戴梦婷 崔杰

【提要】 动静脉畸形（Arteriovenous malformations，AVM）是一类较少见且高风险的血管畸形。尽管目前血管内治疗、手术治疗及联合治疗已应用于该疾病的治疗，但风险较高，且效果不一。近几十年来，已有多种实验模型被用于AVM 发病机制、血流动力学变化、组织学等的研究，以期加深对该疾病的认识，从而探索更有效的治疗手段。但目前仍缺乏能完美模拟人体各种动静脉畸形的动物模型。本文对近年来AVM 相关动物模型的研究及其应用的优缺点进行综述。

动静脉畸形（Arteriovenous malformations，AVM）是一种高流量的先天性脉管畸形，因动、静脉之间缺乏正常的毛细血管床而直接沟通，形成众多微小的动静脉瘘，从而造成迂曲、扩张的病灶[1]。AVM 发病率不高，颅内AVM 的发生率约为1/10 000，而颅外AVM 是颅内的1/20。颅外病灶多表现为局部的皮肤红斑，皮温高，可触及搏动及震颤，病情进展可出现顽固性溃疡及感染、反复出血，严重者因长期血流动力学异常致心力衰竭[2]。颅内AVM 则表现为自发性出血、顽固性头疼及癫痫等[3]。

AVM 的治疗复杂且极具挑战性。优化治疗、提高疗效的关键在于了解动静脉畸形的发病机制及发展过程，目前缺乏理想的实验模型用于研究，因此建立合适的实验模型十分重要。动物模型按产生的原因分类为自发性实验动物模型、诱发性实验动物模型。自发性实验动物模型又分为突变系的遗传性疾病动物模型、免疫缺陷动物疾病模型、遗传性疾病模型和自发肿瘤疾病动物模型。诱发性实验动物模型又分为物理诱发方法、化学诱发方法和生物诱发方法。近30 年来，人们建立了各种各样的AVM 动物模型，大多是诱发性实验动物模型，都是通过手术或穿刺等诱导方式产生的，各有其优缺点。近来又产生了AVM 的数字模型用于治疗的研究，却不适用于病因和发病机制的研究。总体来讲，自发性实验动物模型的研究偏少。本文就现有的AVM 动物模型进行综述，以期为进一步研究AVM 的动物模型提供思路。

1 动静脉畸形动物模型的发展回顾

最早的AVM 动物模型在1978 年就已有报道[1]，该模型基本能达到AVM 的生理特性，但在研究血流动力学、组织学改变等方面存在局限性。此后建模方式不断改进，直至1999年Bourdeau 等[4]开始对AVM 的基因模型进行了尝试性研究并获得成功，以后更多的基因模型被报道，但没有一个模型能够完整还原AVM 的不同发病机制。

2 动静脉畸形动物模型的研究进展

2.1 血流动力学研究模型

用物理方法复制人AVM 血流动力学变化是研究AVM病理生理和完善血管内技术的必要条件。大多数模型包含了动静脉分流和（或）畸形血管团。这类动物模型较成熟，多用于新的治疗方法的开发和研究。

