王永忠，董 亮，左 勇，胥腾飞，茹志鹏



外加电压改善微生物电解池内稻秸同步酶解发酵产氢性能

王永忠1，董 亮2※，左 勇2，胥腾飞3，茹志鹏3

（1. 重庆大学生物工程学院，重庆 400030； 2. 四川理工学院生物工程学院，自贡 643000； 3. 重庆美的通用制冷设备有限公司，重庆 401336）

该文以稻草秸秆等为原料研究了微生物电解池（microbial electrolysis cell，MEC）内外加电压（0、0.4、0.6、0.8、1.0 V）对木质纤维素同步酶解发酵产氢特性的影响，得到MEC利用木质纤维素产氢的最优电压，实现可再生资源综合利用与清洁能源开发的双重目的。试验结果表明，MEC的产氢速率、产氢得率、基质消减量及总能量得率皆呈逐渐增加的趋势，但相对电能消耗的能量得率则呈逐渐下降的趋势。当外加电压为0.4 V 时，得到试验条件下最大的相对电能消耗的能量得率（377.59%），当外加电压为1 V时获得最大的氢气产量为44.8 mL和总能量得率2.84%；在发酵产氢过程中，阳极室pH值呈先逐渐下降后略上升的趋势，有机酸分析测试表明，在MEC内的发酵产氢为丁酸发酵型。本研究对探索MEC内木质纤维素原料的同步酶解发酵产氢，提高纤维素基质酶解糖化和发酵产氢效率具有一定的指导意义。

秸秆；电压；发酵；微生物电解池；同步酶解发酵；生物制氢

0 引 言

生物制氢技术因具有反应条件温和、能耗低、无污染等优点而成为新能源开发领域中最具前途的技术之一，但常规的发酵生物制氢仍具有氢气产率低，氢气分离困难等不足[1-2]。因此，人们提出了一种新的产氢方法—微生物电解池（microbial electrolysis cell，MEC）制氢。MEC产氢与其他生物制氢方式相比，具有产氢率高、可用底物广泛及可承受的温度范围广，兼具电化学和微生物学的优点，理论上可解决发酵法产氢的热力学问题[3-4]。目前人们主要研究了一些有机物质如甜菜汁和废水等作为底物时MEC的产氢特性[5-7]。此外，Arunasri等考虑了电极材料特性和反应器结构参数对MEC性能的影响[8-9]，路璐[10]分析了MEC阳极生物膜微生物群落结构对环境条件变化的响应及种群互作机制，Zeng等[11]研究了MEC内呋喃等物质转化为氢的特性，评估了阳极微生物的群落结构、产氢及转化效率。

木质纤维素作为自然界中最丰富、可再生的生物质原料，具有分布广泛、易于获得、价格低廉等优点。利用木质纤维废弃物等廉价的基质制取氢气，既能降低氢气的生产成本，又能实现废弃物的资源化利用[12]。但木质纤维素原料具有化学结构复杂，难以酶解等特性，以MEC利用各种富含有机物的废弃物为反应底物制氢涉及原料预处理、酶解、微生物菌群、外加电压等多方面的因素，Catal等[13]研究发现单室MEC内加入抗生素抑制产甲烷微生物活性后产氢性能能得到改善，Li等[14]研究MEC内以玉米秸秆为原料通过两阶段发酵产氢的转化特性。但关于MEC内木质纤维素同步酶解与厌氧发酵产氢的相关报道较少。

本文利用构建的双室微生物电解池产氢系统，以稻草基质为原料，开展了不同外加电压对MEC内木质纤维素同步酶解发酵产氢特性的影响研究，分析了MEC产氢性能和基质转化效率。本研究对探索MEC内木质纤维素原料的同步酶解发酵产氢，提高纤维素基质酶解糖化和发酵产氢效率，促进资源综合利用和清洁能源开发具有一定的指导意义。

1 试验材料和方法

1.1 基质预处理

将取自重庆市郊区的稻草秸秆剪切成1～2 cm小段，洗净并于80 ℃烘干至恒重；用粉碎机将稻草秸秆粉碎，过60目的自动振动筛，得到稻草秸秆粉末；将其与1%的氢氧化钠溶液，按照固液比为1∶10的比例混合，预处理24 h，然后用清水漂洗稻草粉末至中性，烘干至恒重，备用。

