学院，吉林省动物微生态制剂工程研究中心，长春130118)

动物肠道是一个栖息着大量菌群、开放的生态系统，这些肠道菌群与宿主之间建立了稳定的互利共生关系，维持肠道内的动态平衡。黏膜免疫学的发展揭示了在正常生理状态下肠道菌群可以促进宿主免疫系统的发育。 由于B淋巴细胞在免疫系统的建立及维持肠道菌群内平衡中具有重要作用，因此本文将就生命早期B细胞的发育，免疫球蛋白的产生和肠道菌群之间的相互影响进行综述。

1 肠道菌群的组成及建立

微生物进化有着数千年的历史，这也导致肠道菌群和宿主间复杂的关系。肠道内共生的菌群约有1014个，归于30属，500种[1]。肠道菌群的多样性与物种、内环境、生命周期、生活环境等多种因素有关。

人类和小鼠肠道中以厚壁菌门(Firmicutes) 和拟杆菌门(Bacteroidetes) 为主；鸡肠道中主要以厚壁菌门为主， 其次为变形菌门(Proteobacteria)、拟杆菌门和放线菌门(Actinobacteria)[2]；而在反刍动物肠道中，厚壁菌门占主导地位，拟杆菌门和变形菌门次之[3]。消化道不同部位的蠕动速度和微环境的不同， 也导致其中定植的细菌数量与组成存在着显著差异，从消化道的近端到远端， 细菌的数量和多样性逐渐递增[4]。肠道菌群的多样性也与机体的生命周期有关[5]，胎儿时期肠道处于无菌状态，出生后细菌开始快速定植于肠道，且分娩和喂养方式均会影响胎儿生长早期的肠道微生物种类。自然分娩的胎儿具有较多的阴道菌群，包括乳酸菌属、普氏菌属、阿托波氏菌等；而剖腹产胎儿更多的是皮肤类菌群，包括葡萄球菌等[6]。肠道菌群多样性也与个体间亲缘关系有关，与非亲缘关系的个体相比， 来自于同一个家族的个体具有更相似的细菌结构和功能。饲粮和生活环境等也会影响肠道微生物区系组成。研究发现，与正常饲喂小鼠相比，饲喂高糖饮食的小鼠粪便中含有大量的Firmicutes，而高糖组Bacteroidetes的数量显著低于正常组[7]。此外，不同地区的人其肠道菌群不同，例如马拉维人或印第安人与美国人相比具有更多元化的菌群[5]。

2 肠道中早期B细胞的发育

微生物和早期B细胞发育之间可能存在着一定的相关性，这一现象首先是在禽类的法氏囊中被发现的。法氏囊是禽类特有的免疫器官，在幼年时期发育成熟并随着年龄的增长在性成熟后逐渐消失。雏鸡在接受了沙门氏菌免疫后，相对于正常对照组，摘除法氏囊的雏鸡B细胞数量明显减少，抗体产生能力明显下降，说明法氏囊对早期B细胞的发育及抗体的产生至关重要[8]。与禽类法氏囊类似，肠相关滤泡组织(gut-associated follicular structures)仅仅在幼年的兔子和羊中存在，表明这类组织很可能与法氏囊具有相似的功能[9]。与禽类相似的是，兔子早期B细胞的发育和初级Ig的分化均发生在初级淋巴组织且仅存在少量的基因重排现象。从这一点来说，早期动物肠道微生物的内环境可能对早期B细胞的发育及抗体的产生有一定的影响作用。

在小鼠早期B细胞发育阶段如断奶期，RAG调节的V(D)J基因重排是引起Ig多样性的主要驱动力。研究表明，在小鼠断奶期(18～24 d)内表达RAG2的CD19+B220lowB细胞大约占总CD19+B细胞数量的4%。与之形成显著对比的是，在小鼠出生后1周内及5～6周龄以后，表达RAG2的细胞几乎检测不到。值得注意的是，小鼠在断奶期不能从母乳中得到IgA而使得肠道菌群的数量显著增多，这与表达RAG2的B细胞数量增多在时间上是重合的，表明肠道菌群与早期B细胞发育成熟有潜在的联系[10]。在另一项研究中，将3～4周龄的无菌鼠与正常饲养的小鼠共同饲养后，无菌鼠的小肠固有层中pro-B细胞的含量明显增多[11]，也表明肠道菌群的变化对B细胞的发育成熟有一定的影响。