2.1.1 猪模型

猪颈部血管较粗大，在进行血管吻合时较容易操作，且有一个微血管网（猪颅底奇网），血管造影表现类似于人AVM病灶中的畸形血管团，可用于模拟病灶。

1994 年，Chaloupka 等[5]从猪眼眶前下方，经角膜内球后入路，在海绵窦造影的协助下穿刺入海绵窦，在颅底微血管网和海绵窦之间建立一个持续的动静脉分流。该模型在操作时容易引起眶内损伤并损害微血管网，且由于明显的炎症反应和成纤维细胞反应，该瘘口常在5～7 d 内自行闭合。但该模型对于改进血管内技术和试验新的栓塞剂具有较好的作用。Massoud 等[6]通过微导管，使用弹簧圈先阻塞右侧的枕动脉、咽升动脉肌支，并用球囊栓塞右侧颈外动脉，然后将右侧的颈总动脉和颈外静脉行侧-侧吻合，结扎右侧颈总动脉的近心端及同侧颈外静脉的远心端，最终成功出现异常的血管团和动脉静脉之间的血管分流，模拟出了人AVM 现象。但该模型操作复杂，在行颈总动脉和颈外静脉侧-侧吻合时，血管吻合口之间因牵拉而变扁，容易引起吻合口栓塞。Klisch 等[7]将猪的左颈总动脉和颈外静脉端-端吻合，并在咽升动脉与枕动脉根部远端位置结扎左侧颈外动脉，增加了血流量，减少了自发性血栓形成。血管造影显示在椎动脉与左侧颈外静脉之间同时形成了AVM 及动静脉瘘（AVF）。Siekmann 等[8]穿刺颈总动脉并在咽升动脉起始处置入导管，在穿刺点近端结扎颈总动脉，导管的针芯打开后可作为引流静脉，对侧的咽升动脉作为供血动脉，颅底微血管网作为病灶。该模型操作简单，可用于监测血流动力学的变化。Papagiannaki 等[9-10]通过闭塞左颈总动脉（CCA）和颈外动脉建立了具有脑AVM 组织学特征的血管生成模型，并用该模型进行了抗血管生成药物贝伐珠单抗的研究。Touma 等[11]通过猪颈总动脉与颈外静脉侧-端造瘘的方式构建模型，并用于骨髓间充质干细胞治疗AVM 的研究。猪微血管网还可直接模拟病灶，用于新型栓塞材料的研究[12-14]。此外，Jones[15]还利用猪颅底血管网实验来观察高强度聚焦超声（HIFU）消融AVM 的效果。然而，利用猪颅底血管网来构建的模型均位于硬脑膜外，无法模拟出脑实质继发性出血的临床症状。

2.1.2 鼠模型

鼠模型可用于颅内AVM 的研究。经典的有Morgan 的模型[16]，通过结扎大鼠右侧颈总动脉和颈外静脉的近心端，将两者的远心端行端-端吻合，同时结扎颈外动脉，阻止颅外动脉向颅内供血。瘘口通畅时，周围脑组织处于低灌注状态，瘘口闭塞时，脑组织充血水肿。对该模型检测发现，吻合侧脑血流量减少25%～50%，慢性低灌注状态下可见病灶处的毛细血管密度增加，有些细小的毛细血管缺乏正常的星形细胞足突，提示血脑屏障被破坏。1991 年，Bederson 等[17]将大鼠右侧颈总动脉近心端与颈外静脉远心端吻合，残端结扎，右侧颈总动脉的血液经吻合口流入同侧颈外静脉，然后经颈外静脉反流入横窦，最后经对侧颈外静脉回流。1 周后行病理检查发现大鼠脑组织严重水肿，有多处静脉栓塞、蛛网膜下腔出血。此模型模拟了人AVF 中脑血管盗血和静脉高压特征，并强调这两个因素在AVF 病理生理中的作用[18]。2004 年，Yassari等[19]在锁骨下静脉汇合处结扎左侧颈外静脉（EJV），并与颈总动脉行端侧吻合，血管造影和血液动力学检查表现出与人类AVM 相似的特征。

大鼠模型的病灶存在动脉化静脉，更接近人AVM 的特征，更多地被用在立体定向放射治疗的研究中。高剂量辐射束聚焦于AVM 引起局部DNA 损伤，可引发内皮细胞和平滑肌细胞增殖，并最终形成血栓。曾有研究报道，可溶性组织因子（Soluble tissue factor，sTF）和低剂量脂多糖（Lipopolysaccharide，LPS）在大鼠AVM 模型中选择性地诱导辐照瘘管血管中血栓形成，而辐射区域外的正常血管对LPS 和sTF 有抵抗作用，这可能与组织因子途径抑制剂、血栓调节蛋白、sTF的螯合作用有关[20]。为了进一步验证放射治疗是否可以诱导分子改变，作为血管靶向，使用Yassari 模型，发现放射线可诱导内皮黏附分子如E-选择素的表达，成功地在放射治疗后的动物模型中诱导血栓形成[21]。

