陈培强，张果，宇凌

（1.山东省菏泽市定陶区动物卫生监督所，山东菏泽274000；2.山东省菏泽市定陶区马集镇政府，山东菏泽274000；3.山东省菏泽市动物疫病防控控制中心，山东菏泽274000）

伪狂犬病（Pseudorabies，PR），也称奥耶斯基氏病（Aujeszky's disease），牛发病又称“疯痒病”（mad itch），是由伪狂犬病病毒（Pseudorabies virus，PRV）引起的一种急性传染病，可导致多种家畜如猪、牛、羊、犬、家兔和野生动物如水貂、狐、小鼠等发病[1]。PR的传播途径十分广泛，其主要的传播方式是直接接触传播，也可通过带有病毒的空气飞沫传播此病，由呼吸道、皮肤伤口、消化道等侵入机体。PRV的自然宿主和传播者是猪，其主要传染源为病猪、隐性不发病带毒猪以及带毒鼠类[2]。临床上，不同年龄阶段的猪感染PRV后，表现出不同的症状。育肥猪表现为僵猪、生长发育迟缓，料肉比高；保育猪和新生仔猪常表现出典型的神经症状、顽固腹泻以及呼吸系统综合征，病死率高；公猪常表现为辜丸肿胀或萎缩，种用功能降低甚至丧失；母猪感染多表现为产死胎、木乃伊胎、流产等繁殖障碍性疾病[3]。

1 病原学

1.1 PRV的分类和形态结构

PRV主要由囊膜、衣壳、核心组成，外形为椭圆形或圆形，其粒子直径为150～180 nm[4]。PRV属于疱疹病毒科，甲型疱疹病毒亚科，水泡病毒属的猪疱疹病毒I型[4]。PRV的基因组大小约为150 kb，是线性双股DNA分子，由长独特区（UL）、短独特区（US），以及US两侧的末端重复序列（TR）与内部重复序列（IR）组成。

PRV基因组的G+C含量是疱疹病毒中最高的，可高达73%[5-6]，至少包含了70个基因，可编码70～100种病毒蛋白[7]。PRV的基因组能够表达在感染机制中充当不同作用的调控蛋白，主要由囊膜层蛋白和中间层控制其致病性[8]。目前已发现了分泌蛋白gG和10种病毒囊膜蛋白gH、gM、gK、gE、gL、gI、gC、gB、gD和gN。10种病毒囊膜蛋白在病毒感染、病毒和细胞的相互作用等病理过程和免疫原性中分别发挥着特殊的作用[9]。这些糖蛋白可根据其在病毒复制过程中具有的不同作用分为非必需糖蛋白和必需糖蛋白。其中gB、gD、gH、gK和gL为必需糖蛋白，是在PRV复制过程中不可或缺的；而非必需糖蛋白并非PRV复制过程中所必需，包括gC、gG、gE、gM、gI和gN。

目前尚不了解gG蛋白在病毒的吸附和扩散过程中所起的作用，但其在病毒的免疫逃避功能中不可或缺[10]。gD蛋白主要在病毒的吸附过程中起着关键性作用，可结合肿瘤坏死因子激发膜融合机制，促使病毒囊膜和受体细胞质膜进行融合[11-13]。位于PRV基因组短独特区（US）的gE和gC蛋白分别主要参与PRV内毒素的表达[11]以及病毒诱导机体产生免疫反应的过程[14]。gB蛋白在疱疹病毒科糖蛋白中是最保守的，其位于PRV基因组长独特区（UL），是病毒感染扩散过程中不可或缺的糖蛋白[15-16]。

1.2 PRV的理化特征

目前，PRV只发现一种血清型，但在不同地区所分离出的毒株都毒力和生物学特性存在差异。豫A株、鄂A株、闽A株、SR株等是我国目前所分离出的病毒株，也属于同一个血清型[17]。

PRV虽然能够在多种细胞上进行增殖，但在不同类型的细胞中增殖所表现出的敏感性不相同。通过学者们的不懈努力，发现目前最适合该病毒增殖的是猪肾细胞和兔肾细胞。但是增殖过后，这两种细胞的形状却表现出很大的差异性。猪肾细胞感染后，细胞固缩、变圆，不产生合胞体，细胞折射率增加；兔肾细胞感染PRV病毒后，有的细胞中度变圆，有的形成巨大的合胞体。PRV也可在动物身上进行接种增殖，在1日龄小鼠和兔子身上进行接种，但两者接种后的敏感性差别不明显。PRV生命力顽强，在适宜的条件下能够长久存活，要在55～60℃保持30～50 min或80℃保持3 min将其灭活[18]。但是PRV对紫外线照射以及某些消毒剂敏感，如次氯酸钠0.5%、酚类5%均能使病毒在10 min内失去活性，太阳直射该病毒，也能使病毒失去活性。