1.2 MEC的结构

MEC系统结构如图1所示。反应器的阴极和阳极采用2个同心圆柱，内圆腔室为MEC阳极（60 mm× 70 mm），外腔室为阴极（100 mm×70 mm），材料为聚甲基丙烯酸甲酯有机玻璃。反应器的总体积为460 mL，其中阳极室工作体积为 98 mL，阴极室工作体积为260 mL。阳极电极采用碳布布置在内圆柱的四周，并用导线连接外电路。阴极电极为喷Pt的碳布（0.5 mg/cm2）。阳离子交换膜（Nafion TM 117，Dupont Co.，美国）布置在阳极外圈。在反应器的顶端布置一个14 mm的孔，插入Ag/AgCl参比电极（Type 218；INESA Scientific Instrument Co.，Ltd）。反应器两部分用螺栓连接，并采用聚四氟乙烯胶密封反应器。

1.3 MEC系统的启动与运行

启动前，使用30%的甲醛溶液对MEC反应器系统进行灭菌，并用高温灭菌后冷却的去离子水进行清洗3次。MEC的启动采用微生物燃料电池（microbial fuel cell，MFC）启动方式，阴极室以0.1 mol/L的铁氰化钾溶液为阴极电子受体，阳极为MFC含大量菌种的排除液，初始微生物菌种为城市污水沟上表层淤泥经驯化后得到的混合菌种，经观察主要为杆菌和梭菌。培养基灭菌冷却后以流速为40 mL/h通入阳极室。培养基的具体配方(g/L)：K2HPO4·3H2O，1.006；KH2PO4，0.554；MgSO4·7H2O，0.200；FeSO4·7H2O，0.0417；(NH4)6Mo7O24·4H2O，0.001；ZnSO4·7H2O，0.001；NaCl，0.200；CaCl2，0.010；CO(NH2)2，1.667；谷氨酸钠，0.500；酵母膏，1.000；葡萄糖，10.000；生长因子，1.000 mL/L。阴阳极间外接50 Ω电阻，利用数据采集器监测负载两端电压和电流。同时将2.0 g稻草粉末与80 mL蒸馏水混匀，并按接种量为30%（体积比）的比例接种早期制备的细菌种子培养液，沤肥预处理3 d。待MEC启动成功后，将沤肥预处理好的基质与53.36 mg 纤维素酶（Worthington，115 U/mg），0.2 mL-葡萄糖苷酶（Novozyme 188, Sigma, ≥25 U/g）加入MEC阳极并混匀。将10 mmol/L磷酸盐缓冲液（K2HPO42.28 g/L；KH2PO4·3H2O 1.53 g/L）缓慢通入MEC阴极。发酵温度控制为35 ℃左右。为保证微生物活性及防止水的电解，电源（Array 3645A，台湾）提供的电压设定为0、0.4、0.6、0.8、1.0 V。阳极电流通过数据采集仪（Agilent 34970 A，美国）每隔1 min采集的数据计算得到。阴阳极反应液pH值由pH计（Thermo-3 star，美国）测得。

1.4 分析方法

以排水法收集产生的气体。气体成分用气相色谱仪（SC-3000，重庆）检测，操作条件：TCD检测器，色谱柱为2 mm不锈钢填充柱，氩气作为载气（流速25 mL/min），柱箱温度和检测器温度分别为55和100 ℃，检测器电流为80 mA。残余还原糖采用3,5-二硝基水杨酸法（DNS）检测。以测得的气体中氢气含量乘以收集的气体总体积便得到所产生的氢气体积量。基质消减量通过电子分析天平称质量（Sartorius BP114，德国）。中间产物采用离子色谱仪测量(戴安 ICS-5000，美国)。纤维素基质燃烧焓测量采用同步热分析仪（STA 409 PC Luxx®，德国）。

