张武昌，赵苑，赵丽，李海波，2，陈雪，2，肖天

（1.中国科学院海洋研究所 海洋生态与环境科学重点实验室，山东 青岛 266071；2.中国科学院大学，北京 100049）

在多数寡营养海区和中营养海区中，浮游生物的初级生产主要是由超微型（pico 级） （0.2～2 μm） 浮游植物贡献的（Li et al，1983；Platt et al，1983）。Pico 级浮游植物包括聚球蓝细菌（Synechococcus，简写为Syn）、原绿球藻和pico 级真核生物。Pico 级浮游植物每天最快分裂一次（Liu et al，1995； Vaulot et al，1995），然而，它们的丰度在几天甚至几年内保持不变，所以，这些生物的死亡率和生长率形成动态平衡。什么原因造成它们的消亡，一直是科学家探索的重要问题。摄食死亡、病毒侵染和沉降是聚球蓝细菌减少的主要原因（Christaki et al，2002）。

微型浮游动物（<200 μm） 是浮游植物的重要摄食者，因此，微型浮游动物对聚球蓝细菌的摄食是海洋生态动力学主要研究内容。微型浮游动物主要包括鞭毛虫、纤毛虫等类群，其中粒级为2～20 μm 的被称为nano 级浮游动物。在分类学上，鞭毛虫包括原始虫、波豆虫、眼虫、隐滴虫、领鞭毛虫、异鞭虫、甲藻和其他分类地位不明确的种类等8 个类群（黄凌风等，2006），但是甲藻和其他7 个类群有明显的区别（甲藻个体比较大，有腰鞭毛），因此在微型浮游动物生态学研究中，大多作者将甲藻与鞭毛虫作为不同的功能类群（不是分类类群） 并列提出，例如Jeong 等（2007） 和Sherr等（2007）。聚球蓝细菌丰度是异养nano 级浮游生物的10 倍，因此，Sieburth 等（1982） 估算推断聚球蓝细菌足以支持异养nano 级浮游生物需求。Johnson 等（1982） 最早在实验室内研究了聚球蓝细菌和捕食者的摄食关系，被认为是微型浮游动物摄食聚球蓝细菌的先驱研究。本文从实验室研究和现场研究两个方面综述微型浮游动物对聚球蓝细菌摄食研究的进展，为我国的相关领域研究提供参考依据。

1 摄食研究的参数

研究两种生物的摄食关系首先要确定饵料生物是否被摄食，然后，用各种方法估算摄食的各种参数，包括，摄食速率（I，ingestion rate，个grazer-1h-1）、清滤速率（F，clearance rate，nl grazer-1h-1）、摄食率（g，grazing rate，d-1） 和摄食压力。

摄食者在单位时间内摄入体内的饵料个数（或质量，通常以碳C 表示） 被称为摄食速率，摄食速率除以培养期间饵料的平均丰度即为清滤速率。

假设饵料生物以指数形式生长，培养开始时（在t0时刻） 的丰度为A0，培养一段时间t 后，饵料生物的丰度变为At，内禀生长率μ=ln（At/A0）/t。

在饵料生物培养液中加入摄食者培养一段时间t 后，摄食者群体会造成饵料生物丰度比没有摄食者的对照组降低，摄食者群体造成的影响使得饵料生物的丰度以指数形式增长At=A0e(μ-g)t，饵料生物表现出的生长率为表观生长率k=μ-g。

当培养体系中没有摄食者时，g=0，表观生长率等于内禀生长率，k=μ。

摄食压力是指单位时间内摄食者的摄食量占饵料生物生物量（或丰度、生产力） 的比例。

2 实验室内研究

2.1 研究方法

目前，有两种方法来确定聚球蓝细菌是否被其他生物摄食：1） 检测摄食者体内聚球蓝细菌颗粒（体内饵料颗粒法），表面荧光显微镜观察聚球蓝细菌独特的橘黄色荧光或用荧光染料的方法是确定聚球蓝细菌被摄食的依据；2） 将摄食者与饵料聚球蓝细菌混合培养，监测摄食者的生长情况，如果摄食者能存活和生长（Johnson et al，1982），说明摄食者利用了饵料生物。同一种摄食者和不同的饵料混合培养，摄食者表现出不同的生长率，可以指示不同饵料对于摄食者的营养价值（生长率指示法）。很多聚球蓝细菌有被摄食但难以被消化的现象，因此，体内饵料颗粒法是确定摄食关系的最佳方法。

实验室内测定摄食速率的方法有两种：1） 饵料浓度差减法。利用培养的单种生物进行实验，用聚球蓝细菌作为饵料，将聚球蓝细菌和摄食者（如鞭毛虫） 混合培养，根据检测培养过程中培养组（含摄食者和被摄食者） 和对照组（只有被摄食者）中聚球蓝细菌丰度的差异，可以估算摄食速率，为了防止摄食节律对结果的影响，Apple 等（2011）认为不同日期的实验需在每天的同一个时间段进行。2） 体内饵料颗粒增多法。因为聚球蓝细菌有独特的橘黄色荧光，因此，可以将聚球蓝细菌和摄食者混合培养，隔一定时间周期，监测摄食者体内饵料颗粒的增多情况，在最初的一段时间，摄食者体内的饵料不断增多，表现为线性关系，当第一个饵料颗粒被消化后，摄食者体内的饵料颗粒保持恒定，不再增加。线性增长时间内体内饵料数量增加的斜率即为摄食速率。