1.3 PRV的致病机理

通常情况下，自然感染PRV的猪通常通过口鼻等途径感染，在上呼吸道上皮细胞内完成PRV的复制。

PRV在宿主细胞内进行增殖的过程中，首先是gC糖蛋白与受体的结合，然后通过gD、gH、gL、gB等糖蛋白的作用下完成复制，之后通过淋巴和血液循环进入机体的不同器官，完成扩散。此外，PRV还会从早期的复制部位直接侵入到嗅觉神经末梢、三叉神经等部位，从而进入中枢神经系统，引发脑炎症状[19-20]。

PRV的致病性强弱与接种病毒量、感染方式、PRV毒株和猪日龄等均密切相关[21]。研究表明，不同接种方式感染的易感动物，其症状具有很大差异性。通过支气管内、肌肉注射、胃内、脑内等部位接种PRV与自然感染相比，其症状差异性很大，但人工鼻内接种PRV与自然感染相比，其症状基本相同。猪日龄也是影响PRV致病性强弱的重要因素，如抵抗力较弱、易感染PRV的仔猪、保育猪随着日龄增大，会不断增强其对PRV的抵抗力。感染PRV弱毒株的成年猪，通常没有明显的临床症状，大多数都能够耐过。但感染了PRV强毒株的猪，不论日龄大小均表现出一定临床症状[22-23]。

2 猪伪狂犬病的流行病学

2.1 传染源

PRV的主要传染源包括病猪、带毒猪以及带毒的鼠类，猪是其主要贮存宿主和传播宿主。

PRV主要由感染猪的鼻涕、唾液、尿液和乳汁等途径排出体外[24]，而健康猪一旦接触病猪或其污染的水、饲料、粪便、环境中的各种器具等就会发生感染。成年猪感染后，一般不表现出明显的临床症状，但会长期带毒、排毒，进而导致PRV的大面积感染[25]。

2.2 传播途径

PRV的主要传播途径是口鼻分泌物、精液和乳汁等，通过自然接触、呼吸道、消化道、配种等多种方式进行传播[26]。此外，粪便、尿液、污染水和饲料等都含有PRV，研究证实，作为一种介质，空气也可以传播该病，被PRV污染的空气至少能够随风传到9 km以外，感染健康猪群[27]。

2.3 易感群体

PRV能够在自然条件下感染多种动物发病，可感染鼠、兔、猫、犬、羊、水貂、狐等动物[28-29]。豚鼠、小鼠、家兔等实验动物都易感，又以家兔最敏感。之前对于PRV能否感染人类一直有争议，通常认为人对PRV具有天然抵抗力[30]。Von等研究表明，有疑似PRV感染人的报道，但确诊依据不足[31-34]。2018年，Ai等首次在基因水平上确诊了PRV感染人，且感染毒株与近年在我国流行高毒力变异株高度同源[35-37]。经过流行病学的调查，发现患者在发病之前曾与猪场污水接触，之后患者主要症状表现为眼内炎，通过特异性PCR检测与血清学PRV抗体检测相结合，患者确诊感染。同年，赵伟丽等使用流行病学史结合临床症状及脑脊液二代测序的方法，也确诊4人感染PRV[38]。至此，人类可以被PRV的变异株跨越物种界限感染已被确定，所以PRV的综合防控十分必要。

3 猪伪狂犬病的诊断

3.1 猪伪狂犬病血清学检测

3.1.1酶联免疫吸附试验（ELISA）

ELISA的特点是特异性强、敏感性高，可同时进行大批量样品的检测，并在3～4 h内可得出试验结果，广泛应用于PR的临床诊断中。ELISA包含了间接法、竞争法、双抗夹心法以及一些最近发展改良的方法[39]。通过因基因缺失疫苗免疫动物不能产生针对缺失蛋白抗体的特点，ELISA可将自然感染野毒与注射疫苗产生的血清学PRV阳性猪进行区分。

3.1.2中和试验

PRV血清中和试验是世界动物卫生组织（OIE）的法定诊断方法，其特异性、敏感性较好。其原理是PRV与特定的免疫血清进行中和，通过感染毒力的强弱来判断免疫血清中和病毒的能力。但由于其技术条件要求较高、时间较长，故而主要用于实验室研究。

