惠 毅，杨 宇，唐洪屈，王宝家，郑秀丽，周新颖

(成都中医药大学，成都 610075)

本实验研究从“肺病及肠”角度出发，建立“肺病”(慢性支气管炎)动物模型，分别选取三个不同的时间点，观察肺病大鼠胃肠功能、肺与结肠组织VIP、SP表达的变化，探寻“肺”与“大肠”在胃肠动力方面共同的物质基础和“肺病及肠”病理传变机制。

1 材料

1.1 动物

SPF级SD雄性大鼠60只，体质量140±20g，购自成都达硕生物科技有限公司(动物合格证号scxk(川)2008-24)。

1.2 药物及试剂

天下秀香烟，川渝中烟工业公司，焦油含量12mg;水合氯醛，江苏省昆山市石浦年沙助剂厂(批号080120);粉状活性炭分析纯，重庆茂业化学试剂有限公司(批号HG/T3491-1999);羧甲基纤维素钠(PH6)，泸州北方医药辅料有限公司(批号8020110);VIP(SP)免疫组化试剂盒，武汉博士德生物工程有限公司(批号BAO134(BAO126))。

1.3 仪器及设备

电子称重天平(ACS-3H型)，广州中山市金利电子衡器发有限公司生产;光学显微镜(日本OlympusBX50型显微镜);石蜡切片机(LEICARM2245)，德国 Leica;包埋机(BMJ-III)，常州中威电子仪器;病理组织漂烘处理仪(DHY-III)，常州中威电子仪器;生物机能实验系统(BL-420F型)，成都泰盟科技有限公司;远红外快速恒温干燥箱(型号 YHG-40X45-S)，上海跃进医疗器械厂;免疫组化图像分析软件(IMAGE-PRO PLUS 6.0)。

2 方法

2.1 分组及模型的制备

取雄性体质量180～220g健康 SD大鼠共60只，按体重随机分成空白组(24只)和模型组(36只)。所有大鼠常规适应性饲养 1周后，自制550mm×330mm×390mm的烟熏箱(规格根据钢丝笼大小而确定)，顶部对角留2个2mm×3mm的通气孔，将模型组大鼠分别装入钢丝笼内，每笼12只。自制四面封闭的立方形玻璃器皿，其内放置铁丝网，香烟每份8支，点燃后分别放置于钢丝网上，将装入大鼠的钢丝笼放置于玻璃器皿上，并将烟熏箱罩于钢丝笼外，15min后放置第二批香烟，每次烟熏50min，每天3次(分别在早上9点、下午2点和6点)，共烟熏70d。空白组大鼠置于无烟环境中饲养。

2.2 标本采集与检测方法

2.2.1 胃肠功能检测方法 包括粪便含水率、胃内残留率、小肠推进率。分别在造模第19、49、69天收集各组大鼠24h粪便颗粒，称重后并予以记录，将称湿重后的粪便置于60℃远红外线快速恒温干燥箱中干燥10h，称重并予以记录。大鼠禁食24h，分别在造模第20、50、70天分别随机抽取空白对照组8只和模型组大鼠10只，用5%炭末与10%羧甲基纤维素钠制成悬混液［1］，各组大鼠以20ml·kg－1的剂量灌胃，30 min后以2.4%水合氯醛1.2～1.4 ml/100g腹腔注射麻醉，仰卧位固定于手术板，打开腹腔取全胃，冲洗后称胃全重，清除胃内容物后称胃空重;分离肠系膜，剪取幽门至回盲部的肠管，不加牵引地平铺于玻璃板上，测其全长和炭末前沿至幽门的距离。

2.2.2 VIP、SP表达检测方法 大鼠禁食24h，在造模第20、50、70天分别随机抽取空白对照组8只和模型组大鼠10只，以2.4%水合氯醛1.2～1.4 ml/100g腹腔注射麻醉后，剖开胸腹取肺、结肠组织，10%甲醛固定3d后进行免疫组化相关检测，具体方法参见试剂说明书。各组大鼠肺、结肠组织染色后的切片在OLYMPUS BX50型光学显微镜和Mias-2000型图形分析系统下用200倍物镜选取3个不同的视野进行拍照，用计算机图像分析软件(IMAGE-PRO PLUS 6.0)对拍好的照片进行半定量分析。测定其累积积分光密度(IOD)，对每张切片的3个IOD求平均值并进行统计分析。