2.2 鞭毛虫摄食聚球蓝细菌

Johnson 等（1982） 最早在实验室内研究聚球蓝细菌与其他生物的摄食关系，用#220 号菌株培养纤毛虫Uronema sp.和鞭毛虫Actinomonas sp.，存活了将近1年。Caron 等（1991） 用聚球蓝细菌菌株WH7803，WH8012，WH8101 喂养在马萨诸塞海岸分离的一株鞭毛虫Paraphysomonas sp.，发现它们都能支持异养鞭毛虫的生长，但是以它们为食时，异养鞭毛虫的生长率平均比以细菌为食时低74%。Zwirglmaier 等（2009） 用37 种聚球蓝细菌喂养两株鞭毛虫Paraphysomonas imperforata 和Pteridomonas danica，监测培养过程中鞭毛虫丰度的变化，发现有一些种类的聚球蓝细菌不被摄食，而被摄食的种类中，有一部分不被消化。研究表明可以被摄食聚球蓝细菌的特征是蛋白质含量低但蛋白质多样性高。

目前，使用饵料浓度差减法对4 种鞭毛虫和5株聚球蓝细菌进行了研究（表1），培养实验的时间周期和采样间隔差别很大，培养周期最长为6 d，最短为1.5 h，采样间隔最长为1 d，最短为0.5 h。这些实验得出的摄食速率为0～2.9 syn grazer-1h-1，清滤速率0.4～10.9 nl grazer-1h-1。鞭毛虫对不同聚球蓝细菌的摄食速率不同，例如Goniomonas pacifica 对CC9311 的摄食速率大于对WH8102 的摄食速率（Apple et al，2011）。

Christaki 等（2002） 利用体内饵料颗粒增多法估算摄食速率，培养60 min，每10 min 采集鞭毛虫样品，进行DAPI 染色，得出的结果和饵料浓度差减法近似。

鞭毛虫Pseudobodo sp.对聚球蓝细菌WH8103的摄食速率随饵料浓度增大呈现先增大后降低的趋势，当饵料浓度低于5×105syn ml-1时，摄食速率随饵料浓度增加而线性增加；当饵料浓度达5 ×105syn ml-1时，摄食速率最大可达2.7 syn grazer-1h-1；饵料浓度继续增加，处于6×105～1.5×106syn ml-1时，摄食速率降低。清滤速率则随饵料浓度增大而减小（Christaki et al，2002）。

2.3 甲藻摄食聚球蓝细菌

迄今共使用饵料浓度差减法、体内饵料颗粒增多法和15N 同位素标记法研究了甲藻对聚球蓝细菌的摄食，摄食速率的范围为0.86～83.8 syn grazer-1h-1。Jeong 等（2005） 用饵料浓度差减法和体内饵料颗粒增多法测定了Prorocentrum donhaiense 的摄食速率，两者相差10 % （表1）。聚球蓝细菌丰度为1.1～2.3×106cells ml-1时，不同甲藻的摄食速率随着甲藻粒级的增大而增大。

用体内饵料颗粒增多法确定甲藻对聚球蓝细菌的摄食关系的研究不多。Legrand 等（1998） 首先研究甲藻Heterocapsa triquetra（具色素） 对用DTAF 染色的聚球蓝细菌的摄食，没有在甲藻体内发现聚球蓝细菌。但是Jeong 等（2005） 在实验室内用体内饵料颗粒法确定17 种赤潮甲藻（Akashiwo sanguine，Alexandrium catenella，A. minutum，A. tamarense， Cochlodinium polykrikoides，Gonyaulax polygramma，G. spinifera，Gymnodinium catenatum，G. impudicum，Heterocapsa rotundata，H. triquetra，Karenia brevis，Lingulodinium polyedrum，Prorocentrum donghaiense，P. minimum，P.micans，Scrippsiella trochoidea） 与对聚球蓝细菌（Synechococcus sp.， Genbank Accession Number DQ023295，直径1 μm） 的摄食关系。将甲藻和聚球蓝细菌或用DTAF 染色的聚球蓝细菌混合培养，在培养5 min，10 min，30 min，1 h，4 h 时采样，用表面荧光显微镜检查或激光共聚焦显微镜检查这些甲藻体内的聚球蓝细菌，在这些甲藻中都发现了聚球蓝细菌，证明这些赤潮甲藻是摄食聚球蓝细菌的。Glibert 等（2009） 用激光共聚焦显微镜在赤潮甲藻Karennia brevis 体内发现了聚球蓝细菌。

同一种甲藻对不同聚球蓝细菌的摄食速率不同。 异 养 甲 藻Oxyrrhis marina 对CC9605 和CC9902 的摄食速率（56 和71 cells grazer-1h-1） 大大高于对WH8102 的摄食速率（1.7 cells grazer-1h-1）（Apple et al，2011）。