2.1.3 其他的动物模型

除上述模型外，还有利用羊、兔等动物的颈动脉-颈静脉吻合建立动物模型。此外，有研究选择犬作为实验动物，切取一段颞浅动脉及一块该动脉的分支所供血的颞肌，用该段颞浅动脉在大脑中动脉的分支和背侧矢状窦之间形成旁路，产生动静脉分流[1]。

2.2 血管发育生物学模型和AVM 自发性动物模型

目前认为，血管生成和动静脉分化异常与AVM 的发生发展息息相关。许多细胞因子及基因被证实在AVM 的形成、生长及破裂出血中有重要作用。

2.2.1 血管生成相关细胞因子

研究发现，很多细胞因子参与了血管生成过程，包括VEGF 家族和Ang 家族等。对AVM 病灶的组织病理研究发现，VEGF、Ang-2 及配体Tie-1 和Tie-2 均高表达[22]。Vates等[23]将VEGF 或Ang-2 注入鹌鹑胚胎正在发育的视顶盖脑室，或联合注射VEGF 和Ang-2，以研究这两种生长因子的累积效应。发现VEGF 和Ang-2 水平的升高均可导致大脑中血管发育异常，出现扩大和变形，甚至出现眶后和脑室内出血、畸形等，这与AVM 在某种程度上的改变相似。在该模型上应用VEGF 的贝伐珠单抗可减少异常血管的数量。

2.2.2 Notch 信号通路相关模型

Murphy 等[24]应用四环素调控系统诱导小鼠胚胎，血管内皮细胞持续激活Notch-4 受体，可获得类似AVM 的改变，包括动静脉分流及血管的扩张，25%的突变表现出神经功能障碍（包括共济失调及癫痫发作）。此外，通过调低Notch-4 受体的表达可减少异常增粗的血管，逆转相关神经系统疾病的表现。Yao 等[25]建立了MGP 基因缺失小鼠模型，MGP 基因缺失通过激活Alk1 引起小鼠脑AVM。这种激活增强了Notch的活性，并通过诱导Notch 配体Jagged 1 和2 来破坏内皮细胞的分化。进一步的研究证实，减少Jagged 1、2 的表达可阻止分化的中断和AVM 的形成。Notch 信号通路与AVM 的发生、发展有着重要联系，利用该信号通路建立合适的动物模型，为研究AVM 的发病机制及治疗方法提供了新思路[26]。

2.2.3 遗传性出血性毛细血管扩张症

遗传性出血性毛细血管扩张症（Hereditary hemorrhagic telangiectasia，HHT）是一种常染色体显性遗传病，主要临床症状包括鼻出血、皮肤和黏膜的毛细血管扩张以及肺、肝和脑等主要器官的动静脉畸形[27]。HHT 中相关突变基因均累及转化生长因子β 信号通路，包括与HHT1 相关的ENG 基因突变，HHT2 相关的ACVRL1 基因突变[28]。最初建立的ENG－/－小鼠模型存在心血管缺陷，且在胚胎中期死亡。ENG－/－胚胎的卵黄囊包含大而易碎的血管，原始心脏垫（即心脏瓣膜的原基）有缺陷，并导致大血管成熟延迟，周围的血管平滑肌细胞（vSMC）较少，ACVRL1－/－小鼠也有类似表现[4]。随后的研究中杂合Eng+/－和Alk1+/k小鼠出现HHT 样血管病变，如鼻出血、毛细血管扩张等，但颅内的自发病变并不明显。在杂合Eng+/g或Alk1+/k1成年小鼠的大脑中施加VEGF 的刺激，可诱导脑微血管发育不良，获得更显著的AVM 模型[29]。这些研究表明，在杂合模型中，血管生成刺激对于血管发育不良的发展是必需的。