2.3 数据分析与统计方法

3 结果

4 讨论

《疫疹一得》有云:“肺气不能下达，则大肠不得传道之令，而大便亦结矣。”便秘是肺病传变到“肠”的最为常见的病症，其发生机制主要有肠道动力障碍和肠道水分过度吸收［2，3］。胃肠功能(包括胃内残留率、小肠推进率)是检测胃肠动力的重要指标，当胃肠动力降低时，表现为胃残留率升高和(或)小肠推进率降低，提示胃及小肠的蠕动功能和消化功能降低［4］。粪便含水率则可间接反映肠道水分吸收情况。表1～表3显示，与空白组比较，在造模第50、70天，模型组大鼠粪便含水率降低(P＜0.01);在造模第20、50、70天胃内残留率升高，小肠推进率降低(P＜0.01)，表明模型组大鼠胃肠蠕动功能降低，肠道水分过分吸收，存在不同程度的便秘情况，即肺病传变到“肠”。

表1 肺病大鼠第20、50、70天粪便含水率测定结果比较(±s)

表1 肺病大鼠第20、50、70天粪便含水率测定结果比较(±s)

注:空白组与模型组比较:★P ＜0.05，★★P ＜0.01;模型组间与第20天比较:△ ＜0.05，△△P ＜0.01;与第50天比较:▲P ＜0.05，▲▲P ＜0.01

组 别 只数 第20天 第50天 第70天8 0.63±0.09 0.66±0.04 0.63±0.02模型组 10 0.62±0.03 0.49±0.06★★△△ 0.44±0.04空白组★★△△▲

表2 肺病大鼠第20、50、70天胃内残留率测定结果比较(±s)

表2 肺病大鼠第20、50、70天胃内残留率测定结果比较(±s)

注:空白组与模型组比较:★P ＜0.05，★★P ＜0.01;模型组间与第20天比较:△ ＜0.05，△△P ＜0.01;与第50天比较:▲P ＜0.05，▲▲P ＜0.01

组 别 只数 第20天 第50天 第70天8 0.32±0.03 0.36±0.01 0.37±0.02模型组 10 0.43±0.03★★ 0.46±0.04★★△ 0.52±0.03空白组★★△△▲▲

表3 肺病大鼠第20、50、70天小肠推进率测定结果比较(±s)

表3 肺病大鼠第20、50、70天小肠推进率测定结果比较(±s)

注:空白组与模型组比较:★P ＜0.05，★★P ＜0.01;模型组间比较:与第20天比较:△ ＜0.05，△△P ＜0.01;与第50天比较:▲P ＜0.05，▲▲P ＜0.01

组 别 只数 第20天 第50天 第70天8 0.85±0.04 0.86±0.04 0.85±0.04模型组 10 0.73±0.05★★ 0.65±0.04★★△△ 0.57±0.03空白组★★△△▲▲

表4 肺病大鼠第20、50、70天肺、结肠组织VIP表达结果比较(±s，IOD)

表4 肺病大鼠第20、50、70天肺、结肠组织VIP表达结果比较(±s，IOD)

注:空白组与模型组比较:★P ＜0.05，★★P ＜0.01;模型组间与第20天比较:△ ＜0.05，△△P ＜0.01;与第50天比较:▲P ＜0.05，▲▲P ＜0.01

组 别 只数 第20天 第50天 第70天2±2153.40结 肠 组 织 28731.70±3144.21 29490.37±2273.57 29292.59±1077.78模型组 10 肺 组 织 20490.31±1346.00★ 21875.56±1601.37★★△ 23327.36±1243.36★★△△▲结 肠 组 织 10345.49± 892.46★★ 10848.62± 940.09★★ 11324.99± 674.09空白组 8 肺 组 织 18027.23±3179.77 17970.17±2589.63 18566.6★★△

表5 肺病大鼠第20、50、70天肺、结肠组织 SP表达结果比较(±s，IOD)

表5 肺病大鼠第20、50、70天肺、结肠组织 SP表达结果比较(±s，IOD)