产氢速率(HPR)定义为单位时间内实际的氢气产量与反应器体积之比[15]。

相对输入电能的能量得率（）指实际产生的氢气热值与系统电能输入的比值。

（2）

总能量得率指实际产生的氢气热值与消耗的电能及有机底物能量的总和的比值。

2 结果与讨论

2.1 MEC的启动

试验中，MEC采用微生物燃料电池（MFC）启动方式进行启动，图2为MEC启动过程中负载电压及阳极电位随时间的变化曲线。

由图2可知，MEC启动初期0～30 h，负载两端电压约为0，并随启动时间延长电压缓慢增加。启动30 h后，电压迅速增加。这是因为启动初期，微生物在MEC阳极室内有一个适应期，之后微生物进入指数增长期。因此，接种初期，负载电压较低且处于相对稳定状态，之后，随阳极室内微生物大量繁殖和生理活性逐渐增强，导致负载电压逐渐升高。接种约60 h后，负载电压逐渐趋于稳定，约为0.55 V，表明MEC采用MFC启动方式已达到稳定期，微生物活性达到最佳，电池启动成功。而阳极电势随启动进行呈逐渐下降趋势，在启动初始阶段微生物处于适应期，电位下降缓慢，启动约32 h后微生物进入生长期，分解有机物的能力增强，电极电势逐渐向有机物分解的电位偏移，表现为电位显著下降，当启动约64 h后，随微生物进入稳定生长期，阳极电势处于平稳状态，试验结果与文献相关报道一致[16-17]。

2.2 外加电压对微生物电解池产氢量的影响

电池启动成功后，将测试系统转化为产氢的MEC系统。试验中对MEC系统所施加的电压分别为0、0.4、0.6、0.8、1.0 V，结果如图3所示。由图3a可知，MEC累计产氢量随发酵时间进行呈逐渐增加趋势，并且在相同发酵时间内随外加电压升高而升高，但在发酵72 h后曲线上升趋势明显减缓，表明在发酵后期微生物产氢性能下降；试验结束，在外加电压为0、0.4、0.6、0.8和1.0 V条件下，得到的累计产氢量分别为1.5、27.6、38.2、43.2、46.6 mL。其中当外加电压为0.8、1.0 V时累计产氢量分别是对照（0 V）时的28.8、31.1倍，因此，在外加电压作用下，MEC产氢量明显增加，产氢性能得到改善。由图3b可知，产氢速率随外加电压的升高先呈显著升高的趋势，当外加电压高于0.6 V时，产氢速率增加的趋势减缓，试验中当外加电压为1.0 V时，产氢速率最大为44.8 mL/(L·d)。

2.3 微生物电解池中pH值的变化

图4为MEC系统中阴阳极室反应液pH值变化情况。由图4a可知，阳极室中反应液初始pH值为7，随着发酵过程的进行，所有试验条件下的pH值皆呈明显下降趋势，在发酵末期pH值皆略有增加；同时，在相同的运行时间内随外加电压升高，阳极发酵液pH值呈逐渐下降的趋势，当外加电压为1.0 V时，发酵末期发酵液pH值仅为5.0。由图4b可知，阴极室溶液pH值总体变化较小，当外加电压为0.4 V以下时，阴极室反应液pH值呈缓慢下降趋势；而当外加电压高于0.4 V时，阴极室反应液pH值表现为先略增加后略下降的趋势；在发酵末期，阴极室pH值随外加电压升高而逐渐升高，当外加电压达0.8 V以上时，pH值基本维持在7.1左右。

2.4 微生物电解池中间代谢产物随时间的变化

试验结束，检测了MEC厌氧发酵产氢过程中阳极室内的部分脂肪酸含量及残余还原糖的含量（表1）。由表1可知，在相同的外加电压下，MEC系统中在0～36 h乳酸、甲酸、乙酸和丙酸等有机酸的浓度随发酵进行呈逐渐下降的趋势，而丁酸的含量呈逐渐增加的趋势。如当外加电压为0.8 V时，乳酸、甲酸、乙酸、丙酸的最大质量浓度分别为：854.52（12 h）、227.92（12 h）、405.93（12 h）、318.29（84 h）mg/L；所有试验条件下，丁酸的含量在发酵至第84小时达到最大，分别为1 316.12、1 420.92、1 509.04、1 577.16、1 603.86 mg/L。在外加电压为0.8 V时，还原糖的最大残余量在36 h达到最大为5376.31 mg/L，而反应结束时还原糖的残余量为2317.28 mg/L；而当输入电压分别为0、0.4、0.6、1.0 V时，还原糖的最大残余量分别为4 670.36、4 035.04、4 129.16、5 917.48 mg/L，试验结束时还原糖的残余量分别为2 246.72、2 246.72、2 529.09、2 482.03 mg/L。

