董俊杰，曾宇翔，富昊伟，张馨月，杨长登，李友发*

(1.嘉兴市农业科学研究院，浙江 嘉兴 314016；2.中国水稻研究所，浙江 杭州 311400)

水稻纹枯病是由立枯丝核菌(RhizoctoniasolaniKühn)引起的一种土传性真菌病害[1]。近年来，随着气候的变化、氮肥用量的增加以及矮秆、密植的高产栽培技术的推行，纹枯病的危害日趋加重。据全国农业技术推广服务中心统计，2020年我国纹枯病整体偏重发生(4级)，发病面积达0.173亿hm2，位居三大病害之首。

目前，水稻纹枯病的防治主要依赖化学杀菌剂和栽培措施。从保护环境和节约成本的角度来看，培育稳定的抗纹枯病的水稻品种是最根本的防治方法。近年来，随着一些研究方法的改进和新技术的应用，水稻纹枯病抗性研究已取得了一些进展。本文对水稻纹枯病菌的致病机制、抗性种质资源的鉴定、抗性QTL定位以及抗性相关基因最新研究进展进行了总结，并对未来水稻纹枯病的研究进行了展望，旨在为今后水稻纹枯病抗性育种提供重要参考。

1 水稻纹枯病致病病菌与致病机制

1.1 水稻纹枯病病菌的分类与特点

1858年，Julius Kühn首次在患病的马铃薯块茎上发现了这种真菌，并将其命名为R.solani[2]。Parmeter等[3]根据不同菌株间菌丝的融合性对其进行了分类。目前共报道了14个不同融合群(AG1-AG13和AGBI)，它们在菌落形态、寄主范围、侵染性和营养需求等方面表现出较大的差异[4]。Sneh等[5]基于菌核的序列同源性和菌核的大小与形状进一步将AG1融合群细分为IA、IB和IC 3个亚组，其中立枯丝核菌(AG1-IA)作为主要类群最常被报道。立枯丝核菌具有宽寄主和强腐生性的特点，除引起水稻纹枯病外，还侵染玉米、大豆、花生、甘蔗、棉花、马铃薯等许多作物，其可以潜伏在土壤和茬口中越冬，当气候适宜时再次感染健康的水稻[6-7]。

1.2 水稻纹枯病菌的致病机制

立枯丝核菌在侵染过程中能形成专门的侵染结构，便于其侵入寄主体内。目前普遍认同的是，其通过分泌细胞壁降解酶和毒素等，破坏宿主细胞壁，改变细胞内外渗透压，影响寄主在恶劣环境中生存的能力[8]。在侵染后期，立枯丝核菌菌丝会产生胞外降解酶，比如，果胶分解酶(pectinolytic enzymes)、纤维素分解酶(cellulolytic enzymes)等，对水稻组织造成损伤，表现出叶鞘或叶片发黄的症状[9]。纹枯病菌产生的毒素主要是葡萄糖和半乳糖等糖类物质，能在很低浓度下诱发植物病害，其进入寄主后，本身不会建立新的生理生化过程，只是通过影响植物光合作用、水分运输及各种酶或蛋白质的活性等，降低寄主对病原菌的抵抗能力[10]。Ghosh等[11]在感染叶片组织中观察到叶绿体超微结构发生变形，导致光合效率的降低，基于GC-MS的代谢产物谱显示糖酵解和TCA循环中间产物的大量积累，显示呼吸作用增强，一些芳香和脂肪族氨基酸以及苯丙中间体也被积累，表明在发病过程中诱导了次生代谢。随着转录组和RNA测序技术的发展，已鉴定出大量的纹枯病菌与寄主互作的蛋白。Xia等[12]研究发现，纹枯病菌关键致病基因的选择性剪接是其重要的致病调节手段，对不同感染时期的病原菌进行转录组测序，筛选出了许多致病相关基因，包括调控次生代谢蛋白、水解酶和MAPK信号通路相关蛋白等的基因。Chen等[13]对侵染水稻叶片后10、18、24、32、48和72 h的6个RhizoctoniasolaniAG1 IA样本进行RNA-seq分析，并利用RhizoctoniasolaniAG1-IA的基因组序列(10 489个基因)和注释信息建立数据库，为基因功能、致病因素和分泌蛋白的研究提供了有效途径。