据文献报道，两种甲藻（Prorocentrum donhaiense 和Prorocentrum micans） 的摄食速率随饵料浓度改变（功能反应） 而变化。Jeong 等（2005）用体内饵料颗粒增多法发现，Prorocentrum donhaiense 在聚球蓝细菌丰度达到1.1 × 106cells ml-1时，摄食速率达到饱和，最大摄食速率为7.7 syn grazer-1h-1，最大清滤速率为2.6 μl grazer-1h-1；Prorocentrum micans 在聚球蓝细菌丰度达到1.4 ×106cells ml-1时，摄食速率达到饱和，最大摄食速率为38.2 syn grazer-1h-1，最大清滤速率为4.3 μl grazer-1h-1。

2.4 纤毛虫摄食聚球蓝细菌

Verity 等（1986） 在实验室内用聚球蓝细菌培养两种砂壳纤毛虫（Tintinnopsis acuminate，Tintinnopsis vasculum），培养结果两种砂壳纤毛虫均死亡，但是没有说明砂壳纤毛虫有没有摄食蓝细菌，可能由于蓝细菌营养不够，不能维持砂壳纤毛虫生长。

Caron 等（1991） 在实验室内测定了两种纤毛虫（scuticociliate 和hymenostome） 对细菌和聚球蓝细菌（菌株WH7803，WH8012，WH8101） 的摄食。三株聚球蓝细菌支持的生长率与细菌支持的生长率相比，纤毛虫scuticociliate 仅为20 %，纤毛虫hymenostome 为48%。

有关纤毛虫对聚球蓝细菌摄食速率和清滤速率的文献不多（表1）。Christaki 等（1998） 在实验室内使用荧光标记的聚球蓝细菌喂养具沟急游虫，使用体内饵料颗粒增多法估算清滤速率为75～125 nl grazer-1h-1。Christaki 等（1999） 利用培养的聚球蓝细菌喂养纤毛虫，使用饵料浓度差减法得出Uronema sp.和Strombidium sulcatum 的清滤速率分别为148.2 和515 nl grazer-1h-1，Strombidium sulcatum 以这两种饵料为食时生长良好，而Uronema sp.在有Synechococcus 时生长缓慢。

表1 实验室内研究摄食者对聚球蓝细菌摄食的结果

Apple 等（2011） 选用四株聚球蓝细菌（WH8102，CC9605，CC9311，CC9902） 喂养砂壳纤毛虫Eutintinnus sp.，应用体内饵料颗粒增多法估算平均的清滤速率为219 nl grazer-1h-1。砂壳纤毛虫对WH8102 摄食速率为89 syn grazer-1h-1，对CC9311 的摄食速率为160 syn grazer-1h-1，而对CC9605 和CC9902 的摄食速率大于1 200 syn grazer-1h-1。

3 自然海区研究

3.1 摄食关系

在自然海区确认摄食关系有体内饵料颗粒增多法和自然海水中添加饵料（摄食者） 培养法。聚球蓝细菌被发现后，在自然海区的一些样品中，人们用透射电镜和表面荧光显微镜发现了聚球蓝细菌被其他生物摄食的证据：例如聚球蓝细菌细胞出现在乔治滩飞马哲水蚤粪便中（Johnson et al，1982）、加利福尼亚沿岸海樽和翼足类的粪便中（Silver et al，1981）、法国Villefranche-sur-Mer 的鞭毛虫体内（Laval，1971）、Chesapeake Bay 的原生动物体内（Perkins et al，1981）。根据聚球蓝细菌的特有荧光，Perkin 等（1981） 在异养真核生物的食物泡中发现了聚球蓝细菌。在自然海区采集的纤毛虫的食物泡中也发现了聚球蓝细菌（Campbell et al，1986；Sherr et al，1986；Bernard et al，1993）。在Villefranche 湾检查砂壳纤毛虫体内的食物泡发现，聚球蓝细菌是Rhabdonella spiralis 的主要饵料，是Salpingella acuminata 的唯一饵料。

Perez 等（1996） 使用自然海水中添加饵料（摄食者） 培养法，发现在自然海水中添加蓝细菌，促进纤毛虫的生长，而在自然海水中添加纤毛虫，蓝细菌的生长得到明显抑制。

Frias-Lopez（2009） 用稳定同位素标记的方法研究摄食者。这种方法用稳定同位素13C 和15N 标记的聚球蓝细菌喂养自然海水中的微型浮游动物，培养24 h 后，用滤膜过滤海水中的微型浮游动物，提取RNA，用密度梯度超速离心的方法（density gradient ultracontrifugation） 分离重（被稳定同位素标记） 的和轻（未被稳定同位素标记） 的RNA，重的RNA 中18S rRNA 被扩增、测序，然后分析重的RNA 的来源生物，得出在夏威夷海域（Aloha连续观测站） 聚球蓝细菌的主要摄食者是Bolidomonas 属的生物。

Iturriaga 等（1986） 用放射性同位素14C 标记聚球蓝细菌菌株（WH7803），添加到自然海水中喂养微型浮游动物，用显微放射性自显影技术（microautoradiography） 观察体内含有放射性物质的动物，在很多动物的体内发现了14C 标记。这些动物体内的14C 有的是通过多级摄食进入体内的，并不全是直接摄食聚球蓝细菌的结果。