试验结果表明，还原糖是MEC内木质纤维素酶解稻草基质的主要水解产物并作为微生物厌氧发酵产氢的底物，在整个同步酶解发酵产氢过程中乳酸和丁酸为主要的中间代谢产物，乙酸、丙酸、甲酸的含量相对较低，这表明试验条件下MEC产氢过程主要为丁酸发酵型。

3 讨 论

MEC产氢是一个吸热反应，需要外加能量才能促使氢气生成[2]，因此，随外加电压升高，产氢速率增大；同时微生物厌氧发酵产氢过程中产生大量的有机酸，并释放质子、电子，在外加电源提供的能量下，质子、电子分别通过质子交换膜、外电路进行迁移，质子与电子在阴极结合产生氢气。所以，适当增加外加电压有利于MEC阴极氢气的生成。当外加电压低于0.4 V（含0.4 V）时，一方面产电微生物的活性未能得到有效强化，另一方面外加电压供给的能量不足以促进H+转化为氢气，因此，表现为产氢速率较低和因阴极室溶液H+积累而引起的pH值缓慢下降。当外加电压较高时，发酵初期，随着阳极室厌氧发酵进行，大量的质子在外加电压作用下迁移至阴极室并产生氢气，所以阴极室pH值呈逐渐升高的趋势，并且产氢速率显著提高；在发酵后期，阴极室pH值逐渐下降，推测其原因是随发酵进行，还原糖含量下降，微生物活性下降，外电路传递的电子数量减少，阴极室质子积累较多，造成阴极室pH值下降，同时表现出产氢能力下降的现象。

表1 电压对微生物电解池MEC系统中中间产物的影响

此外，由于阳极室内的稻草秸秆基质在厌氧发酵过程中产生了大量酸性中间产物，由此导致了阳极室pH值显著下降；在发酵后期特别是第84 小时以后阳极发酵室内pH值呈上升的趋势，主要归咎于部分酸性中间代谢产物逐渐被产氢微生物利用和消耗，并且 H+跨过质子交换膜进入阴极室产生氢气导致了阳极室内H+浓度下降。同时，适当提高外加电压，阳极室内产电微生物活性得到增强，稻草基质分解速率加快并释放较多有机酸，因此相同发酵时间内阳极室内发酵液pH值随着外加电压的升高呈逐渐下降的趋势。总之，MEC内厌氧发酵与电子、质子释放及迁移的具体机制较复杂，尚需进一步探索。

目前，微生物电解池产氢性能评估有多种方法[18]，在这里通过产氢速率、产氢得率及能量得率等方面的性能。表2所示为电压对MEC利用稻草基质同步酶解发酵产氢的性能评价。由图2b及表2可知，试验条件下，尽管随着外加电压的增加， MEC的产氢速率及产氢得率、基质消减量和总能量得率皆呈逐渐增加的趋势，表明外加电压能有效提高阳极室内微生物活性，分解有机质，产生氢气，并提高了相对于底物消耗的产氢得率；但相对电能消耗的能量得率则呈逐渐下降的趋势，当外加电压为0.4 V时，得到试验条件下较低的产氢量27.6 mL、产氢速率26.7 mL/(L·d)及相对电能消耗的最大能量得率（377.59%）；而当外加电压为1.0 V时，产气量和产气速率分别增加至46.6 mL和44.8 mL/(L·d)，获得最大的产氢得率38.9 g/g，但相对电能消耗的能量得率下降至88.62%。这说明尽管较高的外加电压能有利于MEC厌氧发酵产氢，但大部分能量被MEC内阻消耗；同时，比较2种能量得率，可以发现，二者呈完全相反的变化趋势，随外加电压的升高，总能量得率呈递增的趋势，相对电能消耗的能量得率则呈下降趋势。这表明尽管随外加电压升高，MEC内阻消耗的能量增加，但MEC阳极室内微生物分解稻草基质的活性提高，产氢性能和总的能量得率改善。所以在实际操作运用过程中，不能仅仅通过产氢速率来衡量MEC的性能，尚需综合比较MEC各方面的性能以确定最适外加电压。