2 水稻抗纹枯病种质资源的筛选

我国在20世纪70年代初就开始对大量的水稻种质资源进行纹枯病抗性的筛选[14]。湖南省农业科学院连续8年鉴定了不同国家和地区的24 000份栽培稻和野生稻，未发现完全免疫或抗病性水平较高的品种，仅有少数中抗品种[15]。左示敏等[16]以5份比较抗的品种为对照，以改进的带菌木质短棒为接种物、以基于“叶枕高”的“0～9”级病级指标为标准，对水稻5个类群和1个混合类群的299份品种进行了温室苗期纹枯病抗性鉴定，未发现免疫和高抗品种，中抗以上品种比例仅为36.5%，多数品种为中感至高感水平。Zeng等[17]采用大田鉴定的方法，对15个国家的273份水稻材料进行了多年鉴定，筛选到一份稳定表现抗的品种GD66。另外，也有报道对深水稻材料、寒地水稻材料等进行纹枯病抗性鉴定，但都未发现免疫或高抗纹枯病的抗源材料[18-20]。

国外研究水稻纹枯病的国家，主要是一些水稻种植国，多集中在印度、印度尼西亚、日本、菲律宾等国家。Prasad和Eizenga[21]用3种不同的接种鉴定方法对73份水稻种质资源进行评价，鉴定出7份中等抗性材料。国际水稻研究所对233份水稻材料进行纹枯病抗性鉴定，仅发现29个材料有中等抗性，未发现高抗免疫材料[22]。Persaud等[23]在温室条件下对101份水稻材料在2个地点的5个环境内进行纹枯病抗性鉴定，筛选出4份比较抗的品种G98-135、FG07-35、GRDB-12 和BR-444。

从以上报道可知，无论是国内还是国外，至今未发现免疫和高抗的种质，只筛选到少量抗性水平较高的种质或品种。目前公认的抗的种质有Jasmine85、特青、LSBR-5、LSBR-33、YSBIR、扬稻4号、窄叶青8号、华粳3号、武粳15、扬辐粳7号等。在这些具有部分抗性的种质资源中，由于其综合性状不良、抗性不稳定等诸多因素，难以在生产上直接利用。

3 水稻纹枯病抗性QTL定位

水稻纹枯病抗性是由数量性状基因座(QTL)控制的数量性状[24]。前人对水稻纹枯病抗性进行了大量的筛选工作。在此基础上，选择抗感差异的材料构建遗传分析群体，定位了大量的纹枯病抗性QTL。Zeng等[25]对2010年之前所鉴定的纹枯病抗性QTL做了总结，本文对之后所鉴定的纹枯病抗性QTL进行总结(表1)。

表1 在不同群体中鉴定的纹枯病抗性QTL

Fu等[26]构建了HH1B/RSB03的重组自交系群体，经过2个地点的田间表型鉴定，共定位28个纹枯病抗性QTL，分布于1、2、3、4、5、6、7、8、9染色体，其中qSBR2-2和qSBR9是新的位点。Nelson等[27]构建了MCR10277/Cocodrie的双单倍群体，在田间和温室进行纹枯病抗性鉴定，定位到来自MCR10277的4个纹枯病抗性QTL。Eizenga等[28]首次以2份野生稻亲本为供体亲本，美国水稻品种孟加拉(Bengal)为轮回亲本，建立了2个高级回交群体，通过2年的田间接种实验，都检测到了qShB6。Liu等[29]利用Lemont/Jasmine 85重组自交系，在9号染色体上定位1个被许多研究者报到的位点qShB9-2，在2号染色体上的RM221和RM112标记之间鉴定了1个新的纹枯病抗性QTL，qSB2.2。Zuo等[30-31]采用田间纹枯病接种鉴定，通过构建不同的染色体片段置换系将qSB-11LE精细定位于74 kb区间内，将qSB-9TQ精细定位于146 kb区间内，并对区间内的候选基因进行了注释。Liu等[32]利用深水稻品种RSB02与HH1B构建了重组自交系群体，采用苗期温室纹枯病接种鉴定，共定位到37个纹枯病抗性QTL，其中，qDR4是1个新的位点，位于3号染色体RM1155～RM5757。Yadav等[33]利用杂交组合BPT-5204/ARC10531构建2个定位群体(F2和BC1F2)，室内成株期纹枯病接种鉴定，共定位到5条不同染色体上的9个纹枯病抗性QTL，与前人研究结果比较发现，qshb1.1、qshb7.1、qshb7.2和qshb8.1是新的位点。Wen等[34]利用Yangdao4/Lemont的F2群体，采用大田纹枯病接种鉴定，定位到了2个新的QTL位点：qSBL7和qSBD12-2。Goad等[35]利用2个杂草稻与籼稻品种DGWG构建了重组自交系群体，通过2年的纹枯病抗性田间鉴定，定位到2个新的QTL位点，qShB1-2和qShB4。