3.2 自然海区研究摄食速率

自然海区微型浮游动物对聚球蓝细菌摄食的研究方法有两类：1） 体内饵料颗粒增多法（即Strom （2000） 的第一类方法） 估算不同类群的摄食，检查不同类群体内的聚球蓝细菌。部分研究中检查的是摄食者体内的自然发生的聚球蓝细菌（自然饵料食物泡法），有些研究检查的是摄食者体内添加的人工染色的聚球蓝细菌或粒级相同的荧光颗粒（人工饵料食物泡法）。2） 对自然海水进行干预，改变海水中生物类群的组成从而改变摄食速率或生长率（原核生物抑制剂法） 进行培养（即Strom（2000） 的第二类方法），通过统计学的方法估算摄食率。这类方法包括海水稀释培养、添加生物抑制剂培养（刘镇盛，1990）、分粒级培养等，这类方法研究微型浮游动物群体对聚球蓝细菌的摄食率。

3.2.1 体内饵料颗粒增多法

3.2.1.1 自然饵料颗粒

通过估算鞭毛虫和纤毛虫体内的聚球蓝细菌的数目和消化率（k，cell content min-1） 就可以估算鞭毛虫和纤毛虫的摄食速率（I，syn grazer-1h-1）。

I=摄食者体内的平均饵料个数×消化率。

Dolan 等（1999） 最先使用这种方法研究天然鞭毛虫对聚球蓝细菌的摄食，计数现场鞭毛虫体内食物泡中聚球蓝细菌的数目，根据消化率为1.1%cell content min-1来计算对聚球蓝细菌的摄食压力。在地中海的Villifranche，每个异养鞭毛虫体内的聚球蓝细菌数量为0.06～0.34 个，夜间样品平均为0.11 个，白天样品平均为0.19 个，夜间和白天的差异不显著。每个异养鞭毛虫体内的聚球蓝细菌数量与海水中正在分裂的聚球蓝细菌所占比例呈反比，摄食速率为0.02～0.2 syn grazer-1h-1，清滤速率为0.6～10.6 nl grazer-1h-1。Dolan 等（1999） 认为异养鞭毛虫只能摄食单细胞的聚球蓝细菌，正在分裂的聚球蓝细菌体积变大，不能被异养鞭毛虫摄食。根据单细胞聚球蓝细菌的丰度，计算出鞭毛虫群体对聚球蓝细菌现存量的摄食压力午夜为每小时0.2%，中午为每小时1%，每天14%。

Christaki 等（2001） 在地中海的研究表明，每个异养鞭毛虫体内的聚球蓝细菌数量为0.01～0.15个，聚球蓝细菌的FDC 和鞭毛虫体内聚球蓝细菌个数呈反比，鞭毛虫群体对聚球蓝细菌现存量的摄食压力为每天0.5～45%。Christaki 等（2002） 在地中海现场连续观测54 h，每6 h 采样一次，分析得出的摄食速率为0.008～0.15 syn grazer-1h-1，清滤速率为0.4～17 nl grazer-1h-1。

Dolan 等（1999） 和Christaki 等（2002） 在海上的现场实验表明，异养鞭毛虫对聚球蓝细菌的摄食有昼夜节律，摄食率在晚上达到最大，白天减少，傍晚最小。这一节律和聚球蓝细菌的分裂节律是一致的。根据FDC 方法的结果，聚球蓝细菌分裂最为活跃的时间为傍晚，而分裂中的聚球蓝细菌太大（1.5～2 μm3），不能被鞭毛虫摄食（Dolan et al，1999）。

Pitta 等（2001） 最先使用这种方法计数地中海纤毛虫体内的聚球蓝细菌，使用消化率0.924%cell content min-1来计算纤毛虫对聚球蓝细菌的摄食速率。单个纤毛虫体内的聚球蓝细菌最多可达14 个，在不同深度采集的纤毛虫体内平均的饵料颗粒没有差异。各站砂壳纤毛虫体内的聚球蓝细菌为0.09～2.20 个，平均为0.94 个，摄食速率为0.01～1.7 syn grazer-1h-1，平均为0.41 syn grazer-1h-1。无壳纤毛虫体内的聚球蓝细菌为0.03～0.80，平均为0.28 个，摄食速率为0.02～0.32 syn grazer-1h-1，平均为0.13 syn grazer-1h-1。

3.2.1.2 人工饵料颗粒

这种方法与实验室内的体内饵料颗粒增多法的原理相同，不同之处在于，自然海水中摄食者原来就与饵料聚球蓝细菌混合在一起，体内已经有聚球蓝细菌的颗粒，所以要加入不同于海水原有的聚球蓝细菌的荧光标记颗粒（标记颗粒和原有聚球蓝细菌的丰度比例已知），假设摄食者对标记颗粒和原有的聚球蓝细菌的摄食没有选择性，根据这种额外加入有荧光标记颗粒在摄食者体内的增加情况，就可以估计现场摄食者对聚球蓝细菌的摄食速率。根据摄食速率与摄食者与饵料的丰度可以估计摄食者对聚球蓝细菌的摄食压力和不同摄食者对摄食压力的贡献。