肠道菌群除了影响小鼠肠道早期B细胞的数量，也导致无菌鼠在正常环境下饲养后其小肠固有层中Igλ/Igκ的比率明显升高，而在其他组织(例如在脾脏或骨髓)中保持不变[11]。Igλ比例的增加是一种B细胞表面受体编辑频率增加的标志[12]，这与之前报道的共生菌通过影响肠道LP中不成熟B细胞的表面受体BCR的编辑来干预Ig的分化不谋而合。一些其他的证据也支持这种在肠道内可以发生受体编辑的观点，比如在断奶仔猪小肠LP中发现的一类具有编辑细胞特性的B细胞系，命名为RAG2+B220lowIgMlowB细胞。进一步研究发现，肠道固有层RAG2+B细胞和骨髓RAG2+B细胞在Ig分化过程中对于Vκ基因片段的使用频率明显不同，尽管在VH的使用频率上并无明显差别[11]。因此，肠道菌群不仅能够影响小鼠固有层中早期B细胞的数量，还能够影响小鼠小肠固有层中Igλ/Igκ的比率。

3 肠道菌群对免疫球蛋白的影响

3.1 肠道菌群对IgA的影响 IgA是人体最多的免疫球蛋白，占人体免疫球蛋白总量的3/4。肠道黏膜系统是大量活化B细胞最大的集结地，包含了全身至少80%的主要产生二聚体IgA的浆母细胞和浆细胞。已有研究表明无菌动物产生IgA的水平极低，说明IgA的产生依赖于肠道菌群的存在[13]。关于肠道菌群如何影响IgA产生的机制还不太清楚，但菌群数量无疑是其中一个影响因素。低剂量(108)的大肠杆菌HA107不会诱发小鼠产生可检测的IgA而高剂量(109,1010)的HA107则可诱导产生持久的特异性IgA[14]。此外， IgA的产生也与肠道优势菌群有关，特异性IgA的种类随着肠道菌群的变化而迅速改变[14]。

Ig发生类型转换产生IgA的过程主要发生在黏膜相关淋巴组织，尤其是淋巴集结(Peyer′s patches PPs)、孤立淋巴滤泡和肠系膜淋巴结[15]。研究表明，共生细菌可以诱导肠上皮细胞(Intestinal epithelial cells ,IEC)和肠道单核吞噬细胞分泌细胞因子，如B细胞活化因子TNF家族、增殖诱导配体和转化生长因子-β(Transforming growth factor-β,TGF-β)，从而促进IgA类型转换[15]。Kruglov等[16]的研究表明固有淋巴细胞(Innate lymphoid cells,ILCs)通过可溶性淋巴毒素(soluble lymphotoxin α，sLTα3)来控制固有层中T细胞依赖性IgA的产生。与之相反的是，ILCs产生的膜结合型淋巴毒素(membrane-bound lymphotoxin β，LTα1β2) 对固有层中T细胞非依赖性IgA的产生至关重要。

此外，调节性T细胞Tregs和Th17两种类型的辅助型T细胞对于肠道内IgA的产生也有重要作用。CD4(+)CD25(+) Tregs缺失小鼠体内产生IgA的B细胞数量和肠道内总IgA含量均显著降低，而通过人为手段补偿CD4(+)CD25(+) Tregs细胞后小鼠肠道IgA的含量显著增加，表明Treg是机体对微生物抗原做出反应产生IgA的主要辅助性细胞[17]。PP结中存在的Th17细胞可以诱导产生特异性的IgA抗体反应，Th17细胞缺陷型小鼠则无法产生特异性IgA反应，表明Th17细胞对抗原特异性IgA的产生具有重要作用[18]。不同种类的肠道菌群是调节性T细胞和Th17细胞的强效诱导剂，对T细胞依赖性肠道sIgA的产生具有调节作用。上述研究表明，黏膜IgA的产生受肠道菌群及多种淋巴细胞的综合作用。

3.2 肠道菌群对IgE的影响 IgA的产生需要肠道菌群，但IgE则相反。无菌鼠的IgE分泌量高于基准水平，但随着共生菌的定植，IgE的含量反而减少[19,20]。与传统饲养的64日龄小鼠相比，无菌鼠断奶后1周内如果没有外源微生物定植，很快便产生1 000～10 000倍水平的IgE并一直维持在这个水平[19]。值得注意的是，当肠道内仅定植一种或两种菌种时，即使灌胃高剂量单一的菌株(109～1010CFU)也不足以降低高IgE的表达量，但如果给予无菌鼠更多样化的肠道菌群，如7～40不同类群的肠道菌群，则能够使小鼠高IgE降低到正常水平[19]。此外，无菌鼠IgE的高表达需要CD4+T细胞、IL-4和黏膜淋巴组织，但不受食物中抗原的影响[19]。而微生物依赖性的IgE水平的降低则依赖于B细胞与微生物的直接接触以及细胞内的myd88信号通路[20]。