注:空白组与模型组比较:★P ＜0.05，★★P ＜0.01;模型组间与第20天比较:△ ＜0.05，△△P ＜0.01;与第50天比较:▲P ＜0.05，▲▲P ＜0.01

组 别 只数 第2 0天 第50天 第70天空白组 8 肺 组 织 18566.62±2153.40 17970.17±2589.63 18027.23±3179.77结 肠 组 织 22969.07±2798.74 21905.61±2634.88 21845.78±2222.31模型组 10 肺 组 织 20470.31±1317.81★ 21875.56±1601.37★★△ 22627.36±1497.68★★△△结 肠 组 织 24721.20±1902.33 25128.61±2228.11★ 27685.99±3583.65★★△▲

图1 模型组肺组织VIP表达(HE×200)

图2 模型组结肠组织VIP表达(HE×200)

图3 模型组肺组织SP表达(HE×200)

图4 模型组结肠组织SP表达(HE×200)

慢性支气管炎是以淋巴细胞、巨噬细胞为主兼有中性粒细胞、嗜酸细胞参与的气道炎症。VIP能抑制 IL-6、TNF-α、IL-8、IL-2 等炎性因子和趋化因子的表达，促进抗炎因子 IL-10的生成［5］;SP能诱导白细胞粘附、浸润，从而增强炎症反应，还具有调节TNF-α、IL-8等细胞因子产生的作用，从而扩大炎症细胞浸润［6］;可知 VIP、SP均参与了慢性支气管炎的发病机制。VIP、SP广泛存在于胃肠道，VIP主要参与大小肠的舒张，可松弛胃肠平滑肌，抑制小肠及结肠环形括约肌收缩［7］。SP为胃肠感觉和运动神经元的兴奋性递质，可引起肠运动明显增强［8］，二者相互协同，共同完成肠道蠕动功能。VIP、SP这种功能与中医理论所论述大肠“传导之官”的功能相类似，而大肠的传导功能则有赖于肺的宣发肃降，正所谓“肺气不能下达，则大肠不得传道之令，而大便亦结矣”。据此可推测，中医所说肺失宣降而致的便秘，其病理机制可能与 VIP、SP密切相关。表4、表5显示，与空白组比较，模型组大鼠造模第20、50、70天肺组织 VIP、SP表达升高(P＜0.05或 P＜0.01)，结肠组织 VIP表达降低(P＜0.01);造模第50、70天结肠组织 SP表达升高(P＜0.05或 P＜0.01)。此结果表明，在肺病状态下大鼠结肠组织VIP、SP均出现表达变化。据上述文献可知，VIP、SP直接影响到肠道的传导功能，出现便秘的病理表现，证实肺病传变到“肠”。另一方面，VIP具有抑制胃酸和胃蛋白酶分泌、刺激水和碳酸氢盐分泌等功能［7］。SP能刺激小肠、结肠黏膜分泌水和电解质，促进胃肠蠕动作用［9～12］，二者相互协同使肠道中水分保持在一定水平，不至于太过而泄泻或不足而便秘。VIP、SP这种功能与中医理论所论述“大肠主津”、“小肠主液”功能相类似，而大肠津液的输布功能有赖于肺的通调水道。正如《素灵微蕴·卷四》所言:“肺与大肠表里同气，肺气化津，滋灌大肠，则肠滑而便易。”因此，中医所说的肺失通调水道，不能输布津液而导致的便秘，其病理机制与 VIP、SP亦有密切联系。

综上所述，本实验从胃肠动力角度出发，通过观察大鼠肺病状态下胃肠功能和肺、结肠组织VIP、SP表达变化，证实肺病可传变至“肠”;并根据肺的宣发肃降和通调水道功能对大肠传导及主津、小肠主液功能的影响，阐释大鼠肺病状态下出现肺、结肠组织VIP、SP表达变化的病理机制，提示VIP、SP很可能是肺与大肠相联系的共同物质基础，肺与大肠在病理情况相互的影响可能是通过VIP、SP等神经肽物质的相关调控实现的，为“肺病及肠”病理传变机制提供一定的研究思路，值得更深层次的研究。

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