3.2.1.2.1 荧光标记聚球蓝细菌

荧光标记颗粒可以是根据Sherr 等（1993） 的方法用荧光剂5-（4，6-dichlorotriazin-2-yl） 氨基酸荧光剂标记（DTAF） 染色的聚球蓝细菌（FLS，绿色荧光），加入荧光标记颗粒的丰度与海水中原有聚球蓝细菌的丰度的比例为10%～46% （Chan et al，2009；Christoffersen，1994）。

Callieri 等（2002） 将DTAF 染色的聚球蓝细菌（原文为Picocyanobacteria） 加入自然样品中，染色的聚球蓝细菌约占总聚球蓝细菌浓度的7%～20%，模拟自然光照和温度研究纤毛虫和异养鞭毛虫对聚球蓝细菌的摄食，纤毛虫和异养鞭毛虫的试验分开进行，异养鞭毛虫试验分别在培养的6、10、20、30 和40 min 取样计数，纤毛虫试验分别在培养的3、6 和10 min 取样计数。异养鞭毛虫的摄食速率为0.5～3 syn grazer-1h-1；纤毛虫的摄食速率为18～80 syn grazer-1h-1。

Christoffersen（1994） 使用荧光标记的聚球蓝细菌在一天中不同的时间进行培养实验，发现鞭毛虫的清滤速率有昼夜节律。白天平均为27 nl grazer-1h-1，晚上为15 nl grazer-1h-1。

3.2.1.2.2 荧光微球

有些研究应用直径1 μm 的荧光微球（FLP，fluorescently labeled particles；Hall et al，1993；Safi et al，1999；Tsai et al，2007；2009；Chan et al，2009） 作为替代物研究微型浮游动物的摄食，实验原理与上述荧光标记聚球蓝细菌法相同，由于对微型浮游动物对荧光微球的反应了解太少，尚不能确定这种方法反映真实状况的程度。

Chan 等（2009） 向表层海水中加入用直径1 μm 的荧光微球，最终浓度小于聚球蓝细菌丰度的30%，分别在0，30，60 和90 min 取样计数，根据荧光微球的比例发现含色素的nano 级鞭毛虫对聚球蓝细菌的淸滤速率为0.50～49.60 nl grazer-1h-1，最高值出现在6月；5-10月间，含色素的nano 级鞭毛虫对聚球蓝细菌的摄食压力为聚球蓝细菌生产力的2%～94%（平均43%）。

Tsai 等（2007） 发现色素鞭毛虫并不都是混合营养的，在添加荧光标记微球实验中，有的色素鞭毛虫体内没有观察到荧光微球。Safi 等（1999） 也发现这个现象。

Tsai 等（2007） 发现台湾北部沿海5-10月的异养鞭毛虫粒级为3.0～14.0 μm，平均为5.3 μm，色素鞭毛虫的粒级为4.0～18.0 μm，平均为9.5 μm，异养鞭毛虫的粒径一般在8 μm 以下，色素鞭毛虫的粒径一般在8 μm 以上。Hall 等（1993） 发现色素鞭毛虫倾向于摄食粒径为1.09 μm 的颗粒，而异养鞭毛虫则不能。Tsai 等（2007） 发现异养鞭毛虫不能摄食1 μm 的颗粒。Dolan 等（1999） 发现聚球蓝细菌的体积为1 μm3，分裂时为1.5～2 μm3，异养鞭毛虫的粒径为3～5 μm，因为聚球蓝细菌分裂时太大了，不能被异养鞭毛虫摄食，因此色素鞭毛虫是聚球蓝细菌的主要摄食者。Hall 等（1993）发现色素鞭毛虫和异养鞭毛虫对聚球蓝细菌的摄食影响相当。Tsai 等（2009） 发现色素鞭毛虫对聚球蓝细菌的摄食有昼夜变化。

3.2.1.2.3 放射性同位素14C 标记聚球蓝细菌

Iturriaga 等（1986） 用放射性同位素14C 标记聚球蓝细菌菌株（WH7803），在北太平洋添加到自然海水中喂养微型浮游动物避光培养24 h，培养结束时，用孔径为8 μm 的滤膜过滤，测定滤膜上的14C，摄食率g （d-1） 根据公式g=ln（1/（1-CPMG/CPMT） 计算。其中CPMG 是摄食者体内的14C含量，CPMT 是添加到培养瓶中的14C 含量，得出的摄食率为0.2～0.4 d-1。

Iturriaga 等（1986） 是唯一使用放射性同位素研究摄食率的研究。根据文中分粒级培养实验的结果，聚球蓝细菌的摄食者有些小于2 μm，所以，应用该方法得出的微型浮游动物的摄食率偏低。

3.2.2 改变海水中生物类群的组成进行培养

3.2.2.1 海水稀释培养

Landry 等（1984） 首先使用自然海水稀释培养法估计微型浮游动物对聚球蓝细菌的摄食，迄今有多项类似的研究（表2）。微型浮游动物对聚球蓝细菌的摄食率为大多低于0.9 d-1，最大为1.54 d-1。