表2 微生物电解池MEC利用木质纤维素同步酶解发酵产氢的性能

尽管本研究中MEC产生的生物气中氢气含量显著提高，达到59.3%，高于相关文献报道[14]。但所设计的MEC在产氢性能方面同国内外相关文献报道比较尚存在一定不足，如产氢速率、产氢得率较相关文献报道结果[19-20]较低，最大相差约2倍左右，同时，总能量得率明显较低，这主要归咎于所设计的反应器结构、操作条件及阳极室的发酵培养基需要优化，特别是需改良产氢微生物菌种及群落结构、优化电极性能。只有通过进一步的优化设计，MEC产氢性能才能有效提高。

4 结 论

本试验主要以稻草秸秆作为微生物电解池MEC中厌氧发酵产氢的原料，开展了外加电压（0、0.4、0.6、0.8、1.0 V）对MEC利用木质纤维素同步酶解发酵产氢特性的影响研究。试验结果表明，MEC的产氢速率及产氢得率、基质消减量及消耗的木质纤维素量皆呈逐渐增加的趋势，但能量得率则呈逐渐下降的趋势，当外加电压为0.4 V时，得到试验条件下最大的能量得率（377.59%），当外加电压为1.0 V时得到最大的氢气产量和最大的产氢得率，分别为44.8 mL和38.9 g/g，获得最佳的产氢效益；在发酵产氢过程中，阳极室pH值呈先逐渐下降后略上升的趋势，有机酸检测分析表明，在MEC内的发酵产氢为丁酸发酵型。

[1] 胥腾飞. 基于木质纤维同步酶解的微生物电解池产氢过程中传输与反应特性[M]. 重庆：重庆大学，2014.

[2] 王利勇，叶晔捷，陈英文，等.同步废水处理及产氢的微生物电解池研究进展[J]. 现代化工，2010，30(9)：31－35.

Wang Liyong, Ye Yejie, Chen Yingwen, et al. Advances in biological wastewater treatment and simultaneously hydrogen Generation from organic wastewater by microbial electrolysis cell[J]. Modern Chemical Industry, 2010, 30(9): 31－35. (in Chinese with English abstract)

[3] 余银生，刘春波，胥腾飞，等. 基于MEC利用有机废弃物产氢研究进展[J]. 农业资源与环境学报，2015，32(4)：327－331.

Yu Yinsheng, Liu Chunbo, Xu Tengfei, et al. Research progress of hydrogen production from organic wastes in MEC[J]. Journal of Agricultural Resources and Environment, 2015, 32(4): 327－331. (in Chinese with English abstract)

[4] Dincer I. Green methods for hydrogen production[J]. International Journal of Hydrogen Energy, 2012, 37(2): 1954－1971.

[5] Dhar B R, Elbeshbishy E, Hafez H, et al. Hydrogen production from sugar beet juice using an integrated biohydrogen process of dark fermentation and microbial electrolysis cell[J]. Bioresource Technology, 2015, 198: 223－230.

[6] 徐源，王利勇，蒋阳月，等. 微生物电解池处理PTA废水及同步产氢的研究[J]. 太阳能学报，2014，35(4)：716－720.

Xu Yuan, Wang Liyong, Jiang Yangyue, et al. Simultaneous treatment of PTA wastewater and production of hydrogen using microbial electrolysis cell[J]. Acta Energiae Solaris Sinica, 2014, 35(4): 716－720. (in Chinese with English abstract)

[7] Escapaa R M, Martíneza E J, Blanes J. Microbial electrolysis cells: An emerging technology for wastewater treatment and energy recovery. From laboratory to pilot plant and beyond[J]. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 2016, 55: 942－956.