近年来，也有研究者通过关联分析发现了一些标记位点与水稻纹枯病抗性显著相关。Jia等[36]采用155个分子标记对217份水稻材料进行基因型检测，苗期微室法进行纹枯病抗性鉴定，关联分析检测到10个与纹枯病抗性显著相关的分子标记，分布于1、2、4、5、6、8和11号染色体。孙晓棠等[37]同样采用苗期微室法进行纹枯病抗性鉴定，用144个SSR标记对456份水稻材料进行基因型检测，利用GLM、MLM(Q+K)、MLM(PCA+K)3种模型进行关联分析，有13个分子标记在2个以上模型被检测到，单个位点表型变异解释率为1.8%～8.4%。Lvavle等[38]采用63个SSR标记对134份水稻材料进行基因型鉴定，室内成株期进行纹枯病抗性鉴定，关联分析共检测到21个分子标记与纹枯病抗性显著相关，并发现在水稻品种Tetep的8号染色体上标记RM337和RM5556区间内可能存在纹枯病抗性QTL。Chen等[39]对299份水稻材料进行纹枯病抗性全基因组关联分析，在3个环境中共检测到11个显著的SNP位点，其中qSB-3和qSB-6区域在3个环境中被重复检测到。Wang等[40]对259份水稻材料进行了苗期、分蘖期以及孕穗期纹枯病抗性的鉴定，通过基于SNP和Hap的全基因组关联分析，发现了大量候选基因；随后通过WGCNA分析以及不同接种时间抗感材料的转录组分析，鉴定到653个与纹枯病抗性显著相关的基因；进一步通过过表达和RNAi验证发现，过表达OsRSR1和OsRLCK5能显著提高水稻纹枯病抗性，而RNA干扰OsRSR1和OsRLCK5的水稻植株对纹枯病的抗性显著降低。

4 水稻纹枯病抗性相关基因

由于抗纹枯病水稻种质资源的缺乏，传统的育种手段难以选育出纹枯病抗性品种。利用基因工程技术对纹枯病抗性相关基因进行改造，是开展纹枯病抗病育种的有效手段之一。近年来，研究者们从水稻中分离和鉴定了许多纹枯病抗病相关基因。

几丁质是真菌细胞壁的主要成分之一。Lin等[41]在启动子CaMV 35S下，首次将含有几丁质酶基因chi11的1.1 kb内源DNA片段转入到籼稻品种ChinsurahBoroⅡ中，发现转基因植株纹枯病抗性与几丁质酶的表达量有关，且接种纹枯病菌后发病较对照植株轻。Baisakh等[42]利用粒子枪轰击技术和花药培养获得了转几丁质酶基因chi11的纯合水稻植株，同样发现转基因植株的纹枯病抗性显著增强。Data等[43]将水稻几丁质酶基因RC7转入到的籼稻品种IR72和IR64，在接种纹枯病菌后不同时间调查病情，发现转基因植株较对照病情进展慢，且病斑更小。

木质素是植物细胞壁结构完整性的重要组成成分，木质素沉积使植物细胞壁能够抵抗病原物的侵染。同时，在木质素合成过程中所产生的一些酚类和自由基等，可以通过影响病原菌生理相关酶的活性，降低病原菌的侵染能力[44]。肉桂醇脱氢酶(cinnamyl alcohol dehydrogenase，CAD)参与水稻木质素合成的多个步骤，敲除CAD家族基因OsCAD8B的水稻植株的木质素含量比对照低，且更容易被纹枯病菌感染[45]。多聚半乳糖醛酸酶(polygalacturonase，PG)是纹枯病菌产生的纤维素酶之一[46]。OsPGIP1编码多聚半乳糖醛酸酶抑制蛋白(polygalacturonase inhibiting proteins，PGIP)，能抑制PG的活性。前人研究表明，过表达OsPGIP1的水稻植株对纹枯病菌的抗性明显增强，且不影响其他农艺性状[47-48]。OsPGIP2与OsPGIP1同源，但本身不具备PGIP的活性。Chen等[49]鉴定到1个在L233F上缺失的OsPGIP2L233F突变体，使OsPGIP2表现出对PG的抑制能力，过表达OsPGIP2L233F水稻植株较对照植株纹枯病抗性增强，且在农艺性状和产量上无显著差异。