Landry （1981） 指出清滤速率F（ml d-1cell-1）和摄食率g（d-1） 的关系为F = g/Dp，其中Dp（个ml-1） 是摄食者的丰度。可以根据这个关系根据稀释培养得出的摄食率估算主要摄食者的清滤速率。例如Landry 等（1984） 发现微型浮游动物中鞭毛虫是主要的摄食者，估计鞭毛虫的清滤速率为0.06～0.70 μl d-1。

Worden 等（2003） 发现在一些培养中添加营养盐后，聚球蓝细菌的生长率提高，但是微型浮游动物对聚球蓝细菌的摄食率也提高，添加营养盐后，聚球蓝细菌单个细胞的叶绿素含量和前向光散射（FALS） 都增加，Worden 等（2003） 认为这两个指标是聚球蓝细菌生理状况改善的信号，这些细胞变得更有营养或更加适口，而微型浮游动物的摄食行为因此改变，增加了对这些细胞的摄食压力。另外，摄食压力的增加还有可能来自微型浮游动物丰度的增加：饵料藻营养丰富使得微型浮游动物繁殖加快，在稀释培养的24 h 内，微型浮游动物的丰度增加。

Reckermann 等（1997） 的分级稀释培养发现去除>10 μm 和> 3 μm 的微型浮游动物后，pico级生物的内禀生长率和被摄食率都增加了，被摄食率增加可能是因为微型浮游动物中存在营养级联作用，大型的微型浮游动物被过滤去除后，小型的微型浮游动物因为失去了摄食者而生长，从而增加了对pico 级生物的摄食率。Chen 等（2010） 使用分粒级稀释培养也发现pico 级生物被摄食率增加。

Reckermann 等（1997） 认为pico 级生物的生长率增加是因为去除>10 μm 的微型浮游动物后，营养盐再生速率提高。例如：Glibert 等（1992）发现与去除> 200 μm 微型浮游动物的样品相比，去除> 10 μm 的微型浮游动物后，氨的再生速率大大提高；Ferrier 等（1991） 也发现pico 和nano级生物的生长受原生动物现存量或营养盐再生的影响。

Landry 等（1984） 的实验中微型浮游动物主要是鞭毛虫，根据模型估算摄食聚球蓝细菌时有一个摄食阈值丰度6×104cells L-1，当聚球蓝细菌的丰度低于这个阈值时，异养鞭毛虫不能有效摄食。Worden 等（2003） 发现表观生长率和稀释度偏离线性关系的现象较多。用FDC 方法得出的生长率和稀释培养的结果比较一致。

3.2.2.2 海水添加生物抑制剂培养

生物抑制剂分为原核生物抑制剂和真核生物抑制剂。原核生物抑制剂有氨苄青霉素（Ampicillin，5 mg L-1） （Campbell et al，1986；刘镇盛，1990；Ning et al，1992；1996） 和卡那霉素（Kanamycin，1 mg ml-1） （Liu et al，1995；Chang et al，2003；蔡昱明等，2006；乐凤凤等，2011）。它们能抑制原核细胞的分裂，但不会引起细胞自溶和死亡，对真核生物没有影响。

真核生物抑制剂有环己酰亚胺（cycloheximide）、秋水仙素（colchicine）。环己酰亚胺会阻止真核生物的蛋白合成（Watanabe，1972），培养中使用的浓度为100 mg L-1（Campbell et al，1986； Ning et al，1992） 或200 mg L-1（Caron et al，1991）。Caron et al（1991） 同时使用环己酰亚胺和秋水仙素（100 mg L-1） 作为真核生物抑制剂。

Newell 等（1983） 首先使用真核生物抑制剂研究细菌的被摄食率，Fuhrman 等（1984） 对这个方法进行了改进。Campbell 等（1986） 把生物抑制剂方法用于聚球蓝细菌摄食率研究。国内学者刘镇盛（1990） 率先用选择抑制剂技术评价英吉利海峡近岸表层水异养微型浮游生物对聚球藻的摄食压力，表明异养微型浮游生物摄食率与聚球藻生长率呈动态平衡。

使用生物抑制剂估计微型浮游动物摄食聚球蓝细菌的实验方法有以下几种。第一种方法是在培养组海水中加入原核生物抑制剂，聚球蓝细菌不再生长，原生动物摄食聚球蓝细菌，使得聚球蓝细菌丰度降低。在对照组中，海水中加入氨苄青霉素和环己酰亚胺（100 mg L-1），聚球蓝细菌不再生长，原生动物也不能摄食，所以聚球蓝细菌保持不变。根据培养后培养组中聚球蓝细菌丰度比对照组中的减少估计聚球蓝细菌的摄食率（Campbell et al，1986；刘镇盛，1990；Ning et al，1992；1996）。

第二种估计方法是只加入真核生物抑制剂环己酰亚胺和秋水仙素，培养组为海水加入真核生物抑制剂，对照组为不加抑制剂，培养组得出聚球蓝细菌的内禀生长率，而对照组得出表观生长率，内禀生长率减去表观生长率即为摄食率（Caron et al，1991）。