[8] Arunasri K, Modestra J A, Yeruva D K, et al. Polarized potential and electrode materials implication on electro-fermentative di-hydrogen production: Microbial assemblages and hydrogenase gene copy variation[J]. Bioresource Technology, 2016, 200: 691－698.

[9] Kadier A, Simayi Y, Abdeshahian P, et al. Chandrasekhar, Mohd Sahaid Kalil. A comprehensive review of microbial electrolysis cells (MEC) reactor designs and configurations for sustainable hydrogen gas production[J]. Alexandria Engineering Journal, 2016, 55(1): 427－443.

[10] 路璐. 生物质微生物电解池强化产氢及阳极群落结构环境响应[D]. 哈尔滨：哈尔滨工业大学，2012.

Lu Lu. Enhanced Hydrogen Production from Biomass in Microbial Electrolysis Cells and The Environmental Responses of Anodophilic Community Structures[D]. Haerbin: Harbin Institute of Technology, 2012. (in Chinese with English abstract)

[11] Zeng X F, Borole A P, Pavlostathis S G. Biotransformation of furanic and phenolic compounds with hydrogen gas production in a microbial electrolysis cell[J]. Environmental Science Technology, 2015, 49(22): 13667－13675.

[12] 王爱杰，曹广丽，徐诚蛟，等. 木质纤维素生物转化产氢技术现状与发展趋势[J]. 生物工程学报，2010，26(7)：931－941.

Wang Aijie, Cao Guangli, Xu Chengjiao, et al. Progress and technology development on hydrogen production through bioconversion of lignocellulosic biomass[J]. Chinese Journal Biotechnology, 2010, 26(7): 931－941. (in Chinese with English abstract)

[13] Catal T, Lesnik K L, Liu H. Suppression of methanogenesis for hydrogen production in single-chamber microbial electrolysis cells using various antibiotics[J]. Bioresource Technology, 2015, 187: 77－83.

[14] Li Y H, Bai Y X, Pan C M, et al. Effective conversion of maize straw wastes into bio-hydrogen by two-stage process integrating H2 fermentation and MECs[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2015, 22(23): 18394－18403.

[15] Wang Y Z, Liao Q, Zhu X, et al. Characteristics of hydrogen production and substrate consumption of Rhodopseudomonas palustris CQK 01 in an immobilized-cell photobioreactor[J]. Bioresource Technology, 2010, 101: 4034－4041.

[16] 滕文凯，刘广立，骆海萍，等. 基质COD 浓度对单室微生物电解池产甲烷的影响[J]. 环境科学，2015，36(3)：1021－1026.

Teng Wenkai, Liu Guangwen, Luo Haiping, et al. Influence of substrate COD on methane production in single- chambered microbial electrolysis cell[J]. Environmental Science, 2015, 36(3): 1021－1026. (in Chinese with English abstract)

[17] 刘充，刘文宗，王爱杰. 微生物电解池阳极生物膜功能菌群构建及群落特征分析[J]. 微生物学通报，2015，42(5)：845－852.

Liu Chong, Liu Wenzong, Wang Aaijie. Anodic biofilm formation and electron transport characteristics of microbial communities in microbial electrolysis cell (MEC)[J]. Microbiology China, 2015, 42(5): 845－852. (in Chinese with English abstract)

[18] Su Min, Wei L, Qiu Z, et al. Hydrogen production in single chamber microbial electrolysis cells with stainless steel fiber felt cathodes[J]. Journal of Power Sources, 2016, 301: 29－34.

[19] Kadier A, Simayi Y, Abdeshahian P, et al. A comprehensive review of microbial electrolysis cells (MEC) reactor designs and configurations for sustainable hydrogen gas production[J]. Alexandria Engineering Journal, 2016, 55(1): 427－443.

[20] Verea L, Savadogo O, Verde A, et al. Performance of a microbial electrolysis cell (MEC) for hydrogen production with a new process for the biofilm formation[J]. International Journal of Hydrogen Energy, 2014, 39(17): 8938－8946.