病原菌与寄主的互作是一个极其复杂的过程。病原菌通过侵染寄主植物来获取养分，尤其是糖分。Gao等[50]研究发现，纹枯病菌通过诱导OsSWEET11的表达来获取营养，OsSWEET11突变体的植株对纹枯病菌的敏感性较低，而过表达OsSWEET11的植株对纹枯病菌敏感性较高。OsOSM1编码一种渗透蛋白，属于水稻PR-5家族。Xue等[51]研究发现，在抗纹枯病品种YSBR1中，纹枯病菌会强烈诱导OsOSM1的表达，而在感病品种徐稻3号中不诱导，在徐稻3号中过表达OsOSM1，显著提高了其对纹枯病的抗性。Molla等[52]研究表明，过表达水稻草酸氧化酶基因OsOXO4，能增强植株对外源草酸的耐受力，有效增强水稻纹枯病抗性且未影响其他农艺性状。Karmakar等[53]在水稻中同时过表达OsOXO4和OsCHI11，发现过表达的转基因植株被纹枯病菌侵染后，PR相关基因的表达量较野生型明显增加，离体叶片接种的病斑显著低于野生型。Cao等[54]研究发现，叶绿素合成相关基因的表达在感病材料Lemont中会受到纹枯病菌的抑制，而在抗病材料YSBR1中受到的抑制明显减少，进一步发现，在粳稻中沉默叶绿素代谢基因OsNYC3，纹枯病抗性显著增强，且主要农艺性状没有变化。

植物对病原菌的免疫方式会受到茉莉酸(JA)、乙烯(ET)、水杨酸(SA)、脱落酸(ABA)等激素的调控[55]。WRKY家族基因是SA、JA抗病信号途径中重要的转录因子[56]。Wang等[57]研究发现，纹枯病菌侵染水稻后，OsWRKY4的表达量显著增强，过表达OsWRKY4的水稻植株纹枯病抗性增强，与JA和ET响应相关的一些防御相关基因，如PR1a、PR1b、PR5和PR10/PBZ1的表达也会升高。Peng等[58-59]研究发现，过表达OsWRKY30 和过表达OsWRKY80的转基因株系纹枯病抗性均显著增强，且内源性JA的积累会增加。John等[60]研究发现，转录因子OsWRKY13以TIFY9作为媒介影响丝裂原活化蛋白激酶(mitogen-activated protein kinase，MAPK)，调控水稻纹枯病抗性。OsACS2编码的1-氨环丙烷-1羧酸合成酶，是催化乙烯生物合成的限速酶，过表达OsACS2的水稻植株纹枯病抗性显著增强[61]。OsASR2编码ABA-胁迫-成熟诱导蛋白，在水稻中过表达OsASR2，能激活含有GT-1的基因，如Os2H16的表达，增强对纹枯病菌的抗性[62-63]。

5 展望

每年由纹枯病导致的水稻产量损失达10%～40%，已成为水稻种植的重大威胁。目前，关于水稻纹枯病抗性相关的QTL已经有很多的报道，尚未克隆到控制水稻纹枯病抗性的主效基因，仅发现少量基因能调控水稻纹枯病抗性。未来对纹枯病的研究应重点关注以下几方面的内容。

抗病QTL的精细定位对群体大小和表型鉴定精度的要求高，而水稻纹枯病又易受到环境因素的影响[17]。因此，进行多环境、多群体的重复试验，挖掘可靠的纹枯病抗性QTL。对经过多次重复验证定位到的纹枯病QTL，可以开发紧密连锁的分子标记，开展分子标记辅助选择育种，评估其应用价值。

随着芯片和测序技术的不断发展，全基因组关联分析(GWAS)已成为挖掘自然变异的重要手段。之前关于纹枯病抗性基因的挖掘，大多采用连锁分析，少数采用低密度的分子标记的关联分析，只有2项研究基于全基因组关联分析。GWAS不会受到连锁分析作图群体基于少数亲本的限制，其群体来源广且含有更多的遗传变异。GWAS的缺点是假阳性较高且会丢失稀有等位基因，未来可以通过GWAS和连锁分析的联合分析来挖掘纹枯病抗性基因。

深入解析水稻纹枯病抗性的遗传调控机制，并借助现代基因组育种技术培育抗纹枯病的水稻品种，是防治纹枯病最根本的途径。转基因技术和基因编辑技术已广泛应用于创建优良的水稻育种材料[64-65]，到目前为止，研究已发现，一些基因可以调控水稻纹枯病的抗性，但利用这些基因创建出农艺性状好且纹枯病抗性强的材料较少。普遍认为，单个基因的转入不足以提供足够的纹枯病抗性水平[66]。因此，找到合适的基因组合，对水稻生产上常用品种进行纹枯病抗性的改良是今后研究的重点。