无菌条件下小鼠IgE水平升高的原因还不清楚， 但确定的是IgE水平的升高促进了Th2型炎症性反应的发生[19,20]。在抗生素压力下或无菌培养条件下导致的小鼠体内定植的共生菌数量的减少，增加了IgE抗体依赖性循环嗜碱性粒细胞的数量及Th2型T细胞的活化。高表达的IgE也增加了嗜碱性粒细胞IL-3的表达，从而促进嗜碱性粒细胞前体的成熟[20]。同时，肥大细胞的状态也受IgE水平的调节[21]，无菌状态下高表达的IgE导致肥大细胞表面结合的IgE数量增加并引起全身性过敏反应。综上所述，肠道菌群不但能够影响肠道IgA产生，而且对IgE的表达也具有一定的影响。

4 B细胞对肠道菌群及功能的影响

尽管对肠道中B细胞和免疫球蛋白之间的作用没有一个完整的认识，但清楚的是，B细胞能够通过分泌黏膜IgA在调节机体菌群稳态方面发挥作用。IgA除了能限制细菌接近上皮细胞[22]，还能够调节微生物代谢并促进某些种类微生物的存活，从而维持肠道菌群多样性的稳定[23]。此外，IgA还能通过影响肠道菌群来干预肠上皮细胞以促进机体新陈代谢活动。研究表明，B细胞缺陷型小鼠的肠上皮细胞上调与免疫防御、炎症反应及诱导干扰素反应的相关基因，而与代谢相关的基因如参与氧化还原反应和类固醇、胆固醇新陈代谢反应的基因则显著下调，从而影响肠道菌群[24]。此外，肠道驻留的IgA+浆细胞，对肠道菌群的刺激也能够做出应答，如表达肿瘤坏死因子α或诱导型一氧化氮合酶(iNOS)[25]。这些IgA+浆细胞有助于宿主抵抗柠檬酸杆菌的感染；同时在小鼠缺乏肿瘤坏死因子α和iNOS的表达时，防止IgA的生产及其肠道菌群的失调[25]。因此，IgA+B细胞可通过分泌IgA或其他抗菌因素来影响肠道菌群。

免疫屏障的存在，能够使肠黏膜和共生菌、病原菌之间保持一定的距离，而一旦B细胞不能够分泌IgA，上皮细胞就会牺牲新陈代谢功能以启动防护机制，比如IgA缺乏的小鼠不能有效地从食物中摄取营养成分，这与一些临床上常见的免疫缺陷性疾病(Common variable immune deficiency,CVID)相类似。CVID病人的小肠组织检测表明， 其中与诱导干扰素产生相关的基因明显增多，而参与脂质和碳水化合物代谢的基因有所减少[24]。免疫球蛋白能够促进新陈代谢，而患有抗体缺乏综合征的病人，例如CIVD患者，确实存在营养吸收不良和体重丢失方面的问题。当前的免疫球蛋白的替换治疗方法仅仅给CIVD患者提供体液性IgG的替换，而基于上述发现，对患者进行肠道IgA的替换疗法应该是一种更为可行的治疗手段[24]。Wei等[26]的研究表明，IgA和体细胞超突变在维持机体共生菌稳态中有重要作用。AID缺陷鼠出现肠道IgM浆细胞聚集及肠道菌群依赖性滤泡肿大。肠道菌群的调节作用，类似于抗生素治疗一样[27]，使肠道滤泡恢复正常。此外，IgA在塑造肠道菌群生态学方面也扮演着重要角色，比如在AID缺陷鼠的小肠中厌氧菌数量显著增多。值得注意的是，IgA对微生物群落的调节作用似乎仅仅存在于小肠中。

5 展望

已有的数据表明，肠道环境(尤其肠道菌群)对编码免疫球蛋白有极其重要的作用，但也可能只是局限于生命早期这一特定的时间段[28]。此外，一些特定的肠道菌群可直接或间接地通过多种细胞调节免疫系统，这有助于宿主免疫系统的发育、成熟，以抵抗疾病保持肠道健康[29，30]。但要想证明生命早期肠道菌群在体液免疫应答形成时期的具体作用，还需要进一步深入的研究。因此，研究B细胞在建立、维持宿主和肠道菌群之间关系中的作用，如何保持宿主健康状态，将是未来新的研究方向。

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[收稿2015-12-23 修回2016-04-25]

(编辑 张晓舟)

10.3969/j.issn.1000-484X.2017.01.030

①本文为国家863计划项目(2013AA102806，2011AA10A215)和国家自然科学基金项目(31272552，31272541)。

陈毅秋(1989年-)，女，硕士，主要从事动物微生态与黏膜免疫学研究，E-mail:313011124@qq.com。

及指导教师：王春凤(1972年-)，女，博士，教授，博士生导师，主要从事动物微生态与黏膜免疫学研究，E-mail: wangchunfeng@jlau.edu.cn。

Q939.91

A

1000-484X(2017)01-0140-04