Improving hydrogen production from straw though simultaneous fermentation by applied voltage in microbial electrolysis cell

Wang Yongzhong1, Dong Liang2※, Zuo Yong2, Xu Tengfei3, Ru Zhipeng3

(1.,,400030,; 2.,,643000,; 3..,401336,)

In this work, the effects of applied voltages on the characteristics of hydrogen production were investigated by the simultaneous saccharification and fermentation of rice straw in a fabricated microbial electrical cell (MEC) with 2 chambers, and the hydrogen production performance and conversion efficiency of cellulosic material were analyzed. The chambers of anode and cathode in this MEC were 2 concentric cylinders, and the inner one was anode chamber and the external one was cathode chamber. The gross volume of this reactor was 460 mL with 98 mL working volume in anode chamber and 260 mL working volume in cathode chamber. The carbon cloth fixed around the external wall of anode chamber was used as anodic electrode which was linked with cathode electrode by an external circuit with a 50 Ω resistance, and the carbon clothing sprinkled with platinum (Pt) was used as cathode electrode. The 2 chambers were separated by cation exchange membrane (Nafion TM 117, Dupont Co., US). Before testing, the rice straw powder with 60 meshes was mixed with 1% NaOH solution at the solid-liquid ratio of 1:10 for 24 h pretreatment, and then was rinsed with water to neutral and dried at 105 ℃ to constant weight. The 2.0 g pretreated cellulosic material was mixed with 80 mL distilled water and inoculated with the bacterial seed solution at a proportion of 30% (V/V) for compost and fermentation at room temperature for 3 d. The bacterial seed solution was obtained by 7 d domestication of municipal sewage sludge of Chongqing City. The MEC was started using the starting mode of microbial fuel cell (MFC), which was inoculated seed solution in anode chamber and 0.1 mol/L potassium ferricyanide was used as electron acceptor of cathode during the startup. After finishing the startup of MEC, the cellulosic material pretreated by compost and fermentation was mixed with 53.36 mg cellulase (Worthington, 115 U/mg) and 0.2 mL-glucosidase (Novozyme 188, Sigma, ≥25 U/g) again and transported into the anode chamber of the MEC, the culture medium for bacteria growth was pumped into the anode chamber at a flow rate of 40 mL/h, and 10 mmol/L phosphate buffer (K2HPO42.28 g/L, KH2PO4·3H2O 1.53 g/L) was pumped into the cathode of the MEC. Then, the system was sealed tightly for hydrogen production through simultaneous saccharification and fermentation at 35 ℃ constant temperature. It was observed that the voltage of the MEC rose up obviously 30 h after startup, which indicated that the startup of the MEC succeeded using MFC mode. Then, the effects of applied voltages (0, 0.4, 0.6, 0.8, and 1.0 V) on hydrogen production, pH value change of fermented solution and production of intermediates in the MEC were investigated. It was found that hydrogen production rate, hydrogen yield, amount of substrate consumption and total energy yield in the MEC increased with the increase of the applied voltage. Conversely, the energy yield to consumed electric energy decreased. The maximal energy yield to consumed electric energy was 377.59% at 0.4 V applied voltage, while the maximal amount of hydrogen production was 44.8 mL and the maximal total energy yield was 2.84% at the applied voltage of 1.0 V. The pH value of anode chamber first increased, and then slightly decreased during the fermentation for hydrogen production. The testing results of organic acids during the simultaneous saccharification and fermentation reveal that the process of hydrogen production in the MEC is butyric acid type fermentation.

straw; voltage; fermentation; microbial electrolysis cell; simultaneous saccharification fermentation; biohydrogen production

10.11975/j.issn.1002-6819.2016.24.031

TK6

A

1002-6819(2016)-24-0234-06

2016-03-16

2016-10-25

国家自然科学基金项目（51376200）

王永忠，男，四川资阳人，重庆大学生物工程学院，教授，博士生导师，主要研究方向为微生物代谢与调控技术。重庆 重庆大学生物工程学院，400030。Email：wangyzh@cqu.edu.cn

董亮，男，四川自贡人，副教授，博士生，主要研究方向为农业废弃物处理与环保工程、农产品产后处理与加工工程。自贡 四川理工学院生物工程学院，643000。Email：410898720@qq.com