3.1.3乳胶凝集试验

乳胶凝集试验是利用胶乳颗粒具有吸附蛋白质等大分子物质的特性来包被抗原，检测血清中是否含有PRV抗体的试验方法。通过待检血清中抗体和抗原结合发生凝集反应来判断是否感染PRV。操作比较简便，用时很短，在防疫工作被广泛应用[40]。

3.2 病原检测

3.2.1分离鉴定

患病动物的病料组织以扁桃体和脑组织最为理想，但其他病料组织如、心、肾、肺、肝、脾等均可用于病毒的分离。处理后的病料可直接接种仓鼠肾传代细胞（BHK-21）、鸡胚成纤维细胞（CEF）或猪肾传代细胞（PK-15和IBRS-2）等敏感细胞，典型的细胞病变在接种后24～72 h即可出现。再用标准阳性血清和分离到的病毒中和试验确诊。此方法用来诊断PR虽然可靠，但费时费力，不符合实际生产的需要。

3.2.2组织切片荧光检测（FA）

组织切片荧光检测是用免疫荧光抗体来检测制成冰冻切片或压片的病料，试验结果可通过荧光显微镜观察得到。之后，黄骏明等又建立了用以检测PRV的直接FA技术，用活体病猪或病死猪的病料组织进行涂片，使用免疫荧光抗体检测，检出率高达95%以上，用时也较少，可控制在几小时之内[41]。该方法对于新生仔猪，其敏感性与病毒分离鉴定差异很小，对于育肥猪和成年猪，该方法不如病毒分离敏感。

3.2.3 PCR检测技术

检测PRV的PCR方法是由Belak等率先建立[42]。PCR检测技术原理是提取患病动物病料中PRV，进行基因扩增，从而确诊PR。PCR检测技术与病毒分离鉴定相比，能同时检测大批量的样品，具有特异性强、敏感、快速等优点，并且能进行活体检测，非常适合于临床诊断。

4 猪伪狂犬病的防控与净化

4.1 猪伪狂犬病的综合防控

猪伪狂犬病防控的关键涵盖了生产、防疫、生物安全等各个方面。任何传染病的防控都需要从控制传染源、切断传播途径、保护易感动物来入手，因此，应综合考虑猪伪狂犬病的防控。

4.1.1生产管理

猪场在饲养管理上应尽量坚持自繁自养，实行分区饲养和全进全出的生产模式，合理调整养殖密度和分群饲养，可降低群体间相互传播疫病的风险。猪场首先要建立猪伪狂犬病的监测计划，及时掌握猪伪狂犬病的流行现状、免疫保护水平及相关风险因素，要定期进行病原学和免疫抗体监测以及野毒感染与疫苗免疫鉴别诊断检测，适时调整控制策略。猪场还应建立完善的引种、隔离、免疫、疫情报告、淘汰、投入品（饲料、兽药、生物制品）、兽医诊疗与用药、病死猪无害化处理和消毒等防疫制度，加强生产制度的管理。猪场还要做好档案的记录管理，确保疫病的可追溯性，包括兽医管理（诊疗、引种、检测、免疫、用药、淘汰、病死猪无害化处理）生产管理（生长、保育、配种、怀孕、产仔）等记录。在免疫制度和生物制品管理上要严格要求，防止因为使用和存放猪伪狂犬病疫苗或人员操作不当而造成免疫失败。

4.1.2防疫管理

猪场应根据区域内猪伪狂犬病的疫苗情况、流行情况等制定合理的免疫程序，分阶段和种群、有步骤的进行免疫，同时建立猪场的免疫档案。规模化养猪场还应建立PR的监测计划，定期进行病原学和免疫抗体检测以及野毒感染与疫苗免疫鉴别诊断检测，及时掌握流行现状、免疫保护水平及相关风险因素，并适时调整控制策略。现阶段主要依赖疫苗免疫进行PR的防控，市场上用于防控的疫苗有弱毒疫苗、灭活苗、亚单位苗、基因缺失疫苗、基因疫苗、病毒载体重组疫苗等。