第三种方法为只加入原核生物抑制剂卡那霉素，培养组为海水加入原核生物抑制剂，对照组为不加抑制剂的自然海水。培养一段时间后，对照组得出聚球蓝细菌的表观生长率，而培养组得出摄食率（Liu et al，1995；Chang et al，2003；蔡昱明等，2006；乐凤凤等，2011）。

用真核生物抑制剂让真核生物停止摄食但也减少了营养盐的再生，所以Caron 等（1991） 添加真核生物抑制剂的同时添加营养盐。为了使抑制剂发生作用，加入抑制剂1 h 取的样才能作为培养前的样品（Sherr et al，1986）。

Campbell 等（1986） 发现在有些海域聚球蓝细菌的丰度过低，用稀释培养的方法不能测定微型浮游动物的摄食率，可能是因饵料丰度过低，微型浮游动物停止摄食。这时用生物抑制剂的方法才能估计摄食率。例如，在远岸站位P2，稀释培养得出的摄食率为0.06 d-1，而生物抑制剂方法得到0.33 d-1。

表3 选择性抑制剂方法的结果

使用生物抑制剂方法获得的微型浮游动物对聚球蓝细菌的摄食率为0.04～1.06 d-1（表3）。与生长率相比，微型浮游动物的摄食率低于生长率（Liu et al，1995；乐凤凤 等，2011），在ALOHA 观测站，聚球蓝细菌的生长率达1.0 d-1，微型浮游动物的摄食率是生长率的43%～87%（Liu et al，1995）。

Chang 等（2003） 在东海的研究发现聚球蓝细菌的摄食率随季节水温的升高而上升，但是没有明显的空间变化。生物抑制剂法使聚球蓝细菌的生长率和被摄食死亡率成线性关系（乐凤凤 等，2011），但是不是1 ∶1，而是低于1 ∶1。在英吉利海峡，微型浮游动物白天的摄食率（0.61 d-1） 大于晚上的摄食率（0.11 d-1） （Ning et al，1992）。

3.2.2.3 海水分粒级培养

Landry 等（1984） 最先使用海水分粒级培养的方法，对照组为自然海水，实验组为用重力过滤的方法滤过孔径为1 μm 的滤膜（去除所有摄食者）的海水，培养24 h，实验组中聚球蓝细菌的表观生长率即为内禀生长率，减去对照组中的表观生长率即为摄食率。Landry 等（1984） 在夏威夷附近海域的结果为内禀生长率为1.42 d-1，摄食率为0.39 d-1。

Kudoh 等（1990） 使用海水分粒级培养的方法，估计不同粒级的浮游生物对聚球蓝细菌的摄食。使用孔径为1 μm，5 μm，10 μm 的Nuclepore滤膜，用重力过滤，将过滤后的海水进行培养，1 μm 孔径滤膜过滤后的滤液中，所有的纤毛虫和95%的异养鞭毛虫都被过滤掉，5 μm 孔径滤膜过滤后的滤液中，所有的纤毛虫被过滤掉，10 μm 孔径滤膜过滤后的滤液中，87%的纤毛虫被过滤掉。1 μm 孔径滤膜过滤后的滤液被认为接近聚球蓝细菌的内禀生长率，为0.1 h-1，5 μm 孔径滤膜过滤的海水中生长为0.064 h-1，而10 μm 孔径滤膜过滤的海水中生长率为0.053 h-1，不加任何过滤的自然海水中聚球蓝细菌的生长率为0.004 h-1。所以聚球蓝细菌有很高的内禀生长率，但是自然海水中被微型浮游动物的摄食抵消，其中聚球蓝细菌死亡率的2/3 由纤毛虫的摄食导致。当聚球蓝细菌的丰度为5～15×103cells ml-1，假设每个细胞的N 含量为10 fg N cell-1，Kudoh 等（1990） 估计聚球蓝细菌可以利用海水中无机氮的10%来维持高生长率，这使得聚球蓝细菌在寡营养的海水中具有竞争优势。

Caron 等（1991） 将自然海水分为20 μm（实验组） 和200 μm（对照组） 过滤，滤液培养24 h，发现实验组中和对照组中聚球蓝细菌的丰度相差不大，有时实验组中的丰度比对照组要低，说明聚球蓝细菌的摄食者主要是小于20 μm 的浮游生物。Ning 等（1992） 得出在英吉利海峡70%的被摄食来自小于2 μm 的微型浮游动物。

Chiang 等（2013） 在东海南部用海水分粒级培养法估计了聚球蓝细菌被鞭毛虫摄食速率，实验组为2 μm 孔径滤膜过滤的海水，对照组为10 μm孔径滤膜过滤的海水，培养24 h。实验组中得出的聚球蓝细菌的表观生长率（作者认为是内禀生长率，0.21～4.84 d-1） 减去对照组中的表观生长率即为粒级为2～10 μm 浮游生物的摄食率为0.30～1.33 d-1，摄食率随内禀生长率升高而升高，但是不显著。Guillou 等（2001） 指出在小于2～3 μm 分级过滤的海水中还会有更小的摄食者存在。