为了建立一个更能反映出生后HHT 表型的模型，利用Cre/LoxP 重组系统的条件敲除技术，在计划的时间或预期的细胞中删除目标基因来构建基因敲除模型[30]。用SM22MERGE 转基因小鼠将Eng 在小鼠胚胎发育阶段敲除，加上VEGF 的刺激，在小鼠中枢神经系统出现了类似人类的AVM 病变，包括动静脉分流和自发性出血[31]。Walker 等[32]通过向Alk12LoxP/2LoxP和Eng2LoxP/2LoxP的基底节注射表达Cre 和VEGF 的载体，成功地在成年小鼠大脑中产生了类似人AVM的病变。此外，徐宏治等[33]则利用CRISPR/Cas9 基因编辑技术，条件性敲除ACVRL1 基因诱导脑动静脉畸形的生成，进一步的脑组织标本病理分析验证了敲除ACVRL1 基因来建立中枢神经系统动静脉畸形动物模型的可行性。

较小比例的HHT 患者中有SMAD4 转录因子突变。内皮细胞（EC）特异性SMAD4 敲除小鼠模型（称为SMAD4－iECKO）中，SMAD4 的诱导缺失会导致各种血管异常，包括AVM 的形成。该模型中血管内皮生长因子受体2（VEGFR2）表达水平降低。该研究为HHT 领域提供了一个新的模型，并提供了TGFβ 和VEGF 通路可能在AVM 发病机制中相互关联的证据[34]。后续研究发现，SMAD4 的缺失导致ECs 中血管生成素2（ANGPT2）的转录增加，导致AVM 的形成，血管管径增加，以及EC 形态改变。阻断ANGPT2 的功能可缓解这些血管表型，进一步研究表明ANGPT2 是TGFP 在AVM 形成中的重要下游介质。因此，针对ANGPT2 功能的替代治疗方法可能对减轻遗传性出血性毛细血管扩张症状（如AVMs）有治疗价值[35]。

2.3 散发性AVM 相关基因模型

Bameri 等[36]总结脑动静脉畸形存在着KRAS/BRAF 突变。模型研究显示，RAS/RAF 通路抑制剂可以对中枢神经系统动静脉畸形进行靶向治疗。在此基础上，Park 等[37]用致瘤性KRAS 选择性地过度激活内皮细胞，诱导小鼠形成脑动静脉畸形。Al－Olabi 等[38]在颅外散发型高流量脉管畸形中分别检测到了KRASQ61H,G12V、BRAFV600E和MAP2K1 的镶嵌突变。基于该 发现，Al－Olabi 等将BRAFV600E、MAP2K1 分别注 射 到 斑 马鱼单细胞胚胎中，诱导形成了斑马鱼动静脉畸形模型，表现出血管形成紊乱、血流障碍等病理改变；且用BRAF 抑制剂处理该模型，可发现血流障碍得到了改善。建立基于上述相关基因的AVM 动物模型将极大提升对AVM 发生发展机制的准确认识，也为靶向治疗的研发提供新思路。

2.4 抗体模型

BMP9 和BMP10 是BMPR2/TGF－β 通路的内皮细胞特异性配体，可以阻断整个信号通路。在哺乳期雌性小鼠腹腔注射抗BMP9/10 抗体，经乳腺传递给幼鼠，可在幼鼠血液循环中检测到该抗体，并在视网膜中诱导AVM 样病理改变[39]。该模型已被用于验证他克莫司、雷帕霉素和尼替达尼对不同解剖部位AVMs 的治疗作用[40]。

3 存在问题与展望

机械性的诱发性实验动物模型存在缺陷，如大鼠脑部的脑血管太小，外科操作难度大，且很难获得详细的血管造影数据；猪脑血管系统中的微血管网可用于血管造影研究，但其缺乏动脉化静脉，不适用于动静脉畸形的生物学研究。遗传基因动物模型的AVM 是自发形成的，更接近于人AVM 的自然病程，故更适用于发病机制及药理学等方面的研究。但病变在大小和位置上缺乏均匀性和可重复性，且操作过程复杂、扩展性强、耗时长。

AVM 的建模方式多种多样，但至今仍然缺乏完整的由病因而制作的理想模型，以用于AVM 发生发展机制、血流动力学、治疗方式等的研究，且目前已有的动物模型大部分是用于颅内动静脉畸形的研究，颅外动静脉畸形的动物模型极其少见。因此，相关研究应聚焦于进一步完善已有的模型，并开发新的自发性动物模型用于研究。