1979年我国开始引进Bartha-K61株疫苗，疫苗的大规模应用在一定程度上控制了PR疫情。但PRV毒株在2011年之后发生了变异使得防控的局面更加严峻，即使猪场免疫过疫苗，仍然会疫情发生。经研究，传统的Bartha-K61疫苗已经不能对当前中国猪群中的流行株提供完全的保护力[43-45]，但也有研究表明，通过增加传统的Bartha-K61株疫苗的免疫次数对猪群仍有完整的保护力[46]。此外，HB-98株或基因缺失三联疫苗SA215株也不能保证提供有效的保护力，gE/gI/TK缺失疫苗、灭活的gE/gI/TK缺失疫苗、gE/gI缺失疫苗的有效性和安全性也需要进一步研究[47-49]。

4.1.3生物安全管理

加强生物安全控制措施，对PR的防控也起着至关重要的作用。首先应严格做好猪场环境的消毒。选择对PRV敏感的消毒剂，如酚类、氯仿、乙醚、酒精等消毒剂，定期对生活区、生产区以及生产区周围环境进行消毒。消毒时应保证消毒剂的有效成分浓度，并定期更换不同种类的消毒液，以确保消毒效果。除日常预防性消毒外，还应根据本地区动物疫病流行情况确定是否增加消毒频率，为防止外来疫病传入还应严格控制人员和车辆出入。

其次是做好病死猪的无害化处理。任何原因病死的猪，都要按照《病害动物和病害动物产品生物安全处理规程》来进行无害化处理，减少疫病传播风险。养殖场内还应禁止饲养猫、狗、禽等其他动物，定期做好灭鼠工作，降低猪伪狂犬病的传播风险。

最后，养殖场户应做好种源管理。养殖场户应尽量坚持自繁自养，确实需要引种时，所引种源需从获得农业部净化评估认证的种猪场引种，种源都应来自具有《种畜禽生产经营许可证》的种猪场，包括从国外引进的精液、种猪也应符合相关规定，减少PR垂直传播的几率。此外，要严格的隔离所引种猪并检测，隔离天数足够并确定猪群没有相关疾病时，方可投入生产。

4.2 猪伪狂犬病的净化

强农惠农政策有效实施，畜牧业标准化、规模化、产业化以及区域化不断发展，养殖生产、生产效益中动物疫病的影响也日益突出。规模养殖企业和养殖经营者要提高效益和不断谋求发展，免疫结合诊治和扑杀的综合防控措施已不合时宜。动物疫病难以通过免疫政策消灭或消除，必将对养殖动物的生产繁育和健康产生持续的危害，养殖者经营成本和风险也不断增加。有实力和条件的种畜禽场和规模化养殖企业为了摆脱这种境况，积极开展相关动物疫病的净化，国家和政府顺应民意也尝试探索区域内动物疫病的净化模式和措施。

4.2.1国外猪伪狂犬病的净化

要想从真正意义上控制PR，必须实施PR的净化。通过总结国外猪伪狂犬病的净化经验，均经历了免疫、检测、淘汰、净化的过程。比如荷兰在1993年启动的PR根除计划[50]主要分三个阶段，先是净化各个猪场，然后净化各区域，最后控制各区域以达到净化的目标。美国在1988年制定的PR的根除计划，分为五个阶段，即准备阶段、控制阶段、强制性猪群净化阶段、监控及监督阶段、无病阶段[51]。1989年德国实施的PR净化，也经历了“免疫—检测、淘汰—再免疫—再检测、淘汰—无疫”等阶段。

4.2.2国内猪伪狂犬病的净化

国家在《国家中长期动物疫病防治规划（2012—2020年）》中提出：实施分病种、分区域、分阶段的动物疫病防治策略，有计划地控制、净化和消灭严重危害畜牧业生产和人民群众健康安全的动物疫病，PR被明确列为优先控制并净化的疾病[52-54]，要求全国的原种猪场到2015年达到净化标准，所有种猪场到2020年达到净化标准。

目前国内对PR的净化也有了积极的探索和成效，截至2018年12月全国《猪伪狂犬病净化示范场》创建成功的共有22个猪场。种猪场的净化标准是连续两年无临床病例，抗体合格率90%，病原学监测结果连续1年以上无阳性。我国目前净化PR首先针对的是种猪场，同时向规模化养猪场逐步推进。我国种猪场PR的净化方案内容由6个不同阶段组成，即：调查阶段、强化免疫控制、检疫淘汰、全部或部分清群、监测认证阶段和维持阶段，种猪场可根据实际情况分阶段逐步实施。采取淘汰野毒感染猪群，实施高密度免疫假定阴性猪群，同时加强提高综合饲养管理水平和消毒等措施的方式开展国内的猪伪狂犬病净化工作。