Tsai 等（2009） 将自然海水过滤2、5、10、20 μm 孔径的滤膜，研究混合营养鞭毛虫对聚球蓝细菌摄食的级联效应，发现级联效应发生需要满足下列条件：1） 聚球蓝细菌丰度要大于鞭毛虫摄食的阈值浓度6×104cell ml-1；2） 在摄食速率高的晚上；3） <5 μm 和>5 μm 的色素鞭毛虫的丰度比值介于1 ∶1 和2 ∶1 之间。

总之，虽然已有的实验所分的粒级不同，但是得出的结果是一致的，聚球蓝细菌的主要摄食者个体微小，绝大部分小于20 μm，而小于5 μm 的微型浮游动物是重要的摄食者。

3.2.3 摄食压力

3.2.3.1 根据摄食率和摄食者丰度估计摄食压力

根据实验室内得出的摄食率和清滤速率及现场海水中摄食者和饵料生物的丰度，可以估计摄食者对饵料生物的摄食影响。例如在韩国Masan Bay，Prorocentrumdonhaiense（丰度为1710～55000cellsml-1）对聚球蓝细菌（丰度为550～16 130 cells ml-1） 的摄食率（g） 为0.1～3.6 h-1，在1 h 内去除现存量的11 %～98 %；在Jeju island 海域，Prorocentrum donhaiense（丰度为12～328 cells ml-1） 对聚球蓝细菌（丰度为70 110～203 140 cells ml-1） 的摄食效率（g） 为0.001 1～0.014 h-1，在1 h 内去除现存量的0.1 %～1.5 %；在Masan Bay，Prorocentrum micans（丰度为100～461 cells ml-1） 对聚球蓝细菌（丰度为547～9 840 cells ml-1） 的摄食率（g） 为0.04～0.15 h-1，在1 h 内去除现存量的4 %～17 % （Jeong et al，2005）。

在台湾北部沿岸水体，聚球蓝细菌生产力的3 %被纤毛虫摄食（Chan et al，2009），色素鞭毛虫对聚球蓝细菌的摄食有明显的季节变化，不同季节的摄食压力也不相同。

3.2.3.2 根据稀释培养结果估计摄食压力

在摄食压力方面，多数研究中发现聚球蓝细菌的生长率和摄食率紧密耦合，即生长率增大时，摄食率也增大。例如Chen 等（2010）、Reckermann等（1997）、Kudoh 等（1990） 和Hirose 等（2008）发现聚球蓝细菌的死亡率和生长率几乎为1 ∶1，说明摄食是聚球蓝细菌死亡的主要原因，微型浮游动物几乎摄食了全部初级生产。

一般认为在寡营养海区浮游动物的摄食和聚球蓝细菌的生产相抵，在近岸海区生长会大于摄食。但是也有例外，在北大西洋warm core eddy（寡营养海区），每天聚球蓝细菌生产量的37%～52%被微型浮游动物摄食，而在近岸海区，全部的聚球蓝细菌初级生产力被摄食（Campbell et al，1986）。Lessard 等（1998） 发现8月寡营养的马尾藻海聚球蓝细菌的生长率高于摄食率，Iturriaga 等（1986），Iturriaga 等（1988） 也有类似的报道。Glover 等（1988） 指出聚球蓝细菌对在寡营养海区的表层水中，无机氮浓度的nmol 量级的升高会引发聚球蓝细菌的生长率很快达到最大生长率，营养盐增加的反应速度很快。

3.2.4 聚球蓝细菌难以消化

在室内试验中，常发现聚球蓝细菌被纤毛虫摄食，但是纤毛虫生长率不高或出现死亡的现象（Caron et al，1991；Christaki et al，1998；Apple et al，2011），而Zwirglmaier 等（2009） 也发现聚球蓝细菌被鞭毛虫摄食但不被消化的现象。这种现象在中型浮游动物摄食研究中也有发现，例如一些淡水的Coccoid cyanobacteria 对纤毛虫没有营养价值（Klaveness，1984；Skogstad et al，1987）。在实验室中，蓝细菌通过一些海洋桡足类（Johnson et al，1982） 的肠道但不被消化。在自然海区，Stukel 等（2013） 在中型浮游动物海上现场培养实验的粪便颗粒中发现有单个或成团的聚球蓝细菌保存完好，在现场采集到的中型浮游动物的肠道中测到聚球蓝细菌的特征PE 色素。其他后生动物如翼足类（Silver 等，1981） 和海樽类（Gorsky et al，1999）也存在难以消化聚球藻蓝细菌的现象。

4 总结

迄今已经采用了多种方法（实验室内和海上培养） 研究海洋水体中微型浮游动物及其各个类群（纤毛虫、鞭毛虫、甲藻） 对聚球蓝细菌的摄食，测定了不同类群对聚球蓝细菌的摄食速率、清滤速率，估算了微型浮游动物对聚球蓝细菌的摄食率。已获得的共识主要有，在多数情况下，聚球蓝细菌的生产和摄食死亡率相近，即微型浮游动物对聚球蓝细菌的摄食压力与其生产力相等，形成动态平衡。<5 μm 的小粒级微型浮游动物（主要是鞭毛虫） 是聚球蓝细菌的主要摄食者，色素鞭毛虫对聚球蓝细菌的摄食不容忽视，鞭毛虫对聚球蓝细菌的摄食有昼夜摄食节律和季